外泌体在颞下颌关节骨关节炎治疗中的应用进展

朱凯杰 陈建治

[摘要] 颞下颌关节骨关节炎（temporomandibular joint osteoarthritis，TMJOA）是一种慢性退行性疾病，患者可出现急慢性滑膜炎、软骨退化、软骨下骨吸收等临床表现。间充质干细胞（mesenchymal stem cell，MSC）是组织工程修复的关键成员之一，在骨关节炎的治疗中其主要通过外泌体（exosome，Exo）发挥作用。本文以MSC-Exo为重点，阐述不同治疗策略在TMJOA治疗中的特点，综述MSC-Exo在TMJOA治疗中的作用、优势及优化方法等研究进展。

[关键词] 颞下颌关节骨关节炎；间充质干细胞；外泌体；生物支架

[中图分类号] R782    [文献标识码] A     [DOI] 10.3969/j.issn.1673-9701.2024.05.027

颞下颌关节骨关节炎（temporomandibular joint osteoarthritis，TMJOA）是一种发病率高、常影响患者生活质量的慢性退行性疾病。针对TMJOA的治疗，临床上多以对症治疗为策略来缓解疼痛，减轻炎症，但已受损组织无法恢复[1]。近年来，不同来源的间充质干细胞（mesenchymal stem cell，MSC）对骨关节炎的治疗潜能被发掘，但MSC细胞治疗策略也存在不足。越来越多的研究者认为，外泌体（exosome，Exo）是MSC发挥生物活性的重要途径，具有与MSC相当的作用效果，有望成为治疗TMJOA的新一代制剂。本文以MSC-Exo为重点，阐述不同治疗策略在TMJOA治疗中的特点，综述MSC-Exo在TMJOA治疗中的作用、优势及优化方法等研究进展。

1  TMJOA的传统治疗方法

多数TMJOA患者的症状会随着时间的推移而有所缓解，但TMJOA不断进展会引起髁突发生软骨吸收。TMJOA的治疗手段根据病损严重程度确定。当前，TMJOA的治疗原则以缓解症状、改善功能和减缓进展为主，可分为非手术治疗和手术治疗。非手术治疗（即保守治疗）包括药物治疗、咬合板治疗、物理治疗、局部注射治疗、心理干预、健康宣教等，治疗周期一般为6个月及以上[2]。手术治疗适用于经保守治疗预后差、症状严重者，尤其是引起髁突生长发育不利者。手术治疗术式主要包括关节穿刺术、关节镜手术、关节盘锚固术、自体组织移植术、人工关节置换术等。手术治疗具有见效快、疗效显著的特点，但创伤性大，且关节区周围的血管神经丰富，存在术区麻木、面神经损伤、咀嚼肌萎缩等术后并发症风险[3]。

2  MSC概述

随着组织工程技术的兴起，细胞治疗策略逐步应用于临床治疗。骨髓、脂肪、关节等来源的MSC表现出抗炎、促分化及组织再生等潜力，是再生治疗策略的种子细胞。因髁突软骨为无血管结构，缺乏足够的血氧、营养供应和分子交换，自我修复能力有限，软骨及软骨下骨一旦损伤，则难以自行修复。MSC在TMJOA治疗中的作用机制：①逆转骨关节炎软骨基质的损失，提高深层软骨细胞中降解基质的清除活性，增强软骨再生潜力，促进纤维软骨组织形成；②减缓软骨下骨的损失，优化软骨下骨的改建，恢复髁突表面的骨完整性和光滑度；   ③降低炎症因子的表达，减少炎症对软骨细胞基质代谢的影响；④调节先天性和获得性免疫，改善免疫微环境，从而保护软骨[4-7]。尽管大量研究证实MSC在TMJOA治疗中确有效果，但实际应用仍有局限性：①MSC的细胞活性和功能受供体年龄的影响；②因MSC具有不断增殖、凋亡诱导不敏感等特点，存在肿瘤形成风险；③考虑细胞的免疫原性生物学风险，接受MSC疗法的受体可能有免疫学风险；④细胞自身可携带遗传性疾病、传染性疾病，存在潜在的传播感染风险；⑤细胞扩增后，细胞的衰老和去分化导致细胞质量不一致[6，8]。

3  Exo

既往研究显示，MSC主要通过两种机制显示其治疗特征：①涉及细胞因子和激素的旁分泌因子介导机制；②涉及RNA和其他分子的Exo介导机制。研究发现，MSC-Exo可模拟MSC的大部分生物学特性，诱导受体细胞的生物反应[9]。

3.1  Exo概述

Exo是多泡体与细胞膜融合后，分泌至细胞外间隙的一种纳米级囊泡样细胞结构，其直径为30～140nm。1983年，Pan等[10]研究发现，其是绵羊网织红细胞成熟过程中的细胞代谢产物，这是关于Exo最早的研究报道。Exo有多种细胞和组织来源，如MSC、软骨细胞、脂肪组织、富血小板血浆、牙髓干细胞、人脱落乳牙牙髓干细胞等，其内容物的成分根据母体细胞种类的不同而具有特异性[11]。具体而言，内容物包括不同类型的信使RNA、微RNA、蛋白质、DNA和脂质等，可诱导受体细胞的一系列生物反应[12]。母体细胞通过Exo将信号传递至靶细胞，而不需要细胞与细胞的直接接触。因此，Exo被视为是携带生物信号分子的载体，对细胞间通讯起至关重要的作用。

3.2  MSC-Exo促进软骨修复的作用机制

3.2.1  恢复生物能量稳态  生物能量稳态对维持细胞的正常活动较为重要。线粒体是细胞的产能细胞器，线粒体电子传递链是线粒体氧化磷酸化生成腺苷三磷酸（adenosine triphosphate，ATP）的关键要素[13]。研究发现，TMJOA发生时，受损区的软骨细胞线粒体数量减少，线粒体电子传递链活性降低，线粒体的生物产能下降，這直接导致ATP产量减少，能量稳态被破坏。细胞能量损失可激发细胞内氧化应激、细胞因子诱导软骨细胞炎症、软骨细胞基质合成紊乱、软骨细胞凋亡、软骨基质分解和钙化[14]。MSC-Exo携带大量的糖酵解酶和ATP合成酶，通过这些酶的作用增加ATP产量，补偿TMJOA软骨细胞中线粒体低产能而损失的能量，恢复生物能量稳态。因此，MSC-Exo对维持受损软骨的修复和再生所需的能量稳态具有重要意义。

3.2.2  免疫调节  促炎因子的释放会加速TMJOA的疾病进展。在受损区滑膜组织中，滑膜细胞可产生促炎因子。而作为免疫细胞的巨噬细胞对炎症环境的调节亦较为重要。经典活化的M1型巨噬细胞可产生并分泌肿瘤坏死因子-α、白细胞介素（interleukin，IL）-1、IL-6、IL-12、环氧合酶-2及基质金属蛋白酶等促炎因子，参与TMJOA的发生发展过程，抑制MSC向软骨细胞分化[15]。相反，交替活化的M2型巨噬细胞则通过诱导IL-4、IL-13、IL-10等参与抗炎反应[16-17]。Liu等[18]研究表明，炎症刺激下MSC所分泌的Exo可显著促进细胞增殖，改善细胞迁移，促进M2型巨噬细胞的分化。在大鼠模型中，Exo治疗组CD163+标记的M2型巨噬细胞比CD86+标记的M1型巨噬细胞的渗透率更高，IL-1β和肿瘤坏死因子-α的表达也减少[19]。

3.2.3  诱导细胞增殖  髁突软骨主要由软骨细胞和细胞外基质构成，软骨细胞是维持软骨基质稳定的重要因素，调控细胞外基质的合成和分解平衡，软骨细胞的数量及活性影响TMJOA的发生发展[20]。炎症、异常机械应力等会加速软骨受损、基质分解，导致细胞死亡。维持软骨细胞的数量对改善TMJOA至关重要。当软骨受到损伤，细胞会发出信号分子，刺激免疫原性细胞清理受损细胞。CD73是一种糖蛋白，在MSC-Exo中含量丰富，CD73可催化细胞外的腺苷一磷酸转化为腺苷。研究表明，转化而得的腺苷可与腺苷受体相互作用，激活蛋白激酶B（protein kinase B，Akt）和细胞外信号调节激酶（extracellular signal-regulated kinase，ERK）信號通路磷酸化，进而诱导软骨细胞增殖[21]。此外，MSC-Exo还含有生长分化因子-5、转化生长因子-β、血小板衍生生长因子等，其均可激活Akt和ERK信号通路，通过参与调控相关基因的表达，诱导软骨细胞的增殖[22]。

3.3  Exo的生物学优势

研究发现，Exo对损伤组织的再生效果与MSC相似。相比MSC，Exo作为新型生物制剂的优势包括：①Exo作为非细胞制剂，其肿瘤形成和免疫原性风险远低于MSC；②借助Exo膜特异性蛋白的靶向效应，Exo将所携带的生物活性因子作用于靶细胞受体而发挥作用；③低细胞毒性，可减少细胞病原体的直接传播；④Exo可被改造成亲水性或疏水性药物载体，将药物定向递送至靶细胞；⑤Exo可长期保存，随时可利用，为临床快速应用提供便利[23-24]。邢超等[25]研究发现，骨髓MSC-Exo可促进髁突软骨细胞增殖，增加细胞色素氧化酶Ⅱ、细胞色素氧化酶Ⅲ基因的表达，有效促进髁突软骨的修复和再生。骆瑜等[26]研究发现，将牙髓干细胞来源的Exo植入兔颞下颌关节软骨损伤区，发现其可显著提高软骨的修复能力。但Exo的半衰期较短，进入血液后被肝脏和脾脏中的巨噬细胞迅速吞噬。

3.4  基于Exo的组织工程优化

局部注射Exo可能存在浓度不足和Exo血浆半衰期短等问题，开发有效、缓慢释放Exo的生物支架成为趋势。理想的MSC-Exo支架材料特征：①使Exo保留于受损组织处，并保持其生物活性和结构完整性；②使Exo充分、缓慢地释放到基质中；③支架与受损组织整合为一体，以促进周围细胞迁移到支架中，使MSC-Exo被细胞充分利用[27]。Bellio等[28]对基于支架的软骨再生在TMJOA治疗中的疗效进行系统综述，证实与生物组分组合的生物支架可进一步增强TMJOA中软骨再生的潜力。Liu等[29]利用光诱导的脯氨酸交联水凝胶作为Exo的支架，以无细胞组织贴片方式使用，发现贴片可有效保留Exo，并在体外正向调节软骨细胞和骨髓MSC，促进受损部位软骨细胞和基质的沉积，加速软骨修复，表明水凝胶作为Exo支架材料具有良好的生物相容性和软骨整合性。此外，Chen等[30]开发一种软骨细胞外基质-明胶甲基丙烯酸酯-Exo的3D递送支架，该支架具有径向通道和细胞募集能力。在软骨损伤的兔模型中，其可恢复软骨细胞的线粒体功能，增强细胞迁移，极大促进软骨的再生及软骨下骨的重塑。值得一提的是，生物支架能有效控制Exo的释放，在一定程度上解决Exo半衰期短的问题。水凝胶、3D打印支架可能在未来成为基于Exo的TMJOA软骨再生和修复的组织工程修复手段。

除联合生物支架外，Exo还可作为药物载体应用于疾病治疗，因Exo主要通过内吞、直接膜融合或胞饮作用进入细胞，释放内容物而发挥生物学作用。目前，已有学者借助基因工程或物理、化学负载修饰Exo的表面结构，提高其进入细胞的效率，调节Exo内容物而增强生物效能。Wang等[31]研究提示，miR-155-5p过表达的滑膜MSC-Exo较滑膜MSC-Exo可进一步促进细胞增殖、迁移和胞外基质分泌。借助生物支架、基因工程、物理化学刺激等技术可优化Exo的生物活性，意义深远。

4  小结与展望

本文综述TMJOA的传统治疗方法，阐明MSC在TMJOA治疗中的作用机制及其不足之处。Exo的兴起为颞下颌关节软骨再生领域注入新鲜而有力的血液。目前Exo的研究仍以动物实验为主，研究深度和广度仍有待提高。除进一步探索Exo的生物学特性、作用机制之外，不同MSC来源Exo的作用特性，Exo的分离、成分测定、保存技术，相关理想支架材料的开发等领域也有待深入研究。综上所述，MSC-Exo已在TMJOA新型治疗方法中初露头角，期待其在临床发挥更大潜力。

利益冲突：所有作者均声明不存在利益冲突。

[参考文献]

[1] ZHAO Y， XIE L. An update on mesenchymal stem cell-centered therapies in temporomandibular joint osteoarthritis[J]. Stem Cells Int， 2021， 2021： 6619527.

[2] DERWICH M， MITUS-KENIG M， PAWLOWSKA E. Interdisciplinary approach to the temporomandibular joint osteoarthritis-review of the literature[J]. Medicina （Kaunas）， 2020， 56（5）： 225.

[3] 張善勇， 杨驰. 颞下颌关节骨关节炎的诊治方案：基于上海交通大学医学院附属第九人民医院颞下颌关节中心的经验[J]. 上海交通大学学报（医学版）， 2022， 42（6）： 709–716.

[4] KIM H， YANG G， PARK J， et al. Therapeutic effect of mesenchymal stem cells derived from human umbilical cord in rabbit temporomandibular joint model of osteoarthritis[J]. Sci Rep， 2019， 9（1）： 13854.

[5] IBRAHIM M， KARTUS J T， STEIGEN S E， et al. More tendon degeneration in patients with shoulder osteoarthritis[J]. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc， 2019， 27（1）： 267–275.

[6] KIM Y G， CHOI J， KIM K. Mesenchymal stem cell-derived exosomes for effective cartilage tissue repair and treatment of osteoarthritis[J]. Biotechnol J， 2020， 15（12）： e2000082.

[7] LIM A I， MCFADDEN T， LINK V M， et al. Prenatal maternal infection promotes tissue-specific immunity and inflammation in offspring[J]. Science， 2021， 373（6558）： eabf3002.

[8] 张澄， 霍艳， 黄瑛， 等. 间充质干细胞临床前安全性研究概况[J]. 中国医药生物技术， 2018， 13（6）： 544–546.

[9] HEO J S， KIM J. Mesenchymal stem cell-derived exosomes： Applications in cell-free therapy[J]. Korean J Clin Lab Sci， 2018， 50（4）： 391–398.

[10] PAN B T， JOHNSTONE R M. Fate of the transferrin receptor during maturation of sheep reticulocytes in vitro： Selective externalization of the receptor[J]. Cell， 1983， 33（3）： 967–978.

[11] FAN S J， KROEGER B， MARIE P P， et al. Glutamine deprivation alters the origin and function of cancer cell exosomes[J]. EMBO J， 2020， 39（16）： e103009.

[12] GANDHAM S， SU X， WOOD J， et al. Technologies and standardization in research on extracellular vesicles[J]. Trends Biotechnol， 2020， 38（10）： 1066–1098.

[13] 李園琦， 林海， 罗红蓉， 等. 线粒体自噬与骨髓间充质干细胞成软骨分化的关联[J]. 中国组织工程研究， 2020， 24（31）： 4954–4960.

[14] PASHOUTAN SARVAR D， SHAMSASENJAN K， AKBARZADEHLALEH P. Mesenchymal stem cell-derived exosomes： New opportunity in cell-free therapy[J]. Adv Pharm Bull， 2016， 6（3）： 293–299.

[15] LIAO W， SUN J， LIU W， et al. HDAC10 upregulation contributes to interleukin 1β-mediated inflammatory activation of synovium-derived mesenchymal stem cells in temporomandibular joint[J]. J Cell Physiol， 2019， 234（8）： 12646–12662.

[16] ARABPOUR M， SAGHAZADEH A， REZAEI N. Anti-inflammatory and M2 macrophage polarization- promoting effect of mesenchymal stem cell-derived exosomes[J]. Int Immunopharmacol， 2021， 97： 107823.

[17] LI J， XUE H， LI T， et al. Exosomes derived from mesenchymal stem cells attenuate the progression of atherosclerosis in ApoE-/- mice via miR-let7 mediated infiltration and polarization of M2 macrophage[J]. Biochem Biophys Res Commun， 2019， 510（4）： 565–572.

[18] LIU Y， ZHANG Z， WANG B， et al. Inflammation- stimulated MSC-derived small extracellular vesicle miR-27b-3p regulates macrophages by targeting CSF-1 to promote temporomandibular joint condylar regeneration[J]. Small， 2022， 18（16）： e2107354.

[19] ZHANG S， CHUAH S J， LAI R C， et al. MSC exosomes mediate cartilage repair by enhancing proliferation， attenuating apoptosis and modulating immune reactivity[J]. Biomaterials， 2018， 156： 16–27.

[20] LU K， MA F， YI D， et al. Molecular signaling in temporomandibular joint osteoarthritis[J]. J Orthop Translat， 2022， 32： 21–27.

[21] SHEN Q， XIAO Y， CHENG B， et al. PRMT1 promotes extracellular matrix degradation and apoptosis of chondrocytes in temporomandibular joint osteoarthritis via the AKT/FOXO1 signaling pathway[J]. Int J Biochem Cell Biol， 2021， 141： 106112.

[22] 王淋， 田卫东. 外泌体在颞下颌关节软骨再生中的应用前景[J]. 口腔生物医学， 2021， 12（1）： 53–57.

[23] YIN K， WANG S， ZHAO R C. Exosomes from mesenchymal stem/stromal cells： A new therapeutic paradigm[J]. Biomark Res， 2019， 7： 8.

[24] LEE Y H， PARK H K， AUH Q S， et al. Emerging potential of exosomes in regenerative medicine for temporomandibular joint osteoarthritis[J]. Int J Mol Sci， 2020， 21（4）： 1541.

[25] 邢超， 徐靈巧， 廖文婷， 等. 骨髓间充质干细胞来源的外泌体促进髁突软骨细胞再生的研究[J]. 中华口腔医学研究杂志（电子版）， 2021， 15（4）： 207–214.

[26] 骆瑜， 李若涵， 彭友俭. 牙髓干细胞来源外泌体修复兔颞下颌关节软骨损伤后软骨组织修复的实验研究[J]. 临床口腔医学杂志， 2020， 36（4）： 202–205.

[27] HUANG J， XIONG J， YANG L， et al. Cell-free exosome-laden scaffolds for tissue repair[J]. Nanoscale， 2021， 13（19）： 8740–8750.

[28] BELLIO M A， YOUNG K C， MILBERG J， et al. Amniotic fluid-derived extracellular vesicles： Characterization and therapeutic efficacy in an experimental model of bronchopulmonary dysplasia[J]. Cytotherapy， 2021， 23（12）： 1097–1107.

[29] LIU X， YANG Y， LI Y， et al. Integration of stem cell-derived exosomes with in situ hydrogel glue as a promising tissue patch for articular cartilage regeneration[J]. Nanoscale， 2017， 9（13）： 4430–4438.

[30] CHEN P， ZHENG L， WANG Y， et al. Desktop- stereolithography 3D printing of a radially oriented extracellular matrix/mesenchymal stem cell exosome bioink for osteochondral defect regeneration[J]. Theranostics， 2019， 9（9）： 2439–2459.

[31] WANG Z， YAN K， GE G， et al. Exosomes derived from miR-155-5p-overexpressing synovial mesenchymal stem cells prevent osteoarthritis via enhancing proliferation and migration， attenuating apoptosis， and modulating extracellular matrix secretion in chondrocytes[J]. Cell Biol Toxicol， 2021， 37（1）： 85–96.

（收稿日期：2023–04–17）

（修回日期：2023–05–02）