沙门氏菌血清分型及耐药机制研究进展

王贤文 赵丽媛 张瑞雪 邹明 邵长军 刘刚

摘要：沙门氏菌（Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ）是常见的能引起食源性疾病的人畜共患病原菌，其抗生素耐药性已成为全球公共卫生安全面临的主要挑战之一，严重危害公共健康和食品安全。 文章重点阐述了近年来常见的沙门氏菌血清型及血清型分型技术研究进展，并对兽医临床主要抗菌剂的耐药机制进行综述，为进一步了解我国沙门氏菌优势血清型及其对各类药物的耐药机制、降低细菌耐药性的发生和传播、预防食源性污染提供理论支撑，也为沙门氏菌感染溯源及防控提供参考。

关键词：沙门氏菌；血清型；分型方法；耐药机制

中图分类号：Ｓ８５２.６１文献标识号：Ａ文章编号：１００１－４９４２（２０２４）０１－０１７４－０７

沙门氏菌（Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ）是造成伤寒、副伤寒等食源性疾病的重要人畜共患病原菌，为革兰氏阴性兼性厌氧菌，隶属肠杆菌科。 沙门氏菌传播广泛，是导致食源性疾病暴发的主要原因，严重危害人类和动物健康。 人、畜禽感染沙门氏菌后出现的症状有一定差异，从轻微的无症状定植到自限性腹泻病，严重的可导致全身感染甚至死亡，这些症状的差异取决于所感染的血清型的毒力和宿主的免疫状态[１] 。 如肠炎沙门氏菌（Ｓ. Ｅｎｔｅｒｉｔｉｄｉｓ）等非伤寒血清型会引起动物胃肠炎，主要临床症状为腹泻，然而在某些情况下，非伤寒血清型也可能引发严重的系统感染，尤其是对免疫功能低下的群体，易引发败血症甚至死亡[２] 。 伤寒血清型，如伤寒沙门氏菌（Ｓ. Ｔｙｐｈｉ）、副伤寒沙门氏菌（Ｓ. Ｐａｒａｔｙｐｈｉ）和鸡沙门氏菌（Ｓ. Ｇａｌｌｉｎａｒｕｍ），通常会在特定宿主或免疫能力较弱的个体中引起伤寒，如果没有得到适当的治疗，其全身感染可能是致命的。

沙门氏菌可通过动物或动物性食品传播，引起人类感染发病。 据统计，鼠伤寒沙门氏菌（Ｓ.Ｔｙｐｈｉｍｕｒｉｕｍ）和肠炎沙门氏菌作为食源性病原体，每年导致全球约９ ４００ 万人胃肠炎发病，死亡人数达１５.５ 万人[３－４] 。 此外，据报道，以人类为宿主的特异性伤寒沙门氏菌每年可导致全球超过２０ 万人死亡[５] 。 沙门氏菌病不仅严重危害人畜健康，同时造成巨大的经济损失。 研究表明，美国每年因沙门氏菌相关疾病造成的经济损失约为２５ 亿美元[６] ；在加拿大，由包括沙门氏菌感染在内的食源性疾病每年造成约３７ 亿加元的损失[７] 。在我国，约有７０％ ～８０％的细菌性食物中毒是由沙门氏菌引起，危害十分严重[８] 。 由于监测系统不完整，因人类和动物感染沙门氏菌造成的经济损失可能更大，特别是在非洲和东南亚等发展中国家，严重威胁全球公共健康[９] 。

沙门氏菌血清型众多，随着抗菌药物的广泛使用，沙门氏菌耐药问题日趋严重，越来越多的耐药基因被发现，不同血清型的耐药性也有所差异[１０] 。 因此，确定沙门氏菌的血清型，研究其对常用抗菌药物的耐药机制，能够有效地防治沙门氏菌引起的疾病、减少耐药性的发生，从而保障畜产品安全。 本文对常见的沙门氏菌血清型、血清型分型方法及沙门氏菌的耐药机制进行综述，以期为临床用药及风险评估提供基础数据，以减少耐药性的产生，同时为食源性疾病的预防提供科学依据。

１ 沙门氏菌常见血清型及其流行情况

迄今为止，根据沙门氏菌菌体抗原（Ｏ 抗原）和鞭毛抗原（Ｈ 抗原）的不同，全世界已经鉴定出２ ６００ 多种血清型[１１] 。 沙门氏菌具有宿主偏嗜性，只对其适应的宿主具有致病性的称为宿主适应性血清型，例如鸡白痢沙门氏菌（Ｓ. Ｐｏｌｌｏｒｕｍ）、猪伤寒沙门氏菌（Ｓ. Ｔｙｐｈｉｓｕｉｓ）、马流产沙门氏菌（Ｓ. ａｂｏｒｔｕｓ ｅｑｕｉ）等；对多种宿主具有致病性的称为非宿主适应性血清型，包括鼠伤寒沙门氏菌、阿贡纳沙门氏菌（Ｓ. Ａｇｏｎａ）、肠炎沙门氏菌等[１２] 。不同血清型可引起人类或动物不同的疾病，许多血清型对人、家畜和家禽等多种动物均有致病性[１３] ，其中以肠炎沙门氏菌、鼠伤寒沙门氏菌、德尔卑沙门氏菌（Ｓ. Ｄｅｒｂｙ）和婴儿沙门氏菌（Ｓ. ｉｎ￣ｆａｎｔｉｓ）最常见。

１.１ 肠炎沙门氏菌（Ｓ. Ｅｎｔｅｒｉｔｉｄｉｓ）

在一项对全球动物性食品中沙门氏菌血清型分布情况的研究中发现，肠炎沙门氏菌在亚洲、欧洲、非洲、拉丁美洲最为流行[１４] 。 在我国，肠炎沙门氏菌和鼠伤寒沙门氏菌是流行性最高的血清型，其中肠炎沙门氏菌也是中国禽肉中检测到的主要血清型之一[１５] 。 导致肠炎沙门氏菌流行传播的因素众多，主要感染源是家禽和家禽产品，有研究表明，受肠炎沙门氏菌污染的鸡蛋是感染人类的最主要途径[１６] 。 当沙门氏菌呈暴发状态时，未煮熟的鸡蛋和生鸡蛋是重要污染源。 肠炎沙门氏菌会引起人和多种动物肠道感染，尤其是鸟类[１７] 。 肠炎沙门氏菌较难控制可能与其难以从家禽中检测到有关，其高度暴发通常集中于两周龄内的雏鸡[１８] ，大多成年鸡呈无症状感染，病原体随粪便排到环境中传播给鸡群造成广泛感染。另外，鸡蛋中的沙门氏菌需达到一定浓度才能被检测到。 因此，肠炎沙门氏菌是造成商品鸡和鸡蛋污染的重要源头，人在食用未煮熟的鸡产品时，有被沙门氏菌感染的严重风险。

１.２ 鼠伤寒沙门氏菌（ Ｓ. Ｔｙｐｈｉｍｕｒｉｕｍ） 及其变体

１，４，[５]，１２∶ｉ ∶－（Ｓ. １，４，[５]，１２∶ｉ ∶－）鼠伤寒沙门氏菌是最常见的血清型之一，在中国和美国，一直被列为引起人类沙门氏菌病的五大血清型之一[１９] 。 在歐洲，鼠伤寒沙门氏菌亦是人类、猪和猪肉产品中最常见的血清型。 其中，血清型１，４，[５]，１２∶ｉ ∶－是鼠伤寒沙门氏菌近年新报道的血清型，在世界范围内快速传播，因其缺乏ｆｌｊＢ 基因，从而导致第Ⅱ相鞭毛抗原蛋白不表达[２０] ，已成为造成人类感染的最主要血清型之一。 在一项对欧盟几个成员国的调查中发现，在确诊的人类病例中检测到的猪源性血清型中，最主要的就是鼠伤寒沙门氏菌及其变体１，４，[５]，１２ ∶ｉ ∶－[２１] 。

１.３ 德尔卑沙门氏菌（Ｓ. Ｄｅｒｂｙ）

１９２３ 年，德尔卑沙门氏菌首次在英国被发现，与一次猪肉相关的食源性疾病的暴发有关。２０ 世纪４０ 年代，德尔卑沙门氏菌开始在人身上分离到[２２] 。 在欧洲２６ 个国家的猪源性沙门氏菌中，最主要的血清型除了鼠伤寒和肠炎沙门氏菌外，其次就是德尔卑沙门氏菌。 近年来，德尔卑沙门氏菌感染率不断增长，有超过鼠伤寒沙门氏菌的趋势，特别是在猪生产链的屠宰和销售环节中，德尔卑沙门氏菌已成为优势血清型之一[２３] 。 在我国，德尔卑沙门氏菌也逐渐成为最优势的血清型，猪感染德尔卑沙门氏菌后通常不表现临床症状，往往以隐性感染混在猪群中[２４－２５] 。 当有其他病原菌存在时，通常会引起机体继发感染，致使发病或死亡，给猪群造成严重威胁。 在导致禽副伤寒的沙门氏菌病中，最常见的血清型除鼠伤寒沙门氏菌外，也是德尔卑沙门氏菌。

１.４ 婴儿沙门氏菌（Ｓ. ｉｎｆａｎｔｉｓ）

在我国，关于婴儿沙门氏菌的报道较少，但在欧洲国家，婴儿沙门氏菌是仅次于肠炎沙门氏菌和鼠伤寒沙门氏菌的常见血清型之一[２６] 。 在日本，感染婴儿沙门氏菌的人数不断增多，经调查发现，污染源很有可能与家禽及其产品有关[２７] 。 在巴西，从家禽中分离到的沙门氏菌血清型中，婴儿沙门氏菌排第二位[２８] 。 随着在家禽和人身上分离到的沙门氏菌不断增多，婴儿沙门氏菌的分离率也不断增加，已成为人类沙门氏菌病的主要感染源之一。 因此，婴儿沙门氏菌应该引起人们的关注。

２ 沙门氏菌血清型分型方法

沙门氏菌不同血清型因遗传结构、宿主类型存在一定差异，导致其流行特征、疾病的临床症状、耐药性以及治疗方案也不同。 其血清型复杂多样，与人类疾病类型密切相关，是沙門氏菌致病性及溯源分析的重要依据。 因此，正确鉴定沙门氏菌血清型对确定沙门氏菌病的感染源、控制其发病率具有重要意义。 现阶段，常见的沙门氏菌血清分型技术主要有玻片凝集法、ＰＣＲ/ Ｒｅａｌ－ｔｉｍｅＰＣＲ、液相芯片技术和全基因组测序等，为沙门氏菌的快速、准确分型提供了多种手段。

２.１ 玻片凝集法

玻片凝集法是传统的沙门氏菌血清型分型方法，通过细菌表面抗原与特定抗血清产生凝集反应来识别。 根据菌体抗原（Ｏ 抗原）、鞭毛抗原（Ｈ抗原）和荚膜抗原（Ｖｉ 抗原）的表达来定义血清型。 根据产生的凝集反应，参照血清分型序列表，通过常规公式来确定沙门氏菌的血清型，该公式的组成包括由冒号分隔的抗原Ｏ、Ｈ１ 和Ｈ２ 的顺序列表[２９] 。 目前沙门氏菌包括４６ 种Ｏ 抗原和１１４ 种Ｈ 抗原[３０] 。 编码Ｏ 抗原的基因包括表面抗原合成基因ｒｆｂ 基因簇、抗原转位酶编码基因ｗｚｘ 和抗原聚合酶基因ｗｚｙ。 编码Ｈ 抗原的基因包括一相鞭毛基因ｆｌｉＣ 和二相鞭毛基因ｆｌｊＢ，大多数沙门氏菌均表达两种Ｈ 抗原。 玻片凝集法因其结果直观、准确性高，一直被认为是沙门氏菌血清分型的金标准，但缺点是工作量大、耗时长、价格昂贵，需准备上百种抗原依次进行反应，且基本上无法鉴定出所有的血清型[８] 。

２.２ ＰＣＲ/ Ｒｅａｌ－ｔｉｍｅ ＰＣＲ

利用分子检测技术可弥补传统血清型检测时间较长的不足，ＰＣＲ 和Ｒｅａｌ－ｔｉｍｅ ＰＣＲ 是目前常用的沙门氏菌血清分型方法，该方法通过筛选基因靶点并设计引物，以分离纯化的细菌ＤＮＡ 为模板进行目的基因扩增，具有较高的敏感度和特异性。 根据编码不同沙门氏菌Ｏ 抗原ｒｆｂ 基因簇的差异性，建立了沙门氏菌血清型多重ＰＣＲ 鉴定方法，将沙门氏菌血清型分为Ａ—Ｄ 组[３１] 。 除此之外，Ｔｅｎｎａｎｔ[３２] 、刘华伟[３３] 等还建立了以Ｈ 抗原为靶点的ＰＣＲ 方法来进行多种沙门氏菌血清型的分型。

荧光定量ＰＣＲ（Ｒｅａｌ－ｔｉｍｅ ＰＣＲ）是美国ＰＥ（Ｐｅｒｋｉｎ Ｅｌｍｅｒ）公司１９９５ 年研制出来的一种新的核酸定量技术，在常规ＰＣＲ 基础上加入荧光标记探针实现由定性到定量的分析，特异性更强、自动化程度更高、结果更直观。 Ｎａｂｅｒｈａｕｓ 等[３４] 以基因ｆｌｉＡ、ｆｌｊＢ 和ｉｎｖＡ 等为靶标基因开发了一套多重荧光定量ＰＣＲ 方法，可快速区分致病性较高的沙门氏菌血清型（Ｓ. Ｔｙｐｈｉｍｕｒｉｕｍ 和Ｓ. ４，[５]，１２∶ｉ ∶－）与致病性较低的沙门氏菌血清型（Ｓ. Ａｇｏｎａ 和Ｓ.Ｄｅｒｂｙ）。 多重荧光定量ＰＣＲ 可快速确定沙门氏菌的血清型，根据所使用的荧光ＰＣＲ 仪的通道数量实现一管双检或多检。

２.３ 液相芯片技术

Ｌｕｍｉｎｅｘ 液相悬浮芯片技术以微球检测原理为依据，通过采用带有荧光编码的聚苯乙烯微球、表面包被针对目的物的特异性抗体进行检测。 当其与待检样本预混孵育时，目标物可被生物素标记的特异性检测抗体识别，通过检测微球的颜色来确定反应类型，并对微球进行检测和定量分析。该方法整合了多重ＰＣＲ、磁珠分选、血清学分析等多项技术，是具备高通量、高速度、高灵活性的沙门氏菌血清型检测技术。 有研究证实[３５] ，Ｌｕ￣ｍｉｎｅｘ 对沙门氏菌血清型的检出率可达９６％以上，即使在菌株的抗原和基因缺失的情况下，也可鉴定出其血清型。 Ｆｉｔｚｇｅｒａｌｄ 等[３６] 报道了一种基于微珠的多重悬浮阵列检测方法，并用于美国６种最常见血清群（Ｂ、Ｃ１、Ｃ２、Ｄ、Ｅ 和Ｏ１３）以及副伤寒Ａ 型血清型的鉴别。 该方法利用参与Ｏ 抗原生物合成的ｒｆｂ 基因靶点设计ＰＣＲ 引物和探针，可以高通量快速检测常见的沙门氏菌血清群，与传统的ＰＣＲ 相比，更简便、快速，可用于批量检测。 在疫病暴发时，可在短时间内快速获得检测结果以应对突发的疫情。 Ｌｕｍｉｎｅｘ 液相悬浮芯片技术在沙门氏菌血清型鉴定中起着重要作用，被广泛应用于基础和临床研究[３７] 。

２.４ 全基因组测序

随着基因测序技术的不断发展，全基因组测序（ＷＧＳ） 成为沙门氏菌血清分型的新型方法。生物信息学和比较基因组学的不断开发，使得序列组装和数据分析日益便捷，测序成本也随之下降。 因ＷＧＳ 有着超高的基因组分辨率，通常用来研究菌株之间的遗传进化关系，在进行沙门氏菌血清分型时，只需将高通量基因组测序数据导入专有的血清型数据库与之进行比对，即可获得被测样品的血清型信息。 目前，基于ＷＧＳ 的血清型预测工具主要有ＳｅｑＳｅｒｏ、ＳｅｑＳｅｒｏ２ 和ＳＩＳＴＲ ３ 种。研究表明，利用ＳＩＳＴＲ 预测沙门氏菌血清型准确度高达９４％， 高于ＳｅｑＳｅｒｏ２ （ ８７％） 和ＳｅｑＳｅｒｏ（８１％）[３８] 。 这种快速高效的方法，有着传统分型方法不可比拟的优势，正逐渐成为在实验室进行沙门氏菌血清分型的重要手段，很有可能将逐步替代传统的血清分型方法。

３ 沙门氏菌耐药机制

沙门氏菌的预防和治疗主要依赖于抗菌药物，但抗菌药物的频繁使用，导致了沙门氏菌耐药性的持续上升，多重耐药菌株不断出现。 目前，细菌耐药性已经成为全球共同关注的问题，严重威胁人类和动物健康， 并造成了巨大的经济损失[３９] 。 多重耐药的出现限制了治疗中抗菌药物的选择，若再不加以制止，随着细菌耐药性的持续加重，人类将进入“后抗生素时代”。 动物生产中抗生素的过度使用，是导致食源性病原体耐药性增加的重要原因。 抗生素耐药性可在菌株之间通过质粒、转座子和基因盒等可移动遗传元件广泛传播[４０] 。 动物生产和人类医学中使用的抗菌剂非常相似[４１] ，而耐药菌株又可沿着“农场－餐桌”链传递给人类，因此细菌耐药性的传播正威胁公共卫生的安全。 沙门氏菌对不同类型抗菌素的耐药机制不同，主要的耐药机制包括酶解作用、外排泵、基因突变和生物膜改变等。

３.１ β－内酰胺类药物

近年来，不断从畜禽养殖场和动物产品中检出对第三代和第四代β－内酰胺类药物的抗性基因，特别值得关注的是第四代β－内酰胺类抗生素，它是人类医学中至关重要的抗生素。 β－内酰胺酶（ＥＳＢＬｓ）的产生是革兰阴性菌对β－内酰胺类药物产生抗性的主要机制。 ＥＳＢＬｓ 能够水解青霉素、头孢菌素，由位于细菌染色体或移动遗传元件（如质粒、转座子或整合子）上的基因编码，这些可移动遗传元件可在菌株间水平转移，主要产生由ｂｌａＳＨＶ，ｂｌａＴＥＭ，ｂｌａＣＴＸ，ｂｌａＣＭＹ 和ｂｌａＯＸＡ基因介导的沙门氏菌耐药性。 迄今为止，沙门氏菌中已经检出至少１３ 种不同类型的ＥＳＡＢＬｓ 耐药基因，包括ｂｌａＳＨＶ，ｂｌａＴＥＭ，ｂｌａＣＴＸ －Ｍ，ｂｌａＣ￣ＭＹ， ｂｌａＰＳＥ， ｂｌａＯＸＡ， ｂｌａＰＥＲ， ｂｌａＡＣＣ， ｂｌａＤＨＡ，ｂｌａＫＰＣ，ｂｌａＳＣＯ，ｂｌａＮＤＭ 和ｂｌａＶＩＭ[４２] 。 其中，ｂｌａ￣ＴＥＭ 和ｂｌａＣＴＸ－Ｍ 已经在１，４，[５]，１２∶ｉ ∶－分离株中检测到[４３] 。 对从养殖动物、动物产品和人类中获得的沙门氏菌的抗性基因进行遗传分析发现，它们之间存在着高度相似的遗传特征[３３] ，证实了ＥＳＢＬｓ 编码基因、移动遗传元件和抗性菌株可通过食物链传播给人类。

３.２ 氨基糖苷类药物

氨基糖苷类药物的耐药机制有多种，包括药物积聚减少、核糖体结合位点改变、酶促灭活等。沙门氏菌对于氨基糖苷类药物的耐药性主要取决于酰转移酶（ＡＡＣ）、腺苷酸转移酶（ＡＮＴ）和磷酸转移酶（ＡＰＨ），它们可导致药物的酶促失活或修饰[４４] 。 报道最多的基因主要是ａａｄ 和ａｎｔ，它们是决定链霉素、卡那霉素和阿米卡星抗性的基因，通常位于可移动的遗传元件（质粒和转座子）上，因此能够在细菌之间传播。 目前，导致沙门氏菌对链霉素和壮观霉素等氨基糖苷类抗生素产生抗性的基因主要涉及１０ 种氨基葡糖苷腺苷转移酶基因ａａｄＡ，包括ａｄｄＡ１、ａｄｄＡ２、ａｄｄＡ５、ａｄｄＡ６、ａｄ￣ｄＡ７、ａｄｄＡ１２、ａｄｄＡ２１、ａｄｄＡ２２、ａｄｄＡ２３、ａｄｄＡ２４、ａｄ￣ｄＡ２６ 和ａｄｄＡ２７[４５] 。 其中，ａｄｄＡ２ 已在鼠伤寒沙门氏菌血清型１，４，[５]，１２∶ｉ ∶－中被检测到。 此外，链霉素磷酸转移酶基因ｓｔｒＡ 和ｓｔｒＢ 也经常在Ｓ. １，４，[５]，１２∶ｉ ∶－的染色体ＤＮＡ 或质粒中被发现[４６] 。 氨基糖苷类药物的另一种耐药机制是通过１６Ｓ ｒＲＮＡ Ａ 位点上特定核苷酸的酶促甲基化对核糖体的保护，从而阻止药物与３０ｓ 核糖体亚基的结合[４７] 。 １６Ｓ ｒＲＮＡ 甲基化酶包括ａｒｍＡ、ｒｍ￣ｔＡ、ｒｍｔＢ、ｒｍｔＣ、ｒｍｔＤ 和ｎｐｍＡ，它們可赋予宿主对氨基糖苷类药物高水平的抗性[４８] 。

３.３ 四环素

四环素是广谱抗生素，这类药物的耐药机制主要是主动外排和核糖体结合位点的改变。 主动外排主要依赖于从细菌细胞内部去除抗生素的泵，编码沙门氏菌外排泵的遗传决定因素主要是ｔｅｔＡ、ｔｅｔＢ、ｔｅｔＣ、ｔｅｔＤ 和ｔｅｔＧ[４９] 。 核糖体结合位点的改变主要通过阻止ｔＲＮＡ 与３０Ｓ 核糖体亚基的Ａ位点结合并抑制蛋白质合成来发挥作用。 其抗性基因位于质粒和染色体上，由于它们位于可移动的遗传元件中，很容易在菌株之间传播。

３.４ 磺胺类药物

磺胺类药物是第一类以治疗剂量用于兽医学的药物，其过度使用对细菌造成了广泛的选择压力[５０] 。 沙门氏菌对该类药物的耐药性由质粒传播的ｓｕｌ 基因介导，这类基因主要编码目标酶（二氢蝶呤合酶或二氢叶酸还原酶）基因的突变或修饰。 到目前为止，已鉴定出的磺胺类耐药基因有ｓｕｌ１、ｓｕｌ２ 和ｓｕｌ３ 和ｓｕｌ４[５１] 。 磺胺类药物与甲氧苄啶合用时具有杀菌的作用。 甲氧苄啶通过与细菌中必需叶酸途径的底物竞争并抑制二氢叶酸还原酶起作用，其抗药性则是由编码对其不敏感的二氢叶酸还原酶变体的基因（ｄｆｒ）介导的，此抗性基因可分为ｄｆｒＡ 和ｄｆｒＢ 两类，可使细菌对甲氧苄啶的亲和力降低，导致叶酸的合成。

３.５ 喹诺酮类药物

沙门氏菌对喹诺酮类药物的耐药性尤其令人担忧，此类药物在人医临床上可用来治疗那些危及生命的多重耐药性沙门氏菌的感染，而这类抗生素的滥用导致耐该类药物的沙门氏菌不断出现，使得对人和动物的沙门氏菌病的治疗愈加困难。 喹诺酮类药物的耐药机制与喹诺酮类耐药决定区（ＱＲＤＲ）的点突变有关，突变引起修饰靶标旋转酶（ ｇｙｒＡ， ｇｙｒＢ） 和拓扑异构酶ＩＶ （ ｐａｒＣ，ｐａｒＥ）的氨基酸取代，并使它们较不易受喹诺酮结合的影响，因此能够赋予对喹诺酮类的高水平抗性[５２] 。 另外，由质粒介导的喹诺酮类耐药基因（ＰＭＱＲ）（ｑｎｒＡ、ｑｎｒＢ、ｑｎｒＣ、ｑｎｒＤ 和ｑｎｒＳ）也不断被检出，但ＰＭＱＲ 元件仅赋予喹诺酮类低水平抗性[５３] 。

３.６ 粘菌素

粘菌素是人类治疗耐多药革兰氏阴性菌的最后一种抗菌剂，被称为抗微生物药物治疗的最后手段。 畜牧业中粘菌素的过度使用增加了抗菌素耐药性的选择压力，导致质粒介导的粘菌素耐药性基因ｍｃｒ 的出现，ｍｃｒ 基因位于质粒ＤＮＡ 的移动遗传元件上，所以具有快速水平传播的能力，携带ｍｃｒ 的阳性沙门氏菌菌株目前在全球范围内占主导地位[５４] 。 沙门氏菌对粘菌素的耐药性由ｍｃｒ基因介导，由ｍｃｒ 基因编码的磷酸乙醇胺转移酶能够催化磷酸乙醇胺与脂质Ａ 的磷酸基团结合，从而减少了粘菌素的结合位点[５５] 。 现如今仍缺乏有效的能对抗沙门氏菌的新型药物，因此需要重视粘菌素耐药性的快速传播对动物和人类健康的影响。

４ 展望

目前，全球已有多个国家建立了细菌耐药监测系统，用以追踪沙门氏菌的污染并阻止相关疫病的传播。 精准的沙门氏菌血清型鉴定是确定沙门氏菌病发展趋势、预测潜在暴发的重要方法，每种分型技术都有其优势与不足，通过不同分型方法的有效组合，能够达到更为理想的分型效果。因此，实际应用中应根据菌株特性、分型目的等选择合理的分型方案。 近年来，抗生素的不合理使用导致细菌耐药现象日趋严重，耐药机制也趋于复杂，多重耐药性对人和动物产生了严重的威胁。沙门氏菌的抗性基因通常位于可移动遗传元件（整合子、转座子、插入序列），促进了其抗性决定簇的快速传播，使得对其耐药性机制研究和对抗菌药物的敏感性监测变得尤为重要。 因此，需要持续地了解耐药菌株的进化机制和耐药情况，uir?b/g_提前建立防控策略及合理的用药方案，以降低细菌耐药性的风险，减少公共卫生问题的发生。

参 考 文 献：

[１] 冯彩峰，林居纯，张飞，等. 食品动物源沙门氏菌血清型及对β－内酰胺类耐药性调查[Ｊ]. 食品科学，２０１５，３６（７）：１０１－１０４.

[２] Ｓｃｈｕｌｔｚ Ｂ Ｍ， Ｍｅｌｏ￣Ｇｏｎｚａｌｅｚ Ｆ， Ｓａｌａｚａｒ Ｇ Ａ， ｅｔ ａｌ. Ｎｅｗ ｉｎ￣ｓｉｇｈｔｓ ｏｎ ｔｈｅ ｅａｒｌｙ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｙｐｈｏｉｄ ａｎｄ ｎｏｎ￣ｔｙｐｈｏｉｄＳａｌｍｏｎｅｌｌａ ｓｅｒｏｖａｒｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｃｅｌｌｓ[Ｊ]. Ｆｒｏｎｔｉｅｒｓ ｉｎ Ｍｉｃｒｏｂｉ￣ｏｌｏｇｙ， ２０２１， １２： ６４７０４４.

[３] Ｍａｊｏｗｉｃｚ Ｓ Ｅ， Ｍｕｓｔｏ Ｊ， Ｓｃａｌｌａｎ Ｅ， ｅｔ ａｌ. Ｔｈｅ ｇｌｏｂａｌ ｂｕｒｄｅｎ ｏｆｎｏｎｔｙｐｈｏｉｄａｌ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｇａｓｔｒｏｅｎｔｅｒｉｔｉｓ[Ｊ]. Ｃｌｉｎｉｃａｌ ＩｎｆｅｃｔｉｏｕｓＤｉｓｅａｓｅｓ， ２０１０， ５０（６）： ８８２－８８９.

[４] Ｇａｌ￣Ｍｏｒ Ｏ， Ｂｏｙｌｅ Ｅ Ｃ， Ｇｒａｓｓｌ Ｇ Ａ. Ｓａｍｅ ｓｐｅｃｉｅｓ， ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｄｉｓｅａｓｅｓ： ｈｏｗ ａｎｄ ｗｈｙ ｔｙｐｈｏｉｄａｌ ａｎｄ ｎｏｎ￣ｔｙｐｈｏｉｄａｌ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａｅｎｔｅｒｉｃａ ｓｅｒｏｖａｒｓ ｄｉｆｆｅｒ[Ｊ]. Ｆｒｏｎｔｉｅｒｓ ｉｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２０１４，５： ３９１.

[５] Ｂｕｃｋｌｅ Ｇ Ｃ， Ｗａｌｋｅｒ Ｃ Ｌ Ｆ， Ｂｌａｃｋ Ｒ Ｅ. Ｔｙｐｈｏｉｄ ｆｅｖｅｒ ａｎｄ ｐａｒ￣ａｔｙｐｈｏｉｄ ｆｅｖｅｒ： ｓｙｓｔｅｍａｔｉｃ ｒｅｖｉｅｗ ｔｏ ｅｓｔｉｍａｔｅ ｇｌｏｂａｌ ｍｏｒｂｉｄｉｔｙａｎｄ ｍｏｒｔａｌｉｔｙ ｆｏｒ ２０１０[Ｊ]. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｇｌｏｂａｌ Ｈｅａｌｔｈ， ２０１２， ２（１）： ０１０４０１.

[６] Ｈｏｅｌｚｅｒ Ｋ， Ｍｏｒｅｎｏ Ｓ Ａ Ｉ， Ｗｉｅｄｍａｎｎ Ｍ. Ａｎｉｍａｌ ｃｏｎｔａｃｔ ａｓ ａｓｏｕｒｃｅ ｏｆ ｈｕｍａｎ ｎｏｎ￣ｔｙｐｈｏｉｄａｌ ｓａｌｍｏｎｅｌｌｏｓｉｓ[ Ｊ]. ＶｅｔｅｒｉｎａｒｙＲｅｓｅａｒｃｈ， ２０１１， ４２（１）： ３４.

[７] Ｗｕ Ｌ Ｊ， Ｌｕｏ Ｙ， Ｓｈｉ Ｇ Ｌ， ｅｔ ａｌ. Ｐｒｅｖａｌｅｎｃｅ， ｃｌｉｎｉｃａｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒ￣ｉｓｔｉｃｓ ａｎｄ ｃｈａｎｇｅｓ ｏｆ ａｎｔｉｂｉｏｔｉｃ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｉｎ ｃｈｉｌｄｒｅｎ ｗｉｔｈ ｎｏｎ￣ｔｙｐｈｏｉｄａｌ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ Ｉｎｆｅｃｔｉｏｎｓ ｆｒｏｍ ２００９—２０１８ ｉｎＣｈｏｎｇｑｉｎｇ， Ｃｈｉｎａ[Ｊ]. Ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ａｎｄ Ｄｒｕｇ Ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ， ２０２１，１４： １４０３－１４１３.

[８] Ｈａｔｃｈｅｔｔｅ Ｔ Ｆ， Ｆａｒｉｎａ Ｄ. Ｉｎｆｅｃｔｉｏｕｓ ｄｉａｒｒｈｅａ： ｗｈｅｎ ｔｏ ｔｅｓｔ ａｎｄｗｈｅｎ ｔｏ ｔｒｅａｔ [ Ｊ]. Ｃａｎａｄｉａｎ Ｍｅｄｉｃａｌ Ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎ Ｊｏｕｒｎａｌ，２０１１， １８３（３）： ３３９－３４４.

[９] 徐震. 湖北省生豬养殖及屠宰环节沙门菌流行和污染规律研究[Ｄ]. 武汉：华中农业大学，２０２１.

[１０] Ｒａｋｉｔｉｎ Ａ Ｌ， Ｙｕｓｈｉｎａ Ｙ Ｋ， Ｚａｉｋｏ Ｅ Ｖ， ｅｔ ａｌ. Ｅｖａｌｕａｔｉｏｎ ｏｆ ａｎ￣ｔｉｂｉｏｔｉｃ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｓｅｒｏｔｙｐｅｓ ａｎｄ ｗｈｏｌｅ￣ｇｅｎｏｍｅｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ ｏｆ ｍｕｌｔｉｒｅｓｉｓｔａｎｔ ｓｔｒａｉｎｓ ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｒｏｍ ｆｏｏｄ ｐｒｏｄｕｃｔｓｉｎ Ｒｕｓｓｉａ[Ｊ]. Ａｎｔｉｂｉｏｔｉｃｓ， ２０２２， １１（１）： １.

[１１] 张文成，朱丽臻，李富强，等. 沙门氏菌血清型研究进展[Ｊ].齐鲁工业大学学报， ２０１９，３３（５）：１０－１４.

[１２] ＬａＲｏｃｋ Ｄ Ｌ， Ｃｈａｕｄｈａｒｙ Ａ， Ｍｉｌｌｅｒ Ｓ Ｉ. Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａｅ ｉｎｔｅｒａｃ￣ｔｉｏｎｓ ｗｉｔｈ ｈｏｓｔ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ[ Ｊ]. Ｎａｔｕｒｅ Ｒｅｖｉｅｗｓ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ，２０１５， １３（４）： １９１－２０５.

[１３] 鐘舒红，冯世文，李军，等. 广西畜禽产品中沙门氏菌血清型、耐药性及耐药基因调查[Ｊ]. 中国畜牧兽医，２０１８，４５（３）：７７０－７８０.

[１４] Ｆｅｒｒａｒｉ Ｒ Ｇ， Ｒｏｓａｒｉｏ Ｄ Ｋ Ａ， Ｃｕｎｈａ￣Ｎｅｔｏ Ａ， ｅｔ ａｌ. Ｗｏｒｌｄｗｉｄｅｅｐｉｄｅｍｉｏｌｏｇｙ ｏｆ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｓｅｒｏｖａｒｓ ｉｎ ａｎｉｍａｌ￣ｂａｓｅｄ ｆｏｏｄｓ： ａｍｅｔａ￣ａｎａｌｙｓｉｓ[ Ｊ]. Ａｐｐｌｉｅｄ ａｎｄ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ，２０１９， ８５（１４）： ｅ００５９１－１９.

[１５] Ｙａｎｇ Ｂ Ｗ， Ｃｕｉ Ｙ， Ｓｈｉ Ｃ， ｅｔ ａｌ. Ｃｏｕｎｔｓ， ｓｅｒｏｔｙｐｅｓ， ａｎｄ ａｎｔｉ￣ｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｉｓｏｌａｔｅｓ ｏｎ ｒｅｔａｉｌ ｒａｗ ｐｏｕｌｔｒｙｉｎ ｔｈｅ Ｐｅｏｐｌｅｓ Ｒｅｐｕｂｌｉｃ ｏｆ Ｃｈｉｎａ[Ｊ]. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｆｏｏｄ Ｐｒｏｔｅｃ￣ｔｉｏｎ， ２０１４， ７７（６）： ８９４－９０２.

[１６] Ｓｈａｈ Ｄ Ｈ， Ｐａｕｌ Ｎ Ｃ， Ｓｉｓｃｈｏ Ｗ Ｃ， ｅｔ ａｌ. Ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｄｙｎａｍｉｃｓａｎｄ ａｎｔｉｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ｐｒｅｖａｌｅｎｔ ｐｏｕｌｔｒｙ￣ａｓｓｏ￣ｃｉａｔｅｄ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｓｅｒｏｔｙｐｅｓ[ Ｊ]. Ｐｏｕｌｔｒｙ Ｓｃｉｅｎｃｅ， ２０１７， ９６（３）： ６８７－７０２.

[１７] Ｄｕｃｈｅｔ￣Ｓｕｃｈａｕｘ Ｍ， Ｌｅｃｈｏｐｉｅｒ Ｐ， Ｍａｒｌｙ Ｊ， ｅｔ ａｌ. Ｑｕａｎｔｉｆｉｃａ￣ｔｉｏｎ ｏｆ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｅｎｔｅｒｉｔｉｄｉｓ ｃａｒｒｉｅｒ ｓｔａｔｅ ｉｎ Ｂ１３ｌｅｇｈｏｒｎ ｃｈｉｃｋｓ[Ｊ]. Ａｖｉａｎ Ｄｉｓｅａｓｅｓ， １９９５， ３９（４）： ７９６－８０３.

[１８] Ｌｉｓｔｅｒ Ｓ Ａ. Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｅｎｔｅｒｉｔｉｄｉｓ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｉｎ ｂｒｏｉｌｅｒｓ ａｎｄ ｂｒｏｉｌ￣ｅｒ ｂｒｅｅｄｅｒｓ[Ｊ]. Ｖｅｔｅｒｉｎａｒｙ Ｒｅｃｏｒｄ， １９８８， １２３（１３）： ３５０.

[１９] Ｇｏｎｇ Ｂ Ｙ， Ｌｉ Ｈ， Ｆｅｎｇ Ｙ Ｌ， ｅｔ ａｌ. Ｐｒｅｖａｌｅｎｃｅ， ｓｅｒｏｔｙｐｅ ｄｉｓｔｒｉ￣ｂｕｔｉｏｎ ａｎｄ ａｎｔｉｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆ ｎｏｎ￣ｔｙｐｈｏｉｄａｌ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａｉｎ ｈｏｓｐｉｔａｌｉｚｅｄ ｐａｔｉｅｎｔｓ ｉｎ ｃｏｎｇｈｕａ ｄｉｓｔｒｉｃｔ ｏｆ Ｇｕａｎｇｚｈｏｕ， Ｃｈｉｎａ[Ｊ]. Ｆｒｏｎｔｉｅｒｓ ｉｎ Ｃｅｌｌｕｌａｒ ａｎｄ Ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２０２２，１２： ８０５３８４.

[２０] Ｃａｒｈｕａｒｉｃｒａ Ｈ Ｄ Ｅ， Ｌｕｎａ Ｅ Ｌ Ｒ， Ｒｏｄｒíｇｕｅｚ Ｃ Ｃ Ｌ， ｅｔ ａｌ. Ｇｅ￣ｎｏｍｉｃ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｔｙｐｈｉｍｕｒｉｕｍ ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｒｏｍｇｕｉｎｅａ ｐｉｇｓ ｗｉｔｈ ｓａｌｍｏｎｅｌｌｏｓｉｓ ｉｎ Ｌｉｍａ，Ｐｅｒｕ[Ｊ]. Ｍｉｃｒｏｏｒｇａｎ￣ｉｓｍｓ，２０２２，１０（９）： １７２６.

[２１] Ｂｏｎａｒｄｉ Ｓ. Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｉｎ ｔｈｅ ｐｏｒｋ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｃｈａｉｎ ａｎｄ ｉｔｓ ｉｍ￣ｐａｃｔ ｏｎ ｈｕｍａｎ ｈｅａｌｔｈ ｉｎ ｔｈｅ Ｅｕｒｏｐｅａｎ Ｕｎｉｏｎ[Ｊ]. Ｅｐｉｄｅｍｉｏｌｏｇｙａｎｄ Ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ， ２０１７， １４５（８）： １５１３－１５２６.

[２２] Ｐｅｃｋｈａｍ Ｃ Ｆ， Ｓａｖａｇｅ Ｗ Ｇ. Ａｎ ｏｕｔｂｒｅａｋ ｏｆ ｐｏｒｋ ｐｉｅ ｐｏｉｓｏｎｉｎｇａｔ Ｄｅｒｂｙ[Ｊ]. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｈｙｇｉｅｎｅ， １９２３， ２２（１）： ６９－７６.

[２３] Ｋｕｕｓ Ｋ， Ｋｒａｍａｒｅｎｋｏ Ｔ， Ｓ?ｇｅｌ Ｊ， ｅｔ ａｌ. Ｐｒｅｖａｌｅｎｃｅ ａｎｄ ｓｅｒｏ￣ｔｙｐｅ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｅｎｔｅｒｉｃａ ｉｎ ｔｈｅ ｅｓｔｏｎｉａｎ ｍｅａｔ ｐｒｏ￣ｄｕｃｔｉｏｎ ｃｈａｉｎ ｉｎ ２０１６—２０２０[Ｊ]. Ｐａｔｈｏｇｅｎｓ， ２０２１， １０（１２）：１６２２.

[２４] Ｓｈｅｎ Ｈ， Ｃｈｅｎ Ｈ， Ｏｕ Ｙ. ｅｔ ａｌ. Ｐｒｅｖａｌｅｎｃｅ， ｓｅｒｏｔｙｐｅｓ， ａｎｄ ａｎ￣ｔｉｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｉｓｏｌａｔｅｓ ｆｒｏｍ ｐａｔｉｅｎｔｓ ｗｉｔｈｄｉａｒｒｈｅａ ｉｎ Ｓｈｅｎｚｈｅｎ， Ｃｈｉｎａ[Ｊ]. ＢＭＣ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２０２０，２０： １９７.

[２５] Ｂｅｒｎａｄ Ｒ Ｍ， Ｃａｓａｎｏｖａ Ｈ Ａ， Ｍａｒíｎ Ａ Ｃ Ｍ， ｅｔ ａｌ. Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｉｎ ｎｕｒｓｅｒｙ ｐｉｇｌｅｔｓ ａｎｄ ｉｔｓ ｒｏｌｅ ｉｎ ｔｈｅ ｓｐｒｅａｄ ｏｆ ｓａｌｍｏ￣ｎｅｌｌｏｓｉｓ ｔｏ ｆｕｒｔｈｅｒ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｐｅｒｉｏｄｓ[Ｊ]. Ｐａｔｈｏｇｅｎｓ， ２０２１， １０（２）： １２３.

[２６] 王洋. 不同宿主源婴儿沙门氏菌的生物学特性及ＳＰＩ１＿ＳＰＩ２ 对其致病效应的研究[Ｄ]. 扬州：扬州大学，２０２１.

[２７] Ｉｗａｂｕｃｈｉ Ｅ， Ｙａｍａｍｏｔｏ Ｓ， Ｅｎｄｏ Ｙ， ｅｔ ａｌ. Ｐｒｅｖａｌｅｎｃｅ ｏｆ Ｓａｌ￣ｍｏｎｅｌｌａ ｉｓｏｌａｔｅｓ ａｎｄ ａｎｔｉｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｐａｔｔｅｒｎｓ ｉｎ ｃｈｉｃｋｅｎｍｅａｔ ｔｈｒｏｕｇｈｏｕｔ Ｊａｐａｎ[Ｊ]. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｆｏｏｄ Ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ， ２０１１，７４： ２７０－２７３.

[２８] Ｍｅｎｄｏｎ?ａ Ｅ Ｐ， Ｍｅｌｏ Ｒ Ｔ， Ｏｌｉｖｅｉｒａ Ｍ Ｒ Ｍ， ｅｔ ａｌ. Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓ￣ｔｉｃｓ ｏｆ ｖｉｒｕｌｅｎｃｅ， ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ａｎｄ ｇｅｎｅｔｉｃ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ ｓｔｒａｉｎｓ ｏｆＳａｌｍｏｎｅｌｌａ Ｉｎｆａｎｔｉｓ ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｒｏｍ ｂｒｏｉｌｅｒ ｃｈｉｃｋｅｎ ｉｎ Ｂｒａｚｉｌ[Ｊ].Ｐｅｓｑｕｉｓａ Ｖｅｔｅｒｉｎａｒｉａ Ｂｒａｓｉｌｅｉｒａ， ２０２０， ４０（１）： ２９－３８.

[２９] Ｇｒｉｍｏｎｔ Ｐ Ａ Ｄ， Ｗｅｉｌｌ Ｆ Ｘ. Ａｎｔｉｇｅｎｉｃ ｆｏｒｍｕｌａｅ ｏｆ ｔｈｅ Ｓａｌｍｏ￣ｎｅｌｌａ ｓｅｒｏｖａｒｓ[Ｒ]. ９ｔｈ ｅｄ. Ｗｏｒｌｄ Ｈｅａｌｔｈ Ｏｒｇａｎｉｚａｔｉｏｎ Ｃｏｌｌａｂｏ￣ｒａｔｉｎｇ Ｃｅｎｔｅｒ ｆｏｒ Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅ ａｎｄ Ｒｅｓｅａｒｃｈ ｏｎ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ. Ｐａｒｉｓ：Ｉｎｓｔｉｔｕｔ Ｐａｓｔｅｕｒ， ２００７.

[３０] Ｈｕ Ｘ Ｍ， Ｃｈｅｎ Ｚ Ｊ， Ｘｉｏｎｇ Ｋ， ｅ ａｌ. Ｖｉ ｃａｐｓｕｌａｒ ｐｏｌｙｓａｃｃｈａ￣ｒｉｄｅ： ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ， ｖｉｒｕｌｅｎｃｅ， ａｎｄ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ[Ｊ]. Ｃｒｉｔｉｃａｌ Ｒｅ￣ｖｉｅｗｓ ｉｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２０１７， ４３（４）： ４４０－４５２.

[３１] Ｌｕｋ Ｊ Ｍ， Ｋｏｎｇｍｕａｎｇ Ｕ， Ｒｅｅｖｅｓ Ｐ Ｒ， ｅｔ ａｌ. Ｓｅｌｅｃｔｉｖｅ ａｍｐｌｉｆｉ￣ｃａｔｉｏｎ ｏｆ ａｂｅｑｕｏｓｅ ａｎｄ ｐａｒａｔｏｓｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ｇｅｎｅｓ （ｒｆｂ） ｂｙ ｐｏｌｙ￣ｍｅｒａｓｅ ｃｈａｉｎ ｒｅａｃｔｉｏｎ ｆｏｒ ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｍａｊｏｒ ｓｅ￣ｒｏｇｒｏｕｐｓ （Ａ， Ｂ， Ｃ２， ａｎｄ Ｄ） [Ｊ]. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｃｌｉｎｉｃａｌ Ｍｉｃｒｏｂｉ￣ｏｌｏｇｙ， １９９３， ３１（８）： ２１１８－２１２３.

[３２] Ｔｅｎｎａｎｔ Ｓ Ｍ， Ｄｉａｌｌｏ Ｓ， Ｌｅｖｙ Ｈ， ｅｔ ａｌ. Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｂｙ ＰＣＲ ｏｆｎｏｎ￣ｔｙｐｈｏｉｄａｌ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｅｎｔｅｒｉｃａ ｓｅｒｏｖａｒｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｉｎｖａ￣ｓｉｖｅ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎｓ ａｍｏｎｇ ｆｅｂｒｉｌｅ ｐａｔｉｅｎｔｓ ｉｎ Ｍａｌｉ[Ｊ]. ＰＬｏＳ Ｎｅｇｌｅｃ￣ｔｅｄ Ｔｒｏｐｉｃａｌ Ｄｉｓｅａｓｅｓ， ２０１０， ４（３）： ｅ６２１.

[３３] 劉华伟，马立农，郭蔼光，等. 沙门氏菌常见Ｈ 抗原特异相的ＰＣＲ 快速检测[Ｊ]. 西北农业学报，２０１６，１５（２）：３８－４１.

[３４] Ｎａｂｅｒｈａｕｓ Ｓ Ａ， Ｋｒｕｌｌ Ａ Ｃ， Ｂｒａｄｎｅｒ Ｌ Ｋ， ｅｔ ａｌ. Ｅｍｅｒｇｅｎｃｅ ｏｆＳａｌｍｏｎｅｌｌａ ｅｎｔｅｒｉｃａ ｓｅｒｏｖａｒ ４，[５]，１２：ｉ：－ ａｓ ｔｈｅ ｐｒｉｍａｒｙ ｓｅｒｏ￣ｖａｒ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ｆｒｏｍ ｓｗｉｎｅ ｃｌｉｎｉｃａｌ ｓａｍｐｌｅｓ ａｎｄ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ａｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｒｅａｌ￣ｔｉｍｅ ＰＣＲ ｆｏｒ ｉｍｐｒｏｖｅｄ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｓｅｒｏｖａｒ￣ｌｅｖｅｌｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ[Ｊ]. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｖｅｔｅｒｉｎａｒｙ Ｄｉａｇｎｏｓｔｉｃ Ｉｎｖｅｓｔｉｇａ￣ｔｉｏｎ， ２０１９， ３１（６）： ８１８－８２７.

[３５] 杜强，赵莹，屠博文，等. 液相悬浮芯片技术在沙门氏菌血清分型中的应用优势[Ｊ]. 公共卫生与预防医学. ２０２１，３２（３）：７５－７９.

[３６] Ｆｉｔｚｇｅｒａｌｄ Ｃ， Ｃｏｌｌｉｎｓ Ｍ， Ｖａｎ Ｄ Ｓ， ｅｔ ａｌ. Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ， ｂｅａｄ￣ｂａｓｅｄ ｓｕｓｐｅｎｓｉｏｎ ａｒｒａｙ ｆｏｒ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｍｍｏｎＳａｌｍｏｎｅｌｌａ ｓｅｒｏｇｒｏｕｐｓ[ Ｊ]. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｃｌｉｎｉｃａｌ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ，２００７，４５（１０）： ３３２３－３３３４.

[３７] 张璐. 鸡源沙门氏菌血清型、耐药性及分子流行病学研究[Ｄ]. 北京：中国兽医药品监察所，２０２１.

[３８] Ｕｅｌｚｅ Ｌ， Ｂｏｒｏｗｉａｋ Ｍ， Ｄｅｎｅｋｅ Ｃ， ｅｔ ａｌ. Ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｎｄ ａｃｃｕ￣ｒａｃｙ ｏｆ ｆｏｕｒ ｏｐｅｎ￣ｓｏｕｒｃｅ ｔｏｏｌｓ ｆｏｒ ｉｎ ｓｉｌｉｃｏ ｓｅｒｏｔｙｐｉｎｇ ｏｆ Ｓａｌｍｏ￣ｎｅｌｌａ ｓｐｐ. ｂａｓｅｄ ｏｎ ｗｈｏｌｅ￣ｇｅｎｏｍｅ ｓｈｏｒｔ￣ｒｅａｄ ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ ｄａｔａ[Ｊ]. Ａｐｐｌｉｅｄ ａｎｄ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２０２０， ８６（５）：ｅ０２２６５－１９.

[３９] Ｍｕｒｒａｙ Ｃ Ｊ Ｌ， ｌｋｕｔａ Ｋ Ｓ， Ｓｈａｒａｒａ Ｆ， ｅｔ ａｌ. Ｇｌｏｂａｌ ｂｕｒｄｅｎ ｏｆｂａｃｔｅｒｉａｌ ａｎｔｉｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｉｎ ２０１９： ａ ｓｙｓｔｅｍａｔｉｃ ａｎａｌｙｓｉｓ[Ｊ]. Ｌａｎｃｅｔ， ２０２２， ３９９（１０３２５）： ６２９－６５５.

[４０] Ｐｏｐｏｗｓｋａ Ｍ， Ｋｒａｗｃｚｙｋ￣Ｂａｌｓｋａ Ａ. Ｂｒｏａｄ￣ｈｏｓｔ￣ｒａｎｇｅ ＩｎｃＰ￣１ｐｌａｓｍｉｄｓ ａｎｄ ｔｈｅｉｒ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ[Ｊ]. Ｆｒｏｎｔｉｅｒｓ ｉｎ Ｍｉｃｒｏ￣ｂｉｏｌｏｇｙ， ２０１３， ４： ４４.

[４１] Ｆｏｏｄ ａｎｄ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ Ｏｒｇａｎｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｎａｔｉｏｎｓ. ＪｏｉｎｔＦＡＯ/ ＷＨＯ/ ＯＩＥ ｅｘｐｅｒｔ ｍｅｅｔｉｎｇ ｏｎ ｃｒｉｔｉｃａｌｌｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ａｎｔｉｍｉ￣ｃｒｏｂｉａｌｓ[Ｒ]. Ｒｏｍｅ： ＦＡＯ， ＷＨＯ ａｎｄ ＯＩＥ， ２００７.

[４２] Ｌｕｃａｒｅｌｌｉ Ｃ， Ｄｉｏｎｉｓｉ Ａ Ｍ， Ｆｉｌｅｔｉｃｉ Ｅ， ｅｔ ａｌ. Ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ｓｅ￣ｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｃｈｒｏｍｏｓｏｍａｌ ｒｅｇｉｏｎ ｃｏｎｆｅｒｒｉｎｇ ｍｕｌｔｉｄｒｕｇ ｒｅｓｉｓｔ￣ａｎｃｅ （ Ｒ￣ｔｙｐｅ ＡＳＳｕＴ ） ｉｎ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ Ｔｙｐｈｉｍｕｒｉｕｍ ａｎｄｍｏｎｏｐｈａｓｉｃ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ Ｔｙｐｈｉｍｕｒｉｕｍ ｓｔｒａｉｎｓ [ Ｊ]. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆＡｎｔｉｍｉｃｒｏｂｉａｌ Ｃｈｅｍｏｔｈｅｒａｐｙ，２０１２，６７（１）： １１１－１１４.

[４３] Ｌｏｎｇ Ｌ，Ｙｏｕ Ｌ，Ｗａｎｇ Ｄ，ｅｔ ａｌ. Ｈｉｇｈｌｙ ｐｒｅｖａｌｅｎｔ ＭＤＲ，ｆｒｅ￣ｑｕｅｎｔｌｙ ｃａｒｒｙｉｎｇ ｖｉｒｕｌｅｎｃｅ ｇｅｎｅｓ ａｎｄ ａｎｔｉｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅｇｅｎｅｓ ｉｎ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｅｎｔｅｒｉｃａ ｓｅｒｏｖａｒ ４，[５]，１２：ｉ：－ ｉｓｏｌａｔｅｓｆｒｏｍ Ｇｕｉｚｈｏｕ Ｐｒｏｖｉｎｃｅ， Ｃｈｉｎａ[Ｊ]. ＰＬｏＳ ＯＮＥ， ２０２２，１７（５）：ｅ０２６６４４３.

[４４] Ｌｅｖｅｒｓｔｅｉｎ￣Ｖａｎ Ｈ Ｍ Ａ， Ｄｉｅｒｉｋｘ Ｃ Ｍ， Ｃｏｈｅｎ Ｓ Ｊ， ｅｔ ａｌ. Ｄｕｔｃｈｐａｔｉｅｎｔｓ， ｒｅｔａｉｌ ｃｈｉｃｋｅｎ ｍｅａｔ ａｎｄ ｐｏｕｌｔｒｙ ｓｈａｒｅ ｔｈｅ ｓａｍｅ ＥＳＢＬｇｅｎｅｓ， ｐｌａｓｍｉｄｓ ａｎｄ ｓｔｒａｉｎｓ[Ｊ]. Ｃｌｉｎｉｃａｌ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ Ｉｎ￣ｆｅｃｔｉｏｎ， ２０１１， １７（６）： ８７３－８８０.

[４５] Ｍ?ｋａ ?， Ｐｏｐｏｗｓｋａ Ｍ. Ａｎｔｉｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａｓｐｐ. ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｒｏｍ ｆｏｏｄ [ Ｊ]. Ｒｏｃｚｎｉｋｉ Ｐａｎｓｔｗｏｗｅｇｏ Ｚａｋ?ａｄｕＨｉｇｉｅｎｙ， ２０１６， ６７（４）： ３４３－３５８.

[４６] Ｍｉｃｈａｅｌ Ｇ Ｂ， Ｓｃｈｗａｒｚ Ｓ. Ａｎｔｉｍｉｃｒｏｂｉａｌ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｉｎ ｚｏｏｎｏｔｉｃｎｏｎｔｙｐｈｏｉｄａｌ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ： ａｎ ａｌａｒｍｉｎｇ ｔｒｅｎｄ？ [Ｊ]. Ｃｌｉｎｉｃａｌ Ｍｉ￣ｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ Ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ， ２０１６， ２２（１２）： ９６８－９７４.

[４７] Ｙｏｓｈｉｚａｗａ Ｓ， Ｆｏｕｒｍｙ Ｄ， Ｐｕｇｌｉｓｉ Ｊ Ｄ. Ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｏｒｉｇｉｎｓ ｏｆ ｇｅｎ￣ｔａｍｉｃｉｎ ａｎｔｉｂｉｏｔｉｃ ａｃｔｉｏｎ[Ｊ]. Ｔｈｅ ＥＭＢＯ Ｊｏｕｒｎａｌ， ２０１４， １７（２２）： ６４３７－６４４８.

[４８] Ｗｉｎ Ａ Ｔ， Ｓｕｐａ￣Ａｍｏｒｎｋｕｌ Ｓ， Ｏｒｓｉ Ｒ Ｈ， ｅｔ ａｌ. Ｓｅｑｕｅｎｃｅ ａｎａｌｙ￣ｓｅｓ ａｎｄ ｐｈｅｎｏｔｙｐｉｃ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｍｕｌｔｉｄｒｕｇ ｒｅｓｉｓｔａｎｔｇｅｎｅ ｉｎｓｅｒｔｉｏｎｓ ｉｎ ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｉｃ ｒｅｇｉｏｎ ｅｎｃｏｍｐａｓｓｉｎｇ ｐｈａｓｅ ２ｆｌａｇｅｌｌｉｎ ｅｎｃｏｄｉｎｇ ｆｌｊＡＢ ｇｅｎｅｓ ｉｎ ｍｏｎｏｐｈａｓｉｃ ｖａｒｉａｎｔ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａｅｎｔｅｒｉｃａ ｓｅｒｏｖａｒ ４，５，１２：ｉ：－ ｉｓｏｌａｔｅｓ ｆｒｏｍ ｖａｒｉｏｕｓ ｓｏｕｒｃｅｓ ｉｎＴｈａｉｌａｎｄ[Ｊ]. Ｆｒｏｎｔｉｅｒｓ ｉｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２０２１， １２： ７２０６０４.

[４９] Ｌｕ Ｘ， Ｚｅｎｇ Ｍ， Ｚｈａｎｇ Ｎ， ｅｔ ａｌ. Ｐｒｅｖａｌｅｎｃｅ ｏｆ １６Ｓ ｒＲＮＡ ｍｅｔｈ￣ｙｌａｔｉｏｎ ｅｎｚｙｍｅ ｇｅｎｅ ａｒｍＡ ｉｎ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｆｒｏｍ ｏｕｔｐａｔｉｅｎｔｓ ａｎｄｆｏｏｄ[Ｊ]. Ｆｒｏｎｔｉｅｒｓ ｉｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２０２１， １２： ６６３２１０.

[５０] Ｓｕｎ Ｊ， Ｚｈａｎｇ Ｈ Ｍ， Ｌｉｕ Ｙ Ｈ， ｅｔ ａｌ. Ｔｏｗａｒｄｓ ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇｍｃｒ￣ｌｉｋｅ ｃｏｌｉｓｔｉｎ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ[Ｊ]. Ｔｒｅｎｄｓ ｉｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ， ２０１８，２６（９）： ７９４－８０８.

[５１] Ｐａｖｅｌｑｕｅｓｉ Ｓ Ｌ Ｓ， ｄｅ Ｏｌｉｖｅｉｒａ Ｆｅｒｒｅｉｒａ Ａ Ｃ Ａ， Ｒｏｄｒｉｇｕｅｓ Ａ ＲＭ， ｅｔ ａｌ. Ｐｒｅｓｅｎｃｅ ｏｆ ｔｅｔｒａｃｙｃｌｉｎｅ ａｎｄ ｓｕｌｆｏｎａｍｉｄｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅｇｅｎｅｓ ｉｎ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｓｐｐ.： ｌｉｔｅｒａｔｕｒｅ ｒｅｖｉｅｗ[ Ｊ]. Ａｎｔｉｂｉｏｔｉｃｓ，２０２１， １０（１１）： １３１４.

[５２] Ｒａｚａｖｉ Ｍ， Ｍａｒａｔｈｅ Ｎ Ｐ， Ｇｉｌｌｉｎｇｓ Ｍ Ｒ ｅｔ ａｌ. Ｄｉｓｃｏｖｅｒｙ ｏｆ ｔｈｅｆｏｕｒｔｈ ｍｏｂｉｌｅ ｓｕｌｆｏｎａｍｉｄｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｇｅｎｅ [ Ｊ]. Ｍｉｃｒｏｂｉｏｍｅ，２０１７， ５： １６０.

[５３] Ｓｈａｈｅｅｎ Ａ， Ｔａｒｉｑ Ａ， Ｉｑｂａｌ Ｍ， ｅｔ ａｌ. Ｍｕｔａｔｉｏｎａｌ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｉｎｔｈｅ ｑｕｉｎｏｌｏｎｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ￣ｄｅｔｅｒｍｉｎｉｎｇ ｒｅｇｉｏｎｓ ｏｆ ｔｙｐｅ￣ＩＩ ｔｏｐｏｉ￣ｓｏｍｅｒａｓｅｓ ｏｆ Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｓｅｒｏｖａｒｓ[ Ｊ]. Ａｎｔｉｂｉｏｔｉｃｓ， ２０２１， １０（１２）： １４５５.

[５４] Ｓｅｉｆｆｅｒｔ Ｓ Ｎ， Ｈｉｌｔｙ Ｍ， Ｐｅｒｒｅｔｅｎ Ｖ， ｅｔ ａｌ. Ｅｘｔｅｎｄｅｄ￣ｓｐｅｃｔｒｕｍｃｅｐｈａｌｏｓｐｏｒｉｎ￣ｒｅｓｉｓｔａｎｔ Ｇｒａｍ￣ｎｅｇａｔｉｖｅ ｏｒｇａｎｉｓｍｓ ｉｎ ｌｉｖｅｓｔｏｃｋ：ａｎ ｅｍｅｒｇｉｎｇ ｐｒｏｂｌｅｍ ｆｏｒ ｈｕｍａｎ ｈｅａｌｔｈ？ [Ｊ]. Ｄｒｕｇ ＲｅｓｉｓｔａｎｃｅＵｐｄａｔｅｓ， ２０１３， １６（１/２）： ２２－４５.

[５５] Ｖａｌｉａｋｏｓ Ｇ， Ｋａｐｎａ Ｉ. Ｃｏｌｉｓｔｉｎ ｒｅｓｉｓｔａｎｔ ｍｃｒ ｇｅｎｅｓ ｐｒｅｖａｌｅｎｃｅ ｉｎｌｉｖｅｓｔｏｃｋ ａｎｉｍａｌｓ （ｓｗｉｎｅ， ｂｏｖｉｎｅ， ｐｏｕｌｔｒｙ） ｆｒｏｍ ａ ｍｕｌｔｉｎａｔｉｏｎ￣ａｌ ｐｅｒｓｐｅｃｔｉｖｅ： ａ ｓｙｓｔｅｍａｔｉｃ ｒｅｖｉｅｗ[Ｊ]. Ｖｅｔｅｒｉｎａｒｙ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ，２０２１， ８（１１）： ２６５.