不同组培方式对花生子叶离体组培获得再生苗影响的研究

2014-03-25卢春生廖福琴林芸

山西农业大学学报（自然科学版） 2014年3期

卢春生，廖福琴，林芸

(福建省龙岩市农业科学研究所，福建龙岩 364000)

花生属于无限开花结实的作物，生育期较长，大多数经济性状都是数量性状，受多基因控制，遗传基础比较狭窄, 缺乏相关的抗性基因[1]。其栽培种在长期的种植过程中，往往由于机械混杂、生物学混杂(天然杂交)、不同自然条件和栽培条件的影响、多种病虫害的侵入、品种本身遗传性发生变化和自然杂交以及干旱等灾害的影响[2], 引起基因重组而产生变异，造成品种混杂，种性退化，丰产性变劣，严重影响其产量和品质[3]。目前在花生的种性保持中，基本采用株选、荚选、仁选等措施，而且都是在室外或田间进行，极易受客观条件的限制引起再次混杂，因此为了保持品种的固有特性，充分发挥品种的优良特性，根据雷萍萍等以花生组织培养及高频率植株再生成功的报道[4，5]，开展了利用种仁中的子叶作为外植体，采用不同的培养基进行离体组织培养获得再生植株，再用不同的基质种植幼苗移到室外炼苗，使花生幼苗生长适应外界的环境条件后再定植，从而不受外界条件的影响，以保持品种的遗传性状和农艺性状的一致性，延长优良品种的使用寿命，一般可增产10%左右[6]。

1 材料与方法

1.1 试验材料

咸酥花生加工型花生品种“龙花163”的种仁(该品种于2007年通过福建省认定)。

1.2 培养条件

采用MS基本培养基，附加不同种类和浓度的激素。培养温度为25±3℃，光照强度为1500～2000 LX。光照时间14 h·d-1，蔗糖用量为30 g·L-1，琼脂7 g·L-1，pH值为5.4～5.8。

1.3 离体组织培养

1.3.1 愈伤组织的诱导

选取饱满，无病虫害，无萌芽破皮的种仁，将种仁浸泡1～2 h，置于光照培养箱进行催芽。2 d后取出催芽后的种子，放在超净工作台，经体积浓度为70%酒精中浸泡15 s，再置0.1% HgCl2溶液消毒15 min后,用无菌水冲洗5～7次，剥去种皮去掉胚轴、胚叶留下子叶，将子叶节端插入5种处理进行愈伤组织的诱导培养。

处理1：MS+6-BA 4 mg·L-1+2,4-D 1 mg·L-1;

处理2：MS+6-BA 4 mg·L-1+2,4-D 2 mg·L-1;

处理3：MS+6-BA 4 mg·L-1+NAA 0.5 mg·L-1;

处理4：MS+6-BA 4 mg·L-1+NAA 1 mg·L-1;

处理5：MS+6-BA 4 mg·L-1+NAA 0.5 mg·L-1+2,4-D 1 mg·L-1.

1.3.2 愈伤组织的分化

当愈伤组织生长50 d左右，从外植体上切下，转至分化培养基进行分化试验。

处理1：MS+6-BA 1 mg·L-1+NAA 0.2 mg·L-1;

处理2：MS+6-BA 1 mg·L-1+NAA 0.5 mg·L-1;

处理3：MS+6-BA 1 mg·L-1+NAA 1 mg·L-1;

处理4：MS+6-BA 0.5 mg·L-1+NAA 0.2 mg·L-1;

处理5：MS+6-BA 1.5 mg·L-1+NAA 0.2 mg·L-1;

处理6：MS+6-BA 2 mg·L-1+NAA 0.2 mg·L-1.

1.3.3 根的诱导

当分化长至数片真叶约3 cm后，从愈伤组织上切下，转移到生根培养基：

(1) 1/2MS；

(2)1/2MS+IBA 0.5 mg·L-1；

(3)1/2MS+IBA 1 mg·L-1；

(4)1/2MS+IBA 1.5 mg·L-1；

(5)1/2MS+NAA 0.5mg·L-1；

(6)1/2MS+NAA 1mg·L-1上；

(7)1/2MS+NAA 1.5 mg·L-1，诱导生根。

1.3.4 组培苗移栽

将已生根的组培苗搬到室外进行炼苗。7 d后洗去琼脂，在2‰托布津溶液浸泡20 min，晾干后，种植于事先灭过菌的基质上。基质采用：(1)腐质土；(2)珍珠岩；(3)蛭石；(4)蛭石∶腐质土=1∶1。温度保持25±2℃，湿度>80%，植株成活后大约15 d左右，将组培苗移栽到大田定植。

2 结果与分析

2.1 不同激素浓度对花生子叶愈伤诱导的影响

从表1可以看出,5种培养基都能成功诱导愈伤组织发生，这说明愈伤组织的诱导不受生长素种类的限制[6]，但处理1培养基中的愈伤组织较松散，透明；处理2培养基中愈伤组织半透明，基部已经褐化变黑；处理3培养基中的愈伤组织紧密，较硬；处理4处理中愈伤组织褐化，坚硬；处理5培养基呈淡绿色疏松，说明NAA和2，4-D对花生愈伤组织的诱导效果较单一，同时添加NAA和2，4-D效果较好。

表1不同激素浓度对花生愈伤组织诱导的影响

Table1 Effects of different hormone concentration on induction of the peanut callus

处理Treatment外植体数/个Numbersof explant诱导率Inductionrate/%愈伤组织形态Callus morphology14060愈伤组织松散,透明24073愈伤组织半透明,基部已经褐化变黑33571愈伤组织紧密,较硬44076愈伤组织褐化,坚硬54081愈伤组织淡绿色,疏松

2.2 花生愈伤组织的分化

愈伤组织转至分化培养基，经过15 d后，愈伤组织开始变绿，30 d后愈伤组织增多，绿色加深，表面变粗，长出许多小突起，最初为一小绿点进而长成小芽点，再生长成芽，有单芽，也有丛生芽，有的芽多达5个以上，70 d后，大部分的小植株出现一对复叶，主茎也开始伸长，也有个别只生根，没长芽。从表2可见，愈伤组织的诱导不随着6-BA和NAA的质量浓度的提高而提高，较低浓度的6-BA、NAA有利于愈伤组织的分化[7]。

表2不同激素配比对花生愈伤组织分化的影响

Table2 Effects of different hormone combinations on differentiation of the peanut callus

处理Treatment接种愈伤组织质量Weight of inoculatecallus /g分化芽数Numbers ofdifferentiated bud/个分化率Differentiationrate/%1234565050505050501598687301816121614

2.3 生根培养基对根的诱导

经诱导的无根苗，去黄叶和基部后，单棵接入

诱根培养基培养，10 d后，部分外植体切口处有白色根点出现，以处理5较明显(图1)。20 d后，部分外植体有较粗的根长出，40 d后，不同培养基的生根率有显著差异。从表3可见，低浓度的NAA有利于根的生长，NAA比IBA效果好[8]。

图1 培养基上形成的不定芽Fig.1 Adventitious sprouts on medium

处理Treatment接种苗Inoculatedseedling生长素AuxinIBA/mg·L-1NAA/mg·L-1生根率Rooting rate/%根的形态Root morpholog130003.3细小2300.5023.3细小3301.0033.3细小4301.5036.7细小53000.583.3粗壮,侧根多6300163.3粗壮,侧根多73000.563.3粗壮,侧根多