Mutyh在早产儿视网膜病变氧化应激损伤中的作用

摘要：目的" 探究碱基错配修复基因Mutyh在早产儿视网膜病变（ROP）中的潜在作用。方法" 取Mutyh敲除小鼠和野生型小鼠，构建氧诱导的视网膜病变模型，检测视网膜氧化应激水平，观察感光细胞及线粒体超微结构，检测相应生物标志物；体外应用过氧化氢刺激小鼠感光细胞系661W，构建氧化应激模型，检测感光细胞氧化应激水平及线粒体功能。结果" Mutyh在小鼠氧诱导的视网膜病变模型及661W氧化应激模型中表达量升高，Mutyh动物敲除和细胞敲减实验均显示感光细胞和线粒体损伤加重，而体外过表达Mutyh能够修复感光细胞和线粒体损伤。结论" Mutyh有潜力成为ROP的生物标志物，通过提升Mutyh的表达，可能对ROP发挥治疗作用。

关键词：早产儿视网膜病变；氧化应激；氧诱导的视网膜病变；感光细胞；Mutyh

中图分类号： R722.6" 文献标识码： A" 文章编号：1000-503X（2024）06-0862-10

DOI：10.3881/j.issn.1000-503X.16032

基金项目：江苏省自然科学基金青年基金（BK20200151）和南京市卫生科技发展专项资金项目一般性课题（YKK22158）

Role of Mutyh in Oxidative Stress Damage in Retinopathy of Prematurity

LI Huijuan1，TANG Jie2，CHENG Rui1

1Department of Neonatology，2Department of Neonatal Surgery，Children’s Hospital of Nanjing Medical University，Nanjing 210000，China

Corresponding author：CHENG Rui" Tel：025-83117500，E-mail：chengrui350@163.com

ABSTRACT：Objective" To explore the role of the base mismatch repair gene Mutyh in retinopathy of prematurity（ROP）.Methods" Mutyh（-/-）and wild-type（WT）mice were used for the modeling of oxygen-induced retinopathy.The retinal oxidative stress was examined，and the ultrastructures of photoreceptors and mitochondria were observed.The biomarkers of photoreceptors and mitochondria were tested.Furthermore，the photoreceptor cell line 661W was treated with hydrogen peroxide for the modeling of oxidative stress.In the cell model，and the oxidative stress and photoreceptor functions in the cells were measured.Results" In both the mouse and cell models，the expression of Mutyh was up-regulated.Mutyh knockout in mice and knockdown in cells exerted negative effects on photoreceptors and mitochondria.Mutyh overexpression showed protective functions in the cell model，indicating that Mutyh played a role in repairing photoreceptors and mitochondria.Conclusions" Mutyh showed the potential to become a biomarker of ROP.Increasing Mutyh expression might have therapeutic effects on ROP，which needs further validation.

Key words：retinopathy of prematurity；oxidative stress；oxygen-induced retinopathy；photoreceptor；Mutyh

Acta Acad Med Sin，2024，46（6）：862-871

早产儿视网膜病变（retinopathy of prematurity，ROP）是发生于早产和低出生体重儿的视网膜血管增生性疾病［1］，是可以预防的婴幼儿最常见的致盲和致低视力眼病［2］。除血管病变外，感光细胞损伤也是ROP领域不容忽视的方向［3］。氧化应激是ROP重要的损伤机制之一，感光细胞因其多种特性而容易受到氧化应激攻击产生损伤［3］。早产儿氧化应激水平可以作为ROP的预测因子，且ROP的病变程度随氧化应激严重程度升高而加重［4］。有研究表明ROP患儿外周血和尿液的DNA氧化应激标志物8-羟基-2’-脱氧鸟苷（8-hydroxy-2’-deoxyguanosine，8-OHdG）较未发生ROP的早产儿明显升高，提示ROP患儿体内氧化应激水平升高［5］。

氧化应激导致DNA损伤的主要形式之一是鸟嘌呤（guanine，G）被氧化为8-氧鸟嘌呤（8-oxoG），8-oxoG进一步转化生成8-OHdG。G应与胞嘧啶（cytosine，C）配对，当G被氧化生成8-oxoG后，只能与腺嘌呤（adenine，A）配对，A进而与胸腺嘧啶（thymine，T）配对，导致碱基错配，基因突变［6］。MUTYH是人碱基错配切除修复系统的重要成员，其编码的糖基化酶负责将与8-oxoG配对的A切除，阻止碱基错配的进一步发生，从而减轻DNA氧化应激损伤［6］。当人MUTYH或小鼠Mutyh不能充分发挥作用时，DNA易受到氧化应激损伤而发生碱基错配。MUTYH或Mutyh发生突变或拷贝数下降等已被证明与多种肿瘤及肠息肉发生相关［7］，但其在ROP的发生发展，以及感光细胞的氧化应激损伤中是否发挥作用尚不明确。本研究旨在应用Mutyh敲除（Mutyh-/-）小鼠，构建氧诱导的视网膜病变（oxygen-induced retinopathy，OIR）模型，同时利用过氧化氢刺激感光细胞系661W构建氧化应激模型，探讨Mutyh对ROP发生发展和感光细胞的影响。

1" 材料和方法

1.1" 材料

8-OHdG单克隆抗体（IM-MOG110523E）购自日本JalCA研究所。引物（Mutyh 正向引物：5’-TGCCACCTGTGTTGTGGAGC-3’，反向引物：5’-TGTGCTGATGCTGTTCTGAGGG-3’；视紫红质正向引物：5’-TGCCCTTCTCCAACGTCACAG-3’，反向引物：5’-AGGGCGATTTCACCTCCAAGT-3’；细胞色素c氧化酶第I亚基正向引物：5’-TTGGTCCCCTCCTCCAGC-3’，反向引物：5’-CCAGTGCTAGCCGCAGGCA-3’；细胞色素b正向引物：5’-GCCACCTTGACCCGATTCT-3’，反向引物：5’-TTGCTAGGGCCGCGATAAT-3’；β-actin正向引物：5’-GGCTGTATTCCCCTCCATCG-3’，反向引物：5’-CCAGTTGGTAACAATGCCATGT-3’）购自北京擎科生物科技股份有限公司。RNA提取试剂盒（RC112-01）、高特异性染料法定量PCR检测试剂盒（Q131-02/03）购自南京诺唯赞生物科技股份有限公司。逆转录试剂盒（RR047Q）购自日本Takara公司。661W细胞购自浙江明舟生物科技公司。DMEM高糖培养基（PM1502 10）购自武汉普诺赛生命科技有限公司。胎牛血清购自美国Gibco公司。过氧化氢（7722-84-1）购自美国Sigma Aldrich公司。LipofectamineTM 3000（L3000015）购自美国Thermofisher公司。Mutyh过表达、敲减（shRNA）以及空载质粒购自武汉金开瑞生物工程有限公司。8-OHdG ELISA试剂盒（ab201734）购自英国Abcam公司。ATP检测试剂盒（S0026）购自上海碧云天生物技术股份有限公司。

1.2" 动物实验

1.2.1" 实验动物

6～8周龄Mutyh（-/-）C57BL/6小鼠来源于南京医科大学医药实验动物中心［生产许可证号SCXK（苏）2021-0001］，6～8周龄野生型C57BL/6小鼠购自江苏集萃药康生物科技股份有限公司。以上实验动物饲养于SPF级环境中［SYXK（苏）2018-0020］。本研究经南京医科大学实验动物福利伦理委员会审批。

1.2.2" 动物模型构建及分组

取6～8周龄Mutyh（-/-）C57BL/6和野生型C57BL/6饲养于SPF级环境中。根据经典小鼠OIR模型构建方法［8］，取出生后第7天（postnatal 7，P7）新生鼠，与乳鼠共同置于高氧实验箱中5 d（P7～P12），然后置于常氧环境（氧浓度21%）中继续饲养5 d（P12～P17），构建OIR模型。设立以下4组动物：野生型常氧组、野生型OIR组、Mutyh（-/-）常氧组及Mutyh（-/-）OIR组，每组18只。6只用于视网膜8-OHdG免疫组织化学染色，6只用于视网膜感光细胞及线粒体超微结构观察，6只用于视网膜实时荧光定量PCR测定感光细胞及线粒体标志分子。

1.2.3" 视网膜8-OHdG免疫组织化学染色

取P17小鼠，多聚甲醛心脏灌注后获取眼球，将眼球浸入眼球固定液固定，依次进行石蜡包埋、切片、脱蜡、抗原修复、阻断内源性过氧化物酶、封闭、8-OHdG一抗以及二抗孵育、3，3’-二氨基联苯胺显色、复染细胞核等步骤，最终在显微镜下观察拍照。每组随机选取4张图片，应用Image J图像软件定量分析8-OHdG含量，采用单因素方差分析进行4组之间的比较，多组间两两比较采用LSD法。

1.2.4" 视网膜感光细胞及线粒体超微结构观察

取P17小鼠，戊二醛灌注后取视网膜，制备电子显微镜标本，于透射电子显微镜下观察感光细胞和内部线粒体的数目、形态、结构等。

1.2.5" 视网膜实时荧光定量PCR测定感光细胞及线粒体标志分子

取P17小鼠，生理盐水灌注后取视网膜，采用RNA提取试剂盒从视网膜组织匀浆中提取总RNA，应用逆转录试剂盒将RNA逆转录为cDNA，以cDNA为模板，利用实时荧光定量PCR试剂盒进行实时荧光定量PCR检测感光细胞标志物视紫红质以及线粒体标志物，即线粒体编码的细胞色素c氧化酶第I亚基（cytochrome c oxidase subunit Ⅰ，COX Ⅰ）和细胞色素b（cytochrome b，Cytb）的mRNA表达水平。以β-actin为内参基因，采用2-ΔΔCt法计算mRNA的相对表达量。

1.3" 细胞实验

1.3.1" 感光细胞661W氧化应激模型构建、质粒转染及细胞分组

Muyth过表达质粒、敲减质粒及空载质粒由武汉金开瑞生物工程有限公司合成。转染前接种并培养661W细胞，使其在转染时汇合度达到70%～90%；使用Opti-MEMTM培养基稀释LipofectamineTM 3000并充分混匀；使用Opti-MEMTM稀释质粒DNA制备预混液，然后添加P3000TM并充分混匀；在每管已稀释的LipofectamineTM 3000中加入质粒DNA预混液，制备质粒DNA-脂质体复合物；将DNA-脂质体复合物加入细胞中；通过实时荧光定量PCR验证转染效率。根据经典方法，予1 mmol/L 过氧化氢刺激661W细胞12 h，建立氧化应激模型［9-10］。设立过氧化氢+空载质粒组、过氧化氢+Mutyh过表达组及过氧化氢+Mutyh敲减组。

1.3.2" 实时荧光定量PCR测定661W线粒体标志分子

取各组细胞，采用RNA提取试剂盒提取总RNA，应用逆转录试剂盒将RNA逆转录为cDNA，以cDNA为模板，利用实时荧光定量PCR检测COX I和Cytb的mRNA相对表达量。

1.3.3" 感光细胞8-OHdG及ATP测定

取各组细胞培养上清液，按照ELISA试剂盒说明书检测各组细胞8-OHdG含量；按照ATP检测试剂盒说明书测定各组细胞ATP含量：吸除培养基，加入裂解液裂解细胞，4 ℃、12 000 g离心5 min后取上清液，利用ATP标准溶液制备标准曲线，配置ATP工作液加入上清液中，应用发光检测仪［普洛麦格（北京）生物技术有限公司］测定数值，根据标准曲线计算ATP产量。

1.4" 统计学处理

采用 SPSS 26.0统计软件，经Shapiro-Wilk法明确符合正态分布后，方差齐性的计量资料用均数±标准差表示，两组间均数比较采用t检验，多组间均数比较采用单因素方差分析，多组间两两比较采用LSD法。双侧Plt;0.05为差异有统计学意义。所有实验均独立重复3次。

2" 结果

2.1" 小鼠视网膜8-OHdG免疫组织化学染色结果

野生型OIR组较野生型常氧组小鼠视网膜8-OHdG平均光密度值显著升高（P=0.001），Mutyh（-/-）OIR组8-OHdG较Mutyh（-/-）常氧组显著升高（P=0.005），Mutyh（-/-）常氧组较野生型常氧组显著升高（Plt;0.001），Mutyh（-/-）OIR组较野生型OIR组显著升高（Plt;0.001）（图1）。

2.2" 感光细胞及线粒体形态变化

野生型常氧组感光细胞的膜盘层状结构正常，野生型OIR组膜盘层状结构松散、紊乱、减少，Mutyh（-/-）常氧组膜盘层状结构变性、减少，Mutyh（-/-）OIR组膜盘层状结构宽大、松散、紊乱（图2）。野生型常氧组感光细胞线粒体形态正常；野生型OIR组感光细胞出现线粒体空泡化；Mutyh（-/-）常氧组线粒体基质不均，结构致密，嵴局部断裂；Mutyh（-/-）OIR组线粒体基质不均，嵴局部缺失、蜷曲、膜隆起或破损，局部空泡化（图3）。野生型OIR组感光细胞的外核层中细胞核分布相对稀疏，体积小于Mutyh（-/-）OIR组，胞质大多均匀，个别细胞核周围水肿；Mutyh（-/-）OIR组感光细胞的外核层中细胞核数量多，周围胞质水肿区相对较大，呈低电子密度区；野生型OIR组感光细胞的内节层胞质轻度水肿，线粒体整体损伤程度较低，个别线粒体基质不均，嵴局部断裂缺失，胞内存在部分细胞器空泡；Mutyh（-/-）OIR组感光细胞的内节层胞质均匀，线粒体少部分基质均匀，较多线粒体损伤严重，基质不均，嵴局部缺失、蜷曲、膜隆起或破损，局部空泡化，Mutyh（-/-）OIR组线粒体损伤程度较野生型OIR组更高；野生型OIR组感光细胞的外节层膜盘结构存在轻度或中度损伤，损伤较轻者结构尚可，层状结构排列整齐、较致密，损伤重者局部结构松散、变性，线粒体结构尚可，基质均匀，嵴排列整齐；Mutyh（-/-）OIR组感光细胞的外节层的膜盘结构损伤较重，层状结构松散、紊乱、变性、减少（图4）。

2.3" 感光细胞及线粒体标志物变化

野生型OIR组视网膜Mutyh表达量较野生型常氧组显著升高（P=0.023）（图5A）；野生型OIR及Mu-tyh（-/-）常氧组视网膜的视紫红质表达量较野生型常氧组均显著升高（P=0.049，P＜0.001），Mutyh（-/-）OIR较Mutyh（-/-）常氧组的视紫红质表达量显著升高（P=0.014）（图5B）；野生型 OIR组及Mutyh（-/-）常氧组视网膜线粒体编码的COX Ⅰ表达量较野生型常

氧组均显著降低（P=0.010，P=0.003），Mutyh（-/-）OIR组较Mutyh（-/-）常氧组的COX Ⅰ表达量显著降低（P=0.029）（图5C）；野生型OIR组及Mutyh（-/-）常氧组视网膜的Cytb表达量较野生型常氧组均显著降低（P=0.048，P=0.009），Mutyh（-/-）OIR组较Mutyh（-/-）常氧组的Cytb表达量显著降低（P=0.003）（图5D）。

2.4" 661W细胞氧化应激模型构建及验证

过氧化氢组661W细胞的Mutyh表达量较对照组显著升高（P=0.033）；COX Ⅰ及Cytb表达量较对照组均显著降低（P=0.042，P=0.011）（图6）。

2.5" Mutyh过表达及敲减对661W细胞线粒体和氧化应激水平的影响

在正常培养基培养的对照组，Mutyh过表达和敲减未对COX Ⅰ和Cytb的表达产生影响，在培养基中加入了过氧化氢的过氧化氢组，Mutyh过表达减轻了线粒体损伤，表现为COX Ⅰ和Cytb较空载质粒组均显著上升（P=0.017，P=0.040），而Mutyh敲减加剧了线粒体损伤，表现为COX Ⅰ和Cytb较空载质粒组均显著下降（P=0.047，P=0.030），Mutyh过表达相比敲减组，对线粒体发挥了显著的保护性作用，表现为COX Ⅰ和Cytb表达水平的显著升高（Plt;0.001，P=0.001）（图7A、7B）；在正常培养基培养的对照组，Mutyh敲减组与空载质粒组和过表达组相比，ATP产量显著下降（P均lt;0.001），在氧化应激条件下，Mutyh敲减组与空载质粒组和过表达组相比，ATP产量均显著下降（P均lt;0.001），过表达组ATP较空载质粒组显著上升（P=0.012）（图7C）；在正常培养条件下，Mutyh敲减组与空载质粒组和过表达组相比，8-OHdG含量均显著上升（P=0.006，P=0.004），在氧化应激条件下，Mutyh敲减组与空载质粒组和过表达组相比，8-OHdG含量均显著上升（P=0.026，P=0.003），过表达组8-OHdG较空载质粒组有下降的趋势，但差异无统计学意义（P=0.169）（图7D）。

3" 讨论

ROP是早产儿常见并发症之一［2］。我国多中心临床研究表明，在胎龄lt;28周或出生体重lt;1000 g的早产儿中，ROP发病率超过50%，重症ROP的发病率接近10%［11］。随着三胎政策的落实，早产和低出生体重儿特别是极/超早产儿，极/超低出生体重儿的比例升高［12］，ROP的防治必将成为更加重要的议题。

氧化应激是ROP最重要的损伤机制之一［4，13］。早产儿从宫内的低氧环境被迫提前进入出生后的相对高氧环境，经历高浓度氧气复苏以及生命支持，加上早产儿抗氧化系统建立尚未成熟，导致早产儿暴露于氧化应激的环境中［14］。早产儿氧化应激水平可以作为ROP的预测因子，且ROP的严重程度随氧化应激严重程度升高而加重［4］。8-oxoG是G氧化应激的直接产物，8-氧-7，8-二氢-2’-脱氧鸟苷和8-OHdG是8-oxoG的转化产物，8-OHdG是目前最常用的DNA氧化应激生物标志物［15］。荟萃分析显示，ROP等众多新生儿常见并发症如支气管、肺发育不良等［16］均与氧化应激相关，在这些研究中，普遍应用8-OHdG作为氧化应激的生物标志物［13］。既往研究表明，ROP患儿外周血和尿液的8-OHdG较未发生ROP早产儿显著升高，提示ROP患儿体内氧化应激水平升高［5］。

G应与C配对，当G被氧化生成8-oxoG后，与A发生错配，A进而在之后的复制中与T配对。因此，当发生DNA氧化应激损伤时，G转变为8-oxoG，G-C碱基对在DNA链复制过程中，逐渐转换为A-T碱基对，导致碱基错配，基因突变［6］。人MUTYH基因编码两种糖基化酶，Ⅰ型作用于线粒体DNA，Ⅱ型作用于细胞核DNA。该糖基化酶负责将与8-oxoG配对的A切除，阻止碱基错配的进一步发生，从而减轻DNA氧化应激损伤［17］。当人MUTYH或鼠Mutyh因突变等不能充分发挥作用时，DNA受到氧化应激损伤，缺乏组蛋白保护的线粒体DNA更加脆弱。MUTYH或Mutyh发生突变/拷贝数下降等，已被证实与多种肿瘤发生相关［18-20］，但其在ROP的发生发展以及感光细胞的损伤中是否发挥作用尚不明确。

在ROP的发生发展过程中，感光细胞的损伤值得重视。感光细胞是中枢神经系统代谢最活跃的细胞，是视网膜数量最多的细胞，其包含的线粒体占据了视网膜线粒体总量的75%。有研究表明，感光细胞是视网膜氧化应激及促炎因子的主要来源［21］，本身对氧化应激易感，且在ROP起病阶段恰巧处于生长的指数期［22］，此时无疑成为氧化应激的重点打击对象，进入自我损伤且损伤其他细胞的恶性循环［23］，是ROP病理改变的起始事件。

有研究表明药物或激光治疗后的ROP患儿视网膜功能仍存在严重缺陷，严重的ROP会阻碍视网膜的重塑以及功能恢复，即使是不需要药物或激光治疗的ROP患儿，仍存在视网膜功能障碍［3］。另有研究表明，在OIR模型小鼠视网膜感光细胞连接纤毛出现组蛋白脱乙酰基酶6过表达，进而导致连接纤毛结构障碍，是OIR的早发事件，提示感光细胞损伤在ROP中的重要性［8］；当阻断组蛋白脱乙酰基酶6时，能够减轻感光细胞连接纤毛结构损伤，减轻ROP相关病变，减轻视网膜感光细胞功能损伤［24］。

本研究表明在野生型小鼠OIR模型中，视网膜Mutyh的表达量显著升高。在Mutyh（-/-）小鼠OIR模型中，感光细胞及感光细胞线粒体的氧化应激损伤较野生型小鼠更为严重，表现为超微结构异常，以及标志分子视紫红质、Cytb和COX Ⅰ的表达量降低。进一步细胞实验表明，在过氧化氢构建的661W细胞氧化应激模型中，Mutyh的表达量升高。Mutyh敲减会进一步加剧感光细胞氧化应激损伤，表现为氧化应激标志物8-OHdG含量升高，ATP产量下降，线粒体标志分子Cytb、COX Ⅰ的表达量降低；而Mutyh过表达则能减轻感光细胞损伤，减轻线粒体损伤，表现为保护性作用。

综上，无论是在ROP动物模型，还是在感光细胞氧化应激模型中，感光细胞Mutyh均出现了表达量升高，且表达增多的Mutyh能够发挥保护及修复感光细胞和线粒体的作用，提示通过提升视网膜局部或感光细胞的Mutyh表达，可能对ROP发挥治疗作用。

利益冲突" 所有作者声明无利益冲突

作者贡献声明" 李慧娟、唐杰：设计并实施实验，统计数据，撰写论文；李慧娟：提供基金支持；程锐：指导研究，修改论文

参" 考" 文" 献

［1］Sabri K，Ells AL，Lee EY，et al.Retinopathy of prematurity：a global perspective and recent developments［J］.Pediatrics，2022，150（3）：e2021053924.DOI：10.1542/peds.2021-053924.

［2］中华医学会儿科学分会眼科学组.早产儿视网膜病变治疗规范专家共识［J］.中华眼底病杂志，2022，38（1）：10-13.DOI：10.3760/cma.j.cn511434-20211119-00647.

［3］Curran AK，Stukin J，Ambrosio L，et al.Electroretinographic responses in retinopathy of prematurity treated using intravitreal bevacizumab or laser［J］.Am J Ophthalmol，2023，252（8）：275-285.DOI：10.1016/j.ajo.2023.04.014.

［4］Boskabadi H，Marefat M，Maamouri G，et al.Evaluation of pro-oxidant antioxidant balance in retinopathy of prematurity［J］.Eye（Lond），2022，36（1）：148-152.DOI：10.1038/s41433-021-01465-6.

［5］Ates O，Alp HH，Caner I，et al.Oxidative DNA damage in retinopathy of prematurity［J］.Eur J Ophthalmol，2009，19（1）：80-85.DOI：10.1177/112067210901900112.

［6］van den Boogaard ML，Oka R，Hakkert A，et al.Defects in 8-oxo-guanine repair pathway cause high frequency of Cgt;A substitutions in neuroblastoma［J］.Proc Natl Acad Sci U S A，2021，118（36）：e2007898118.DOI：10.1073/pnas.2007898118.

［7］Magrin L，Fanale D，Brando C，et al.MUTYH-associated tumor syndrome：the other face of MAP［J］.Oncogene，2022，41（18）：2531-2539.DOI：10.1038/s41388-022-02304-y.

［8］Ran J，Liu M，Feng J，et al.ASK1-mediated phosphorylation blocks HDAC6 ubiquitination and degradation to drive the disassembly of photoreceptor connecting cilia［J］.Dev Cell，2020，53（3）：287-299.e5.DOI：10.1016/j.devcel.2020.03.010.

［9］Dong SQ，Xu HZ，Xia XB，et al.Activation of the ERK 1/2 and STAT3 signaling pathways is required for 661W cell survival following oxidant injury［J］.Int J Ophthalmol，2012，5（2）：138-142.DOI：10.3980/j.issn.2222-3959.2012.02.04.

［10］Fabiani C，Zulueta A，Bonezzi F，et al.2-acetyl-5-tetrahydroxybutyl imidazole（THI）protects 661W cells against oxidative stress［J］.Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol，2017，390（7）：741-751.DOI：10.1007/s00210-017-1374-3.

［11］朱艳萍，蒋思远，王晓康，等.中国多中心新生儿重症监护室胎龄小于34周早产儿出院前视网膜病变发生率的横断面调查［J］.中国循证儿科杂志，2020，15（1）：45-49.DOI：10.3969/j.issn.1673-5501.2020.01.011.

［12］Cao Y，Jiang S，Sun J，et al.Assessment of neonatal intensive care unit practices，morbidity，and mortality among very preterm infants in China［J］.JAMA Netw Open，2021，4（8）：e2118904.DOI：10.1001/jamanetworkopen.2021.18904.

［13］de Almeida VO，Pereira RA，Amantéa SL，et al.Neonatal diseases and oxidative stress in premature infants：an integrative review［J］.J Pediatr（Rio J），2022，98（5）：455-462.DOI：10.1016/j.jped.2021.11.008.

［14］Wang J，Li M，Geng Z，et al.Role of oxidative stress in retinal disease and the early intervention strategies：a review［J］.Oxid Med Cell Longev，2022，2022：7836828.DOI：10.1155/2022/7836828.

［15］Curia MC，Catalano T，Aceto GM.MUTYH：not just polyposis［J］.World J Clin Oncol，2020，11（7）：428-449.DOI：10.5306/wjco.v11.i7.428.

［16］Lembo C，Buonocore G，Perrone S.Oxidative stress in preterm newborns［J］.Antioxidants，2021，10（11）：1672.DOI：10.3390/antiox10111672.

［17］Robinson PS，Thomas LE，Abascal F，et al.Inherited MUTYH mutations cause elevated somatic mutation rates and distinctive mutational signatures in normal human cells［J］.Nat Commun，2022，13（1）：3949.DOI：10.1038/s41467-022-31341-0.

［18］Negro S，Bao QR，Scarpa M，et al.Multiple colorectal adenomas syndrome：the role of MUTYH mutation and the polyps’ number in clinical management and colorectal cancer risk［J］.Dig Liver Dis，2024，56（6）：1087-1094.DOI：10.1016/j.dld.2023.11.034.

［19］Keske A，Weisman P，Ospina-Romero M，et al.Breast cancers in monoallelic MUTYH germline mutation carriers have clinicopathological features overlapping with those in BRCA1 germline mutation carriers［J］.Breast Cancer Res Treat，2024，204（1）：151-158.DOI：10.1007/s10549-023-07173-x.

［20］Thompson AB，Sutcliffe EG，Arvai K，et al.Monoallelic MUTYH pathogenic variants ascertained via multi-gene hereditary cancer panels are not associated with colorectal，endometrial，or breast cancer［J］.Fam Cancer，2022，21（4）：415-422.DOI：10.1007/s10689-021-00285-7.

［21］Du Y，Veenstra A，Palczewski K，et al.Photoreceptor cells are major contributors to diabetes-induced oxidative stress and local inflammation in the retina［J］.Proc Natl Acad Sci U S A，2013，110（41）：16586-16591.DOI：10.1073/pnas.1314575110.

［22］Hansen RM，Moskowitz A，Akula JD，et al.The neural retina in retinopathy of prematurity［J］.Prog Retin Eye Res，2017，56（1）：32-57.DOI：10.1016/j.preteyeres.2016.09.004.

［23］Kern TS.Do photoreceptor cells cause the development of retinal vascular disease［J］.Vision Res，2017，139（10）：65-71.DOI：10.1016/j.visres.2017.03.011.

［24］Ran J，Zhang Y，Zhang S，et al.Targeting the HDAC6-cilium axis ameliorates the pathological changes associated with retinopathy of prematurity［J］.Adv Sci（Weinh），2022，9（21）：e2105365.DOI：10.1002/advs.202105365.

（收稿日期：2024-02-04）