晚期非小细胞肺腺癌患者铂类药物化疗前后血清表皮生长因子受体基因型变化
2016-12-27马新宇魏媛马笛巩平
马新宇,魏媛,马笛,巩平
(石河子大学医学院第一附属医院,新疆石河子832002)
晚期非小细胞肺腺癌患者铂类药物化疗前后血清表皮生长因子受体基因型变化
马新宇,魏媛,马笛,巩平
(石河子大学医学院第一附属医院,新疆石河子832002)
目的 观察晚期非小细胞肺腺癌患者铂类药物化疗前后血清表皮生长因子受体(EGFR)基因型变化。方法 40例晚期非小细胞肺腺癌患者均采用铂类药物化疗方案化疗4周期,检测患者化疗前后血清EGFR基因型,检测突变型和野生型基因比例。结果 40例患者中失访1例,DNA提取失败1例,最终纳入38例。化疗前EGFR基因型为野生型21例、突变型17例;化疗后分别为19、19例。化疗前后患者血清EGFR基因型比较差异无统计学意义。化疗前后基因状态一致者26例,基因状态不一致者12例,其中EGFR基因由突变型转为野生型5例、由野生型转为突变型7例。结论 铂类药物化疗可导致晚期非小细胞肺腺癌患者EGFR基因型改变。
非小细胞肺腺癌;表皮生长因子受体;基因突变;药物疗法
肺癌是当今世界最常见的恶性肿瘤之一,发病率和病死率居恶性肿瘤首位。其中非小细胞肺癌占全部肺癌的80%~85%左右[1]。表皮生长因子受体(EGFR)是上皮生长因子(EGF)细胞增殖和信号传导的受体,属于ErbB受体家族的一种,在细胞生理过程中发挥重要的调节作用[2]。既往研究[3]发现,肺癌的发生发展中常出现EGFR基因突变常可导致肿瘤细胞的生物学行为发生改变。美国国立综合癌症网络(NCCN)指南[4]建议EGFR突变阳性(由野生型转变为突变型)的非小细胞肺癌患者一线治疗首选表皮生长因子受体酪氨酸激酶抑制剂(EGFR-TKIs) ,而EGFR基因突变阴性(野生型)患者的治疗以化疗为主。目前EGFR基因突变阴性患者的最佳二线治疗方案仍无定论[5]。有学者[6]认为,EGFR-TKIs可作为EGFR基因突变阴性患者的二线治疗方案,治疗晚期肺腺癌效果较好。但目前关于非小细胞肺腺癌患者铂类药物化疗后EGFR基因型变化的相关报道较少。本研究观察了晚期非小细胞肺腺癌患者铂类药物化疗前后血清EGFR基因型变化,现将结果报告如下。
1 资料与方法
1.1 临床资料 收集2014年8月~2015年6月就诊于石河子大学第一附属医院的晚期非小细胞肺腺癌患者40例,其中男25例、女13例,年龄47~74岁,中位年龄60岁。存在吸烟史者20例;不吸烟者(不吸烟或每年吸烟<20支)18例。均经组织学或细胞学检查确诊为非小细胞肺腺癌;临床分期ⅢB~Ⅳ期;40例患者均予铂类药物化疗:第1、2天静脉滴注顺铂75 mg/m2、奈达铂 80 mg/m2、卡铂(根据肌酐值计算AUC给药量),21 d为1个疗程,共治疗2个疗程。根据RECIST1.1实体瘤疗效评价标准[7]评价患者疗效,分为完全缓解 0例、 部分缓解 6例 、疾病稳定 21例、疾病进展11例。 本研究已通过石河子大学医学院第一附属医院伦理委员会审核。所有入组患者均知情同意且签署知情同意书。
1.2 患者血清EGFR基因型检测 治疗前后分别采集入试者静脉血5 mL,2 h内提取血清。采用PCR及直接测序法检测40例晚期非小细胞血清EGFR基因型。按QIAampBloodMinKit试剂盒(德国Qiagen公司)说明书提取样本DNA,利用NanoDrop检测样本DNA的浓度和纯度。根据GenBank数据库检索得到人EGFR基因序列,设计EGFR外显子19和21引物,经NCBIBLAST同源性检索后,由上海生工生物工程有限公司合成。引物序列见表1。 PCR产物经琼脂糖凝胶电泳检测后送北京华大基因完成测序,使用CHROMAS软件进行阅读。EGFR基因外显子19和21片段突变结果判定:EGFR基因19外显子突变为缺失突变,测序结果行NCBIBLAST与野生序列进行对比,若测得序列与野生型序列吻合且无套叠样峰图,判定为野生型;若表现为一段序列缺失或为野生型与突变型套叠样峰图,判定为突变型。EGFR 基因21外显子突变为L858R突变,若所测得结果与野生型序列吻合且无套叠样峰图,判定为野生型;若为单一T/G突变或表现为T/G套叠样峰图,判定为突变型。计算治疗前后基因突变率。基因突变率=突变型例数/(突变型+野生型例数)。
1.3 统计学方法 采用SPSS17.0统计软件。计数资料比较采用χ2检验。P<0.05为差异具有统计学意义。
表1 EGFR基因外显子19及21扩增引物序列
2 结果
40例患者中失访1例,DNA提取失败1例,最终纳入38例。化疗前EGFR基因型为野生型21例、突变型17例;化疗后分别为19、19例。化疗前后患者血清EGFR基因型比较差异无统计学意义。化疗前后基因状态一致者26例,基因状态不一致者12例,其中EGFR基因由突变型转为野生型5例、由野生型转为突变型7例。
3 讨论
非小细胞肺癌是肺癌的常见病理类型。近年来腺癌发病率逐年上升,目前已超过鳞癌,成为非小细胞肺癌的主要病理类型。EGFR是一种酪氨酸激酶型受体,EGFR基因突变与多种实体肿瘤的发生、发展有关。约一半初诊肺腺癌患者可检测到EGFR基因突变,且在治疗过程中患者基因状态可能发生改变,其中19、21外显子突变为EGFR基因突变的主要类型。Sordella等[8]报道,突变的EGFR基因可选择性活化Akt及其信号转导,激活转录信号途径STAT活化因子,从而延长细胞生存期,用小干扰RNA敲除突变的EGFR或用STAT信号转导药理阻滞剂处理,可使非小细胞肺癌细胞广泛发生凋亡,而这些细胞能相对较好的耐受普通化疗药物所导致的细胞凋亡。可见突变EGFR基因可选择性的转变非小细胞肺癌所依赖的经典生存信号途径,从而导致肺癌细胞的生物学特性改变。
非小细胞肺癌早期发现率低于20%,晚期患者占80%以上,晚期非小细胞肺癌患者仅可行化疗或加局部放疗。化疗应用范围广泛,仅需常规病理分型即可进行治疗,但化疗的低选择性导致其伴随的骨髓毒性、肾毒性、胃肠道反应等不良反应明显,且效果并不理想,有效率仅30%~40%,中位总生存期约10个月,1年生存率不到40%。近年来生物靶向治疗成为非小细胞肺癌研究热点,以EGFR-TIKs疗效最为突出,靶向治疗有更高的选择性,疗效确切,不良反应小。但该类靶向药物治疗对EGFR基因型野生型患者无效,仅对突变型患者疗效好。
目前临床检测EGFR基因型主要是检测肿瘤组织,二次取材难度高,风险大,在临床难以获取。有研究表明[9],实体肿瘤形成和发展过程中常有癌细胞在血循环中凋亡并释放遗传物质入血。几项较大样本的研究[10]均发现晚期肺癌患者外周血与组织中EGFR基因型检测结果一致性好,提示可以用外周血游离DNA进行EGFR基因型的检测。外周血EGFR基因型检测对患者创伤小,风险低,临床标本易于获得,并且检测成本低。本研究结果显示,铂类药物化疗前后部分患者EGFR基因型发生改变。虽然化疗前后患者EGFR基因突变率差异无统计学意义,但有31.6%(12/38)的患者EGFR基因状态发生改变,12例发生改变的患者中5例由突变型转变为野生型,7例野生型转变为突变型。
铂类为细胞周期非特异性细胞毒性药物,其主要作用靶点是DNA,铂类进入细胞后会发生水化,进而与DNA交联,导致癌细胞DNA无法正常复制,继而导致肿瘤细胞死亡。这是铂类药物引起细胞毒性的主要机制,但该过程中常常会产生铂类耐药。Nie等[9]研究发现,对具有EGFR基因19外显子突变的NSCLC细胞系(PC9细胞)进行铂类耐药处理的同时,其对EGFR-TKIs的敏感性降低。该研究提示铂类药物可能会在破坏NSCLC细胞DNA复制的同时激活其DNA修复系统,导致NSCLC细胞基因发生改变,进而使其生物学行为改变,对EGFR-TKIs敏感性降低。并且在临床治疗中发现,部分EGFR基因野生型患者在一线铂类化疗失败后使用EGFR-TKIs治疗可临床获益。本研究结果证实了铂类药物化疗会导致患者EGFR基因状态的改变,但从目前的研究结果来看,其诱导基因状态发生改变的方向并不确定,在何种条件下更易诱导出突变型EGFR基因尚需后续的研究探索。
本研究中部分患者化疗前组织EGFR基因检测为阳性,外周血游离DNA EGFR基因检测为阴性,但在化疗后外周血游离DNA检测转为阳性,该现象的产生可能是由于EGFR基因突变阳性的肿瘤细胞对化疗更加敏感而被大量杀灭,释放更多DNA入血所致。该现象同时表明使用外周血游离DNA检测EGFR基因状态具有一定的局限性,即本方法可能会产生假阴性结果。其主要原因为外周血游离DNA含量低,受患者个体差异影响大,提取过程中对操作要求高,敏感度可能受检测人员技术影响,故其说服力尚无法替代组织标本[11,12]。若具有更高敏感性且易于操作的实验方法得以开发,则外周血游离DNA检测EGFR基因状态有望使用于临床病理学诊断,造福于患者。
综上所述,铂类药物化疗可导致晚期非小细胞肺腺癌患者血清EGFR基因型改变。本研究尚存在样本量过小等不足,今后将开展多中心大样本量的临床实验,为晚期肺腺癌患者的临床治疗提供新的思路及理论依据。
[1] Rosell R, Moran T, Queralt C, et al. Screening for epiderminal growth factor receptor mutations in lung cancer[J]. N Engl J Med, 2009,361(10):958-967.
[2] Mok TS, Yi-long Wu, Thongprasert S, et al.Gefitinib or carboplatin-paclitaxel in pulmonary adenocarcinoma[J]. N Engl J Med, 2009,361(10):947-957.
[3] Tsao MS, Sakurada A, Cutz JC. Erlotinib in lung cancer-molecular and clinical predictors of outcome[J]. N Engl J Med, 2005,353(2):133-144.
[4] Shepherd FA, Rodrigues PJ, Ciuleanu T, et al. Erlotinib in previously treated non-small lung cancer[J]. N Engl J Med, 2005,353(2):123-132.
[5] 韩如冰,钟巍,赵静,等.晚期肺腺癌患者化疗前后血清EGFR基因突变状态的比较[J].中国肺癌杂志,2011,14(2):36-37.
[6] 曲进,任晓安,边吉来,等.非小细胞肺癌小分子化合物(EGFR-TKI)靶向治疗疾病进展后与化疗交替治疗14例观察[J].中国卫生产业,2014(22):250-251.
[7] 林丽珠,陶志广,周岱翰.WHO标准和RECIST在肺癌多中心疗效评价的比较[J].中国肿瘤临床,2006,33(5):253-255.
[8] Sordella R, Bell DW, Haber DA, et al. Gefitinib-sensitizing EGFR mutations in lung cancer activate anti-apoptptic pathways[J]. Science, 2004,305(5687):1163-1167.
[9] Nie K, Jia Y,Zhang X. Cell-free circulating tumor DNA in plasma/serum of non-small cell lung cancer[J]. Tumor Biol, 2015,36(1):7-19.
[10]Kimura H, Suminoe M, Kasahara K, et al. Evaluation of epidermal growth factor receptor mutation status in serum DNA as a predictor of response to gefitinib (IRESSA)[J]. Br J Cancer, 2007,97(6):778-784.
[11] Li Z, Zhang Y, Bao W, et al. Insufficiency of peripheral blood as a substitute tissue for detecting EGFR mutations in lung cancer: a meta-analysis[J]. Targeted Oncol, 2014,9(4):381-388.
[12] Mazurek A, Pierzyna M, Giglok M, et al. Quantification of concentration and assessment of EGFR mutation in circulating DNA[J]. Cancer Biomark,2015,15(4):515-524.
新疆石河子大学重大科技攻关计划项目(gxjs2013-zdgg07)。
巩平(E-mail: 18999536479@163.com)
10.3969/j.issn.1002-266X.2016.39.014
R734
B
1002-266X(2016)39-0044-03
2015-12-17)