唾液酸在疾病中作用的研究进展

韦安稳, 汪淑晶

(大连医科大学 生物化学与分子生物学教研室 糖生物研究所，辽宁 大连 116044)

综 述

唾液酸在疾病中作用的研究进展

韦安稳, 汪淑晶

(大连医科大学 生物化学与分子生物学教研室 糖生物研究所，辽宁 大连 116044)

唾液酸是一类含九个碳原子的单糖衍生物的总称，人体内的唾液酸主要为N-乙酰神经氨酸和N-羟乙酰神经氨酸，大多由葡萄糖代谢生成。唾液酸广泛分布于真核细胞表面糖蛋白或糖脂寡糖链的最末端，是细胞膜上糖蛋白、糖脂的重要成分。本综述主要阐述了唾液酸在肿瘤、炎症、免疫、病原微生物以及感染性疾病中的最新研究进展。

唾液酸；肿瘤；免疫；炎症；微生物

1 唾液酸的概况

1.1 概 念

唾液酸是一类单糖家族，发现于动物及某些细菌中,位于糖蛋白和糖脂的糖链末端。最早从颌下腺的粘蛋白中分离而出，因而得名。

1.2 唾液酸的种类及修饰方式

唾液酸的种类具有多样性，目前已知的有50多种。哺乳动物中，最常见的唾液酸衍生物是N-乙酰神经氨酸(Neu5Ac)。唾液酸C4-C9原子上的基团可被O-乙酰基、硫酸根、甲基和乳酸类取代，乙酰化和羟基化是唾液酸最常见的两种修饰形式。乙酰化通常发生在唾液酸的C4或C6-C9上，以O-乙酰化最常见，能够抑制唾液酸酶对唾液酸的水解。乙酰化的位置亦能影响到唾液酸酶的活性，C8的O-乙酰化能使唾液酸酶的水解能力下降40%，C4的O-乙酰化能使之下降80%[1]。唾液酸的另一种常见修饰是在胞苷酸N-乙酰神经羟化酶(CMAH)的作用下，在C5上添加氧原子形成Neu5Gc，但由于人体中的CMAH缺乏活性，因此Neu5Gc在人体中并不常见。

1.3 唾液酸的连接方式

一般情况下，唾液酸可在酶的作用下通过糖苷键以其第二个碳原子(C2)与其他糖类(半乳糖、N-乙酰半乳糖胺或N-乙酰葡糖胺)的C3、C6或C8相连，分别产生α2,3、α2,6或α2,8连接的唾液酸，但是连接到半乳糖上是以α2,3或α2,6糖苷键形式，连接到N-乙酰半乳糖胺以α2,6糖苷键形式，连接到其他唾液酸上以α2,8糖苷键形式。参与此酶促反应的α2,3唾液酰基转移酶有ST3Gal I-VI 6种，α2,6唾液酰基转移酶有ST6Gal I、II和ST6GalNAc I-VI 8种，形成α2,8连接唾液酸的酶也参与α2,8相连的多聚唾液酸(PSA)的合成，主要有ST8Sia I-VI 6种。

总之，多种多样的连接底物与不同的连接方式以及它们在时间和空间上的组合构成了唾液酸化聚糖的多样性。唾液酸亦可在唾液酸酶的作用下从糖链末端消除，从而调节唾液酸化聚糖的脱落、可塑性和退化。目前，已经确定的人唾液酸酶(neuraminidase，NEU)有4种，分别位于溶酶体(NEU1，4)、细胞质(NEU2)或质膜(NEU3)[2]。

2 唾液酸的代谢

2.1 真核生物中唾液酸的代谢

脊椎动物和高等非脊椎动物中唾液酸的合成涉及4个步骤、3种酶。前两个步骤由N-乙酰-D-葡萄糖胺-2-差向异构酶(GNE)催化完成，该酶同时具备UDP-GlcNAc-2-差向异构酶和ManNAc激酶活性。GNE的异构酶功能将UDP-GlcNAc转化成ManNAc，其激酶活性使ManNAc磷酸化形成ManNAc-6-P，而后在Neu5Ac-9-磷酸合酶(NANS)的聚合作用下形成Neu5Ac-9-P，再经Neu5Ac-9-磷酸磷酸酶(NANP)作用形成Neu5Ac。真核细胞中，Neu5Ac在胞浆中合成，而后转移到核中并在CMP-Neu5Ac合成酶的作用下形成CMP-Neu5Ac，然后进入高尔基体在唾液酸转移酶的作用下形成糖复合物，运送到细胞表面或分泌到细胞外。

2.2 细菌中唾液酸的代谢

除少数病原菌和共生菌外，大多数细菌不能合成唾液酸。一些病原菌通过表面覆盖的唾液酸调节补体的作用，使机体的免疫防御能力下降以逃脱免疫系统的监视。病原菌进化出两种获得唾液酸的方式：从头合成和补救合成途径。与真核生物相似，细菌的从头合成也是在UDP-GlcNAc-2-差向异构酶的作用下将UDP-GlcNAc转化成ManNAc，然后在磷酸烯醇式丙酮酸的存在下经Neu5Ac合酶(NeuB)作用形成Neu5Ac和无机磷酸盐。补救合成途径包括两种：供体补救合成——从宿主中获得CMP-唾液酸和前体补救合成——直接从宿主中获得游离的唾液酸[3]。

3 唾液酸的功能

3.1 唾液酸与肿瘤

3.1.1 肿瘤中唾液酸水平异常的机制：在已有的报道中，肿瘤细胞唾液酸化水平异常的机制主要有3种。(1)唾液酸转移酶过表达或其活性增高，使肿瘤细胞中聚糖唾液酸化水平以及特异性肿瘤相关糖抗原的表达水平增加。已有报道，原癌基因Ras和c-Myc能够分别调控唾液酸转移酶ST6Gal I和ST3GalⅠ,Ⅱ和Ⅳ的转录，导致β1整合素(RAS)的a2,6-唾液酸化水平和sLex/a抗原(c-Myc)的增加，二者均可促进肿瘤细胞运动[4]。此外，缺氧能诱发ST3Gal I表达，使结肠癌细胞sLex/a抗原合成增加，有利于其与选择素结合，并进入血流。另外，雄激素通过诱导启动子去甲基化调控ST3Gal II的转录，导致唾液神经节苷脂GD1a高表达，进而促进激素敏感前列腺癌的进展[5]。这提示，唾液酸转移酶的上调可能是肿瘤唾液酸化水平增加的主导机制。(2)肿瘤细胞中唾液酸合成代谢增加。Almaraz RT等[6]在体外实验时发现，加入唾液酸前体后肿瘤细胞内唾液酸化水平急剧增加，而且增加的唾液酸化主要发生在与肿瘤迁移相关的糖蛋白上。这些数据表明，肿瘤微环境中唾液酸生物合成代谢的改变可以影响到肿瘤迁移、转移相关分子的唾液酸化水平。(3)内源性唾液酸酶的差异性表达造成的。已报道，NEU1，2和4在某些恶性肿瘤中的表达下降，导致唾液酸化聚糖在肿瘤细胞中积聚。但NEU3在某些类型的肿瘤细胞中上调，其具体作用仍有待于进一步的研究[7]。

虽然肿瘤细胞唾液酸化水平增高的机制正逐步的得以阐释，但是仍留有许多问题，例如，唾液酸和唾液酸化聚糖对细胞膜上单个糖蛋白和糖脂功能的影响以及高度唾液酸化与肿瘤发生的因果关系。但有报道，在小鼠乳腺癌模型中，ST3GalⅠ的过度表达足以驱动肿瘤的发生，并且有研究发现，ST6GalⅠ上调与肿瘤干细胞的维持有关[8-9]。这些结果提示，唾液酸转移酶过度表达可能在促进肿瘤发生中发挥重要作用。

3.1.2 唾液酸与肿瘤细胞凋亡：无限生长是肿瘤细胞的一个特点。肿瘤细胞Fas凋亡通路中相关分子下调或突变已为人们所熟知。研究发现，高度唾液酸化的Fas受体(FasR)失去诱导肿瘤细胞凋亡的能力。FasR是ST6Gal I的底物之一，上调ST6Gal I能阻止Fas介导的细胞凋亡。其原因可能是：(1)FasR发生α2,6唾液酸化后，会阻碍Fas相关衔接分子FADD与FasR死亡结构域的结合，以抑制死亡诱导信号复合物(DISC)的形成。(2)α2,6唾液酸化能使FasR的内化受阻。通常，内化的FasR作为Fas介导细胞凋亡的正反馈，会进一步促进死亡诱导复合物的形成[10]。此外，也有报道，高度唾液酸化能减少肿瘤细胞脱离邻近细胞团或ECM过程中所诱发的失巢凋亡[11]。有研究发现，α2,6高度唾液酸化的α5β1整合素能阻止其与半乳凝素1结合，抑制半乳糖凝集素1介导的失巢凋亡。这些结果表明，唾液酸化水平的增高能够抑制肿瘤细胞的凋亡。

3.1.3 唾液酸与肿瘤的进展、转移及耐药性：聚糖唾液酸化水平与肿瘤的侵袭、转移有关，并与肿瘤病人预后具有相关性[12]。目前，人们对这一现象背后的分子机制所知甚少。最近研究表明，上皮-间质转化(EMT)与聚糖唾液酸化水平的改变有关。上皮-间质转化是癌细胞侵袭、转移的一个先决条件。在表皮生长因子诱导的结肠癌细胞EMT模型中，ST3GalⅠ，Ⅲ，Ⅳ的表达增加，使得Lewis X(sLeX)和Lewis A(sLeA)的唾液酸化水平增加[4]。另有研究发现，TGF-β诱导的EMT模型中ST3Gal II，ST6GalNAc IV和ST8Sia IV的表达上调，这些酶都参与粘附分子GD1a和PSA的合成[13]。Uemura T和Shiozaki K等[14-15]发现，下调溶酶体酶NEU1和NEU4能促进肿瘤转移。本课题组的研究也发现，上调ST6Gal I能增加小鼠肝癌细胞Hca-F对淋巴结的粘附能力[16]。另外，ST6Gal I的过表达与肿瘤细胞的耐药性形成有关，ST6Gal I敲除的肿瘤细胞对顺铂更为敏感[9]。化疗会增加肿瘤细胞中β1整合素的α2,6唾液酸化水平，增加粘附和迁移能力。放疗能引起癌细胞和健康组织中ST6Gal I的高表达，也能诱发其他唾液酸转移酶(ST3Gal I-IV，ST8Sia I)的表达，使结肠癌细胞中β1整合素的α2,6唾液酸化水平增加，进而增强其粘附和迁移能力[17]。这些结果提示，唾液酸转移酶及唾液酸化水平的高低对放化疗的疗效有重要影响。因此，应进一步研究唾液酸在肿瘤细胞耐药中的作用。

3.2 唾液酸与炎症、免疫

3.2.1 唾液酸能够调节IgG的抗炎活性：IgG是介导固有免疫和适应性免疫的重要分子[18]，具有两个完全相反的作用。一方面，IgG是有效的促炎介质。另一方面， IgG又可用于自身免疫病人的抗炎治疗。研究表明，IgG分子恒定区的某些糖链残基能改变其促炎和抗炎特性。晶体结构分析的数据表明，IgG糖链区域对于维持该分子结构有重要作用。IgG分子两条重链的每一个CH2中，只有天冬酰胺297(N297)部位有糖残基[19]。这种糖链的双天线部分包括一个由3个甘露糖和4个N-乙酰半乳糖胺构成的七聚糖核心，糖链末端带有唾液酸残基或岩藻糖残基。根据末端唾液酸残基的数目，IgG的糖基化亚型可分为3种，IgG-G0(约占总IgG的20%～25%)末端没有唾液酸残基，IgG-G1(约占35%～45%)末端有1个唾液酸残基，IgG-G2(约占16%～27%)末端有2个唾液酸残基。炎症活动时IgG-G0的水平增加(>总IgG的55%)，而自身免疫性疾病发生时，具有抗炎作用的IgG-G1、IgG-G2水平减少[20]。因此，联合应用IgG-G0、类风湿因子和抗瓜氨酸蛋白抗体(ACPA)3个指标，有助于免疫性疾病的早期诊断[21-23]。Washburn N等[24]发现，将丙种球蛋白IVIg Fc段唾液酸化水平增加以后，其抗炎活性有着非常显著的提升，因此末端唾液酸是决定抗炎活性的主要因素。对小鼠和人的研究发现，IgG Fc段糖链末端的高唾液酸水平对于其抗炎活性至关重要。Gardinassi LG等[25]发现利什曼病患者血清中IgG Fc段的N糖基化形式与正常人相比有着明显的不同, 并且该部位糖基化的特点与利什曼病的严重程度及预后具有相关性。此外，Chen XX等[26]报道，系统性红斑狼疮病人血清IgG的唾液酸水平有着明显的下调，这可以作为系统性红斑狼疮另一个新的诊断参考。因此，唾液酸在调节IgG抗炎活性中发挥重要作用。

3.2.2 唾液酸对外周B细胞耐受的调节：该过程是通过SIAE-Siglec-SHP-1通路抑制BCR信号实现的。CD22分子是主要表达于成熟B细胞的重要膜蛋白分子，在B细胞耐受中起重要作用。它能通过与邻近CD22分子的α2,6唾液酸结合形成聚合体。当BCR与抗原结合后，CD22聚合体会聚集到BCR周围并与之发生交联，触发CD22分子发生磷酸化，并通过使下游分子去磷酸化和失活抑制BCR信号传导[27]。研究表明，在体外情况下，CD22只与9-OH位未乙酰化的α2,6唾液酸结合，且鼠的CD22分子只能与5位碳上含有N-羟乙酰基的唾液酸(Neu-5Gc)结合[28]。SIAE能除去9-O-乙酰化唾液酸中的O-乙酰基部分，促进CD22聚合体的形成，近而抑制BCR信号传导。研究发现，SIAE纯合突变的小鼠会出现BCR信号转导增强以及边缘区B细胞和窦周骨髓B细胞的减少。这些突变的小鼠较早产生了高滴度的自身抗体，并在肾小球出现IgG的沉积，这是免疫性疾病的典型表现。胞质中Neu-5Gc的产生需要羟化酶CMAH的存在，CMAH基因敲除的小鼠也表现出BCR信号传导的增强以及边缘区B细胞和窦周骨髓B细胞的减少[29]。此外，SIAE的功能缺陷可以导致多种自身免疫病的发生，因此，进一步研究SIAE与其它分子作用的机制对自身免病的治疗具有重要意义，有望为自身免疫病人提供新的治疗思路。

3.3 唾液酸与细菌、病毒

有70多种微生物具有唾液酸酶活性，有些细菌(如肺炎链球菌)能够产生多种唾液酸酶(NanA, NanB, and NanC)，使宿主受体暴露，并能清除乳铁蛋白和免疫球蛋白上的唾液酸，使其功能减弱。分泌到细胞外的NanB，能反映肺炎球菌感染的严重程度。流感是由流感病毒引起的呼吸道感染。流感时，呼吸道病毒首先穿透黏膜屏障，通过病毒附着蛋白或病毒多肽与上皮细胞表面的唾液酸受体紧密结合，从而侵入机体。研究发现，流感病毒、巨细胞病毒、鼻病毒、腮腺炎病毒AM9和副粘病毒都可以利用唾液酸作为受体[30]，其中，流感病毒与唾液酸的结合取决于唾液酸的连接类型。禽流感病毒主要与α2,3连接的唾液酸结合，而人和猪的流感病毒主要与α2,6连接的唾液酸结合[31]。因此，禽流感一般不会出现跨种的传播[32]。凝集素印记的研究表明，α2,6、α2,3 N-连接的唾液酸分布于人体的上、下呼吸道，而α2,3 O-连接的唾液酸在下呼吸道分布增加[33]。Nicholls JM等[34]尝试利用唾液酸酶(DAS181)清除呼吸道上皮的唾液酸用于人流感的预防和治疗，并已初见成效。目前这一药物已经用于抗流感病毒的试验性治疗，并在个别免疫抑制的副流感病毒感染者中表现出治疗效果。唾液酸作为许多病原微生物感染机体的重要受体，为人类传染性疾病的预防提供了重要的研究思路。

4 展 望

随着糖生物学和糖化学的发展，抑制唾液酸的抗癌疗法不断进步。唾液酸酶抑制剂P-3Fax-Neu5Ac和Lith-Oasp已在小鼠的抗癌治疗中取得一定疗效[35]，还应做进一步研究。肿瘤细胞表面的唾液酸可与免疫细胞表面的唾液酸受体相互作用，抑制免疫细胞功能，但其具体分子机制尚不清楚[36]。因此，应进一步探讨肿瘤表面聚糖对免疫细胞的影响，并阐明其作用的具体分子机制。

[1] Schauer R, Srinivasan GV, Wipfler D, et al. O-Acetylated sialic acids and their role in immune defense[J]. Adv Exp Med Biol, 2011, 705:525-548.

[2] Miyagi T, Takahashi K, Hata K, et al. Sialidase significance for cancer progression[J]. Glycoconj J, 2012, 29(8-9):567-577.

[3] Steenbergen SM, Lichtensteiger CA, Caughlan R, et al. Sialic Acid metabolism and systemic pasteurellosis[J]. Infect Immun, 2005, 73(3):1284-1294.

[4] Sakuma K, Aoki M, Kannagi R. Transcription factors c-Myc and CDX2 mediate E-selectin ligand expression in colon cancer cells undergoing EGF/bFGF-induced epithelial-mesenchymal transition[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2012, 109(20):7776-7781.

[5] Hatano K, Miyamoto Y, Mori M, et al. Androgen-regulated transcriptional control of sialyltransferases in prostate cancer cells[J]. PLoS ONE, 2012, 7(2):e31234.

[6] Almaraz RT, Tian Y, Bhattarcharya R, et al. Metabolic flux increases glycoprotein sialylation: implications for cell adhesion and cancer metastasis[J]. Mol Cell Proteomics, 2012, 11(7):M112 017558.

[7] Takahashi K, Hosono M, Sato I, et al. Sialidase NEU3 contributes neoplastic potential on colon cancer cells as a key modulator of gangliosides by regulating Wnt signaling[J]. Int J Cancer, 2015, 137(7):1560-1573.

[8] Picco G, Julien S, Brockhausen I, et al. Over-expression of ST3Gal-I promotes mammary tumorigenesis[J]. Glycobiology, 2010, 20(10):1241-1250.

[9] Swindall AF, Londono-Joshi AI, Schultz MJ, et al. ST6Gal-I protein expression is upregulated in human epithelial tumors and correlates with stem cell markers in normal tissues and colon cancer cell lines[J]. Cancer Res, 2013, 73(7):2368-2378.

[10] Swindall AF, Bellis SL. Sialylation of the Fas death receptor by ST6Gal-I provides protection against Fas-mediated apoptosis in colon carcinoma cells[J]. J Biol Chem, 2011, 286(26):22982-22990.

[11] Guadamillas MC, Cerezo A, Del Pozo MA. Overcoming anoikis-pathways to anchorage-independent growth in cancer[J]. J Cell Sci, 2011, 124(Pt 19):3189-3197.

[12] Julien S, Ivetic A, Grigoriadis A, et al. Selectin ligand sialyl-Lewis x antigen drives metastasis of hormone-dependent breast cancers[J]. Cancer Res, 2011, 71(24):7683-7693.

[13] Maupin KA, Sinha A, Eugster E, et al. Glycogene expression alterations associated with pancreatic cancer epithelial-mesenchymal transition in complementary model systems[J]. PLoS ONE, 2010, 5(9):e13002.

[14] Uemura T, Shiozaki K, Yamaguchi K, et al. Contribution of sialidase NEU1 to suppression of metastasis of human colon cancer cells through desialylation of integrin beta4[J]. Oncogene, 2009, 28(9):1218-1229.

[15] Shiozaki K, Yamaguchi K, Takahashi K, et al. Regulation of sialyl Lewis antigen expression in colon cancer cells by sialidase NEU4[J]. J Biol Chem, 2011, 286(24):21052-21061.

[16] Wang S, Chen X, Wei A, et al. alpha2,6-linked sialic acids on N-glycans modulate the adhesion of hepatocarcinoma cells to lymph nodes[J]. Tumour Biol, 2015, 36(2):885-892.

[17] Lee M, Lee HJ, Seo WD, et al. Sialylation of integrin beta1 is involved in radiation-induced adhesion and migration in human colon cancer cells[J]. Int J Radiat Oncol Biol Phys, 2010, 76(5):1528-1536.

[18] Nimmerjahn F, Ravetch JV. Antibody-mediated modulation of immune responses[J]. Immunol Rev, 2010, 236(1):265-275.

[19] Lux A, Nimmerjahn F. Impact of differential glycosylation on IgG activity[J]. Adv Exp Med Biol, 2011, 780:113-124.

[20] Nimmerjahn F, Ravetch JV. Anti-inflammatory actions of intravenous immunoglobulin[J]. Annu Rev Immunol, 2008, 26:513-533.

[21] Stentzel S, Sundaramoorthy N, Michalik S, et al. Specific serum IgG at diagnosis of Staphylococcus aureus bloodstream invasion is correlated with disease progression[J]. J Proteomics, 2015, 128:1-7.

[22] Levchik N, Ponomareva M, Surganova V, et al. Criteria for the diagnosis of neurosyphilis in cerebrospinal fluid: relationships with intrathecal immunoglobulin synthesis and blood-cerebrospinal fluid barrier dysfunction[J]. Sex Transm Dis, 2013, 40(12):917-922.

[23] Ali-Heydari S, Keshavarz H, Shojaee S, et al. Diagnosis of antigenic markers of acute toxoplasmosis by IgG avidity immunoblotting[J]. Parasite, 2013, 20:18.

[24] Washburn N, Schwab I, Ortiz D, et al. Controlled tetra-Fc sialylation of IVIg results in a drug candidate with consistent enhanced anti-inflammatory activity[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2015, 112(11):E1297-1306.

[25] Gardinassi LG, Dotz V, Hipgrave Ederveen A, et al. Clinical severity of visceral leishmaniasis is associated with changes in immunoglobulin g fc N-glycosylation[J]. MBio, 2014, 5(6):e01844.

[26] Chen XX, Chen YQ, Ye S. Measuring decreased serum IgG sialylation: a novel clinical biomarker of lupus[J]. Lupus, 2015, 24(9):948-954.

[27] Nitschke L. CD22 and Siglec-G regulate inhibition of B-cell signaling by sialic acid ligand binding and control B-cell tolerance[J]. Glycobiology, 2014, 24(9):807-817.

[28] Pillai S, Cariappa A, Pirnie SP. Esterases and autoimmunity: the sialic acid acetylesterase pathway and the regulation of peripheral B cell tolerance[J]. Trends Immunol, 2009, 30(10):488-493.

[29] Cariappa A, Takematsu H, Liu H, et al. B cell antigen receptor signal strength and peripheral B cell development are regulated by a 9-O-acetyl sialic acid esterase[J]. J Exp Med, 2009, 206(1):125-138.

[30] Wang JY, Chen ZL, Li CS, et al. The distribution of sialic acid receptors of avian influenza virus in the reproductive tract of laying hens[J]. Mol Cell Probes, 2015, 29(2):129-134.

[31] Wilks S, de Graaf M, Smith DJ, et al. A review of influenza haemagglutinin receptor binding as it relates to pandemic properties[J]. Vaccine, 2012, 30(29):4369-4376.

[32] Franca M, Stallknecht DE, Howerth EW. Expression and distribution of sialic acid influenza virus receptors in wild birds[J]. Avian Pathol, 2013, 42(1):60-71.

[33] Nicholls JM, Bourne AJ, Chen H, et al. Sialic acid receptor detection in the human respiratory tract: evidence for widespread distribution of potential binding sites for human and avian influenza viruses[J]. Respir Res, 2007, 8(1):73.

[34] Nicholls JM, Moss RB, Haslam SM. The use of sialidase therapy for respiratory viral infections[J]. Antiviral Res, 2013, 98(3):401-409.

[35] Bull C, Boltje TJ, Wassink M, et al. Targeting aberrant sialylation in cancer cells using a fluorinated sialic acid analog impairs adhesion, migration, and in vivo tumor growth[J]. Mol Cancer Ther, 2013, 12(10):1935-1946.

[36] Bull C, den Brok MH, Adema GJ. Sweet escape: sialic acids in tumor immune evasion[J]. Biochim Biophys Acta, 2014, 1846(1):238-246.

Recent advance of sialic acid in human disease

WEI An-wen, WANG Shu-jing

(DepartmentofBiochemistryandMolecularBiology,InstituteofGlycobiology,DalianMedicalUniversity,Dalian116044,China)

Sialic acid is a general term of monosaccharide derivative containing nine carbon atoms. The main sialic acids in human beings are N-acetylneuraminic acid and N-glycolylneuraminic, mostly generated by glucose metabolism. Sialic acid widely exists in the terminus of glycoproteins or glycolipids oligosaccharide chains of eukaryotic cell and is an important component of cell membrane glycoproteins and glycolipids. This review mainly focuses on new advances of sialic acid in cancer, inflammation, immunology, pathogens and infectious diseases.

sialic acid; tumor; immune; inflammatory; microbes

10.11724/jdmu.2015.06.23

国家自然科学基金项目(31470799)；辽宁省自然科学基金项目(2014023032)

韦安稳(1990-)，男，安徽阜阳人，七年制学生。E-mail：weianwenmed@126.com

汪淑晶，副教授，硕士生导师。E-mail：wangshujing@dlmedu.edu.cn

Q532

A

1671-7295(2015)06-0610-05

韦安稳, 汪淑晶. 唾液酸在疾病中作用的研究进展[J].大连医科大学学报，2015,37(6)：610-614.

2015-04-07；

2015-11-06)