部分水解瓜尔豆胶对高脂高糖饮食诱导小鼠代谢紊乱的调节作用

吴尘萱， 丰 硕， 刘 军， 李延啸， 闫巧娟， 江正强,*

(1.中国轻工业食品生物工程重点实验室/中国农业大学 食品科学与营养工程学院， 北京 100083；2.中国农业大学 工学院， 北京 100083)

世界范围内2型糖尿病的发病率正在逐年上升，目前全球有3.74亿人存在空腹血糖受损或糖耐量减低等症状；此外，全球有19亿成年人存在超重现象，肥胖已超过6亿人[1]。高脂高糖饮食是慢性代谢疾病(肥胖、2型糖尿病)的重要风险因素之一。流行病学调查表明，饮食调节有助于改善高血糖、高血脂或胰岛素抵抗，是延迟或预防肥胖及2型糖尿病的有效干预措施[2]，因此，开发具有辅助改善糖脂代谢紊乱功能的食品已迫在眉睫。

膳食纤维无毒副作用，具有极低的血糖指数，能降低血糖血脂、提高免疫力和改善肠道环境，已被用于糖尿病患者的血糖控制以及成人膳食中的能量控制[2]。膳食纤维菊粉和β-葡聚糖已在肥胖、糖尿病等代谢疾病的防治中广泛应用[3]。部分水解瓜尔豆胶(partially hydrolyzed guar gum, PHGG)是一种水溶性膳食纤维，平均分子质量为25 kDa，含有总膳食纤维的质量分数为90.6%，且其黏度低，耐高温、耐酸、耐盐并且抗消化酶，在食品工业中常作为增稠剂或乳液稳定剂[4-5]。许多研究发现，PHGG具有降胆固醇、降血脂和降血糖等利于机体代谢平衡的生理功效[6-7]。在人体临床实验中也证实，PHGG可被结肠内肠道菌群利用，促进拟杆菌门益生菌增殖，增加短链脂肪酸(short chain fatty acid，SCFAs)的含量，从而改善肠道功能[7]；在2型糖尿病模型db/db小鼠中，PHGG可显著调节小肠黏膜上有关免疫防御和胆固醇吸收的基因表达[8]；在自发性糖尿病模型OLETF大鼠中，PHGG具有控制体质量、降低血脂、缓解组织炎症以及改善胰岛素抵抗的功效[9]。在2型糖尿病或代谢综合征患者中，日常饮食添加PHGG可降低患者的糖化血红蛋白(glycosylated hemoglobin，HbA1c)、游离脂肪酸(free fatty acids，FFA)以及尿蛋白排泄率，并改善心血管和体内代谢情况[10]；在健康受试者中，PHGG可调节体内血脂水平及餐后2 h血糖，提升受试者的葡萄糖耐量[11]。关于PHGG调节血糖，减少FFA已有较多实验结论，然而在高脂高糖饮食条件下，PHGG调控糖脂代谢的保护功效及其作用机制尚不清楚。本研究拟利用高脂高糖饲料喂养诱导小鼠16周，并从诱导喂养的第8周开始加入PHGG干预，观察小鼠血糖血脂的变化情况并探讨PHGG对糖脂代谢的调控机制，希望为具有防治慢性代谢疾病潜力的PHGG功能性食品开发提供理论支持。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

ICR(CD- 1)小鼠(雄性，3周龄)，北京维通利华实验动物技术有限公司，实验动物生产许可证号：SCXK(京)2016- 0006。

PHGG，北京瓜尔润科技有限公司，生产控制参照GB 1886.301—2018《食品安全国家标准 食品添加剂 半乳甘露聚糖》；小鼠低脂对照饲料和高脂高糖饲料，北京科澳协力饲料有限公司。低脂对照饲料中脂肪、碳水化合物和蛋白质的供能比分别为10%、70%和20%；高脂高糖饲料中脂肪、碳水化合物和蛋白质的供能比分别为42%、42.7%和15.2%。

二甲双胍，华中海威(北京)基因科技有限公司；葡萄糖(glucose，GLU)、甘油三酯(triacylglyceride，TG)、胆固醇(totalcholesterol，TC)、低密度脂蛋白胆固醇(low-density lipoprotein cholesterol，LDL- C)、游离脂肪酸，南京建成生物科技有限公司；胰岛素(insulin，INS)、糖化血红蛋白、脂联素(adiponectin)、胰高血糖素样肽-1(glucagon-like peptide-1，GLP- 1)和葡萄糖依赖性促胰岛素多肽(glucose-dependent insulinotropic polypeptide，GIP)，上海鑫乐生物科技有限公司；Trizol 试剂，美国赛默飞公司； GoScriptTMreverse transcription system 反转录试剂盒，美国Promega公司；TB Green®Premix Ex TaqTMⅡ (Tli RNaseH Plus) qPCR试剂，宝日医生物技术(北京)有限公司；一抗GPR43和GAPDH，北京博奥森生物技术有限公司；辣根过氧化物酶标记的兔二抗，美国Cell Signaling Technology公司。

1.2 仪器与设备

易准GA- 3型血糖仪及试纸，三诺生物传感股份有限公司；BS- 330型全自动生化分析仪，深圳麦瑞有限公司；CK40型光学显微镜，日本Olympus公司；1260型高效液相色谱仪，美国Agilent公司；Multiskan FC型酶标仪，赛默飞世尔科技(中国)有限公司；CFX ConnectTM型实时定量PCR仪、ChemiDoc XRS型显影系统，美国BIO- RAD公司。

1.3 实验方法

1.3.1模型建立与饲养

小鼠饲养温度为(23 ± 2) ℃，相对湿度50%～60%，12 h光照循环，自由摄食饮水。动物实验符合国家《实验动物管理条例》。饲喂3周龄雄性ICR小鼠，适应性喂养1周后，随机抽取8只小鼠作为正常组，饲喂低脂对照饲料，其余小鼠以高脂高糖小鼠饲料喂养8周构建模型，与正常组相比体质量超重40%的小鼠视为高脂高糖饲料诱导成功的模型。将模型小鼠随机分为5组，每组8只，分别为模型组、二甲双胍组、PHGG低剂量组(PHGG- L)、PHGG中剂量组(PHGG- M)和PHGG高剂量组(PHGG- H)。灌胃剂量按照小鼠单位体质量计算，根据团队前期预实验结果，设定PHGG- L、PHGG- M和PHGG- H组灌胃PHGG的剂量分别为750、1 500、3 000 mg/(kg·d)，阳性对照组灌胃二甲双胍，剂量为150 mg/(kg·d)；正常组和模型组给予等体积的生理盐水，连续灌胃给药8周。灌胃期间，正常组饲喂低脂对照饲料，其余各组小鼠继续饲喂高脂高糖饲料，每周测定小鼠体质量。

1.3.2口服葡萄糖耐受实验及胰岛素耐受实验

口服葡萄糖耐受实验(oral glucose tolerance test，OGTT)在灌胃给药开始前和灌胃第6周进行。参照Jun等[12]实验方法，小鼠禁食12 h后，葡萄糖按照2 g/kg剂量灌胃，尾尖采血，测定小鼠在灌胃葡萄糖后0、30、60、90、120 min的血糖水平。胰岛素耐受实验(insulin tolerance test，ITT)在灌胃第7周进行，小鼠禁食4 h后，胰岛素按照1 IU/kg剂量腹腔注射，尾尖采血，测定小鼠在腹腔注射胰岛素后0、15、30、45、60、90 min的血糖水平。梯形法计算曲线下面积。

1.3.3组织采集处理

给药期结束后，将小鼠隔夜禁食，眼眶取血后处死，取100 μL血液，收集血红细胞，其余室温静置1 h，3 500 r/min离心10 min，留取上层血清。取小鼠小肠、盲肠、附睾脂肪。分离的血清和脏器均于-80 ℃保存备检。

1.3.4生化指标测定

血清样本用于测定TC、TG、LDL、FFA、脂联素、GIP和GLP- 1含量，血红细胞样本用于测定HbA1c含量，采用酶标仪检测，并按照试剂盒的相关说明操作。

1.3.5脂肪组织苏木精-伊红染色

参照Jun等[12]的方法进行苏木精- 伊红染色(H&E染色)。取小鼠腹部脂肪组织，大小约2 mm×15 mm×10 mm，用质量分数为4%的多聚甲醛固定；将组织按照从低到高的酒精浓度浸泡脱水，并在二甲苯中透明处理，浸入已溶化的石蜡中包埋并按照5 μm厚度切片；利用二甲苯脱蜡，并由高浓度到低浓度的酒精浸泡漂洗；苏木精水溶液中染色30 min，酸水及氨水中分色，流水冲洗1 h再浸入体积分数为70%和90%的乙醇中脱水，置于酒精伊红染色液染色2～3 min，无水乙醇脱水，二甲苯透明，树胶封片。

1.3.6短链脂肪酸质量浓度的测定

参考Dostal[13]的方法提取盲肠内容物中的SCFAs并利用高效液相色谱分析。称取一定的样品，按照4 g/mL质量浓度加入超纯水匀浆，12 000 r/min离心10 min，收集上清液100 μL。依次加入50 μL浓盐酸，2.5 mL乙醚，室温静止20 min。收集上层有机相，加入1 mol/L的NaOH 500 μL，室温静止20 min，收集下层水相，0.22 μm滤膜过滤，进行高效液相色谱分析。高效液相色谱分析条件：高效液相色谱仪和Hi- Plex H型色谱柱(300 mm×6.5 mm，80 um)；流动相A为纯水，流动相B为5 mmol/L硫酸，混合体积比为流动相A∶B=2∶3，流速为0.5 mL/min，柱温55 ℃；进样量10 μL；VWD型紫外检测器，检测波长210 nm。

1.3.7小鼠脂肪组织中炎性细胞标记基因mRNA转录水平的测定

利用Trizol试剂提取小鼠组织中的总RNA，按照反转录试剂盒说明书方法合成cDNA，cDNA合成反应体系中包含100 ng总mRNA。cDNA合成PCR参数设置为25 ℃,10 min；45 ℃,90 min；85 ℃, 10 min。实时定量PCR反应体系20 μL，包含1×TB Green®Premix Ex TaqTMⅡ (Tli RNaseH Plus)染料、0.4 μmol/L上下游引物、100 ng cDNA。95 ℃预变性30 s，热循环条件为95 ℃反应5 s，60 ℃反应30 s，72 ℃反应30 s，交替进行40个循环，每个循环结束后测定荧光强度。引物设计参考Pinheiro等[14]的方法，F4/80上游引物5′-CCTGAACATGCAACCTGCCAC-3′、下游引物5′-GGGCATGAGCAGCTGTAGGATC-3′，CD11：上游引物5′-AGCAGGTGGCATTGTGGGAC-3′、下游引物5′-ACCTCTGTTCTCCTCCTCTCCG-3′，β-actin：上游引物5′-GACTCCTATGTGGGTGACGA-3′、下游引物5′-ACGGTTGGCCTTAGGGTTCA-3′。β-actin作为内参基因，mRNA相对表达量用2-ΔΔCt法计算。

1.3.8小鼠小肠中短链脂肪酸受体GPR43的蛋白表达测定

利用含蛋白酶抑制剂的RAPI(中等强度)裂解液冰上裂解100 mg小肠组织30 min，4 ℃离心(12 000 r/min，15 min)，收集上清液。按照BCA蛋白定量试剂盒使用说明书测定蛋白含量。以50 μg的上样量，在质量分数为10%的聚丙烯酰胺凝胶中进行十二烷基硫酸钠- 聚丙烯酰胺(SDS- PAGE)电泳。400 mA湿转90 min转到硝化纤维膜，使用含有质量分数为5%的脱脂奶粉的TBS- T溶液(Tris 10 mmol/L，NaCl 150 mmol/L，质量分数为0.1%的Tween20，pH值8.0)封闭1 h；按照1∶1 000比例稀释一抗GPR43和GAPDH，4 ℃孵育过夜后洗膜3次；将辣根过氧化物酶标记的兔二抗，按1∶5 000的比例稀释，室温孵育2 h；TBST 洗涤； ECL化学发光显影、定影，ChemiDoc XRS系统进行显影处理，并用ImageJ软件对结果进行定量分析。

1.4 数据处理

采用Graphpad prism 7软件对结果进行统计分析，数据采用平均值±标准偏差表示；采用One-Way ANOVA的Tukey’s多重检验对数据进行分析，P<0.05表示显著差异。

2 结果与分析

2.1 PHGG对高脂高糖饮食小鼠体质量变化的影响

PHGG对小鼠体质量及增长率的影响，实验结果见表1。表1显示，高脂高糖饲料喂养8周后小鼠体质量显著升高。开始灌胃后，各组的饮食条件不变。与正常组相比，模型组小鼠在高脂高糖饲料喂养下体质量及增长率持续升高。灌胃二甲双胍后小鼠的体质量比初始下降4.34%。灌胃8周不同剂量PHGG后，小鼠的体质量均显著低于模型组，体质量增长率降低，表明PHGG可控制高脂高糖饮食下的小鼠体质量增长。

表1 PHGG对小鼠体质量及增长率的影响Tab.1 Effect of PHGG on mice bodyweight

2.2 PHGG对高脂高糖饮食小鼠葡萄糖及胰岛素耐量的影响

PHGG对高脂高糖饮食小鼠葡萄糖及胰岛素耐量的影响，实验结果见图1。由图1(a)、(b)可见，灌胃初始时，高脂高糖饮食诱导的小鼠空腹血糖升高且糖耐量受损。由图1(c)可见，在灌胃6周后，模型组小鼠的空腹血糖为8.63 mmol/L，高于正常组94.51%，OGTT曲线下面积(area under curve，AUC)显著升高。与模型组相比，PHGG和二甲双胍均降低了高脂高糖饮食诱导小鼠的空腹血糖。由图1(d)可见，PHGG- L、PHGG- M、PHGG- H和二甲双胍组小鼠的OGTT曲线下面积分别比模型组降低20.6%、35.49%、28.62%和41.80%，说明PHGG可以改善高脂高糖饮食诱发的空腹血糖受损及糖耐量减低，有助于延缓2型糖尿病的发生。

ITT曲线反映小鼠的胰岛素耐量。由图1(e)和图1(f)可见，正常组小鼠在注射胰岛素后血糖值最大下降至初始血糖值的49.98%。与模型组小鼠相比，PHGG- L、PHGG- M、PHGG- H和二甲双胍组的ITT曲线各时间点的血糖更低，曲线下面积分别下降了8.2%、29.51%、17.32%和42.10%，显著改善小鼠的胰岛素耐量和敏感性。

2.3 PHGG对高脂高糖饮食小鼠血糖稳态的影响

PHGG对小鼠血糖稳态的影响，实验结果见表2。由表2可知，模型组小鼠在摄入高脂高糖饮食16周后，空腹血清葡萄糖和胰岛素水平显著高于正常组小鼠，胰岛素抵抗指数(4.70 mol/IU)比正常组(0.92 mol/IU)增加了5.1倍， 糖化血红蛋白(HbAlc)含量(998.97 μg/mL)是正常组小鼠的(299.21 μg/mL)3.3倍。二甲双胍及PHGG干预后各组小鼠体内HbAlc含量显著降低。PHGG- L组的血清葡萄糖含量和胰岛素抵抗指数显著下降，但血清胰岛素含量未出现明显变化。二甲双胍、PHGG- M及PHGG- H组小鼠的血清葡萄糖含量分别下降至4.48、5.24、5.37 mmol/L，胰岛素含量分别下降至10.58、11.94、12.17 pmol/L，胰岛素抵抗指数比模型组分别下降了61.36%、49.68%、48.11%。研究结果表明，PHGG可维持小鼠基础状态胰岛素分泌的稳定以及葡萄糖稳态。

2.4 PHGG对高脂高糖饮食小鼠脂质代谢的影响

PHGG干预对高脂高糖饮食小鼠的血脂代谢影响情况见表3。不同剂量PHGG干预后，小鼠血清中的TG含量下降效果与二甲双胍组(1.54 mmol/L)一致。与模型组相比，PHGG- M和PHGG- H组的TC、LDL- C和FFA水平均显著下降，其中，PHGG- M组的TG、TC、LDL- C和FFA水平比模型组分别降低了21.56%、32.67%、25.66%和22.91%；此外，高脂高糖诱导后小鼠体内脂联素的质量浓度(8.44 mg/L)比正常组的(11.76 mg/L)下降28.23%，而二甲双胍、PHGG- M及PHGG- H组小鼠的脂联素水平与正常组无显著性差异。该结果提示，PHGG可改善小鼠体内脂代谢紊乱，并且PHGG血糖调节作用与脂肪组织相关。

PHGG对小鼠脂肪组织及体脂率的影响见图2。图2表明，模型组小鼠腹部脂肪及皮下脂肪质量显著高于正常组；与模型相比，PHGG- L组小鼠的腹部脂肪和皮下脂肪质量未出现显著性差异(P>0.05)，但PHGG- M组腹部脂肪降低35.56%，皮下脂肪降低41.20%，效果接近二甲双胍组。该结果与血清脂代谢数据变化规律一致，表明PHGG对小鼠体质量的调控可能与控制小鼠脂肪含量相关，但不存在剂量依赖关系，其中1 500 mg/(kg·d)的PHGG(PHGG- M组)效果较佳。

##表示模型组与正常组相比差异极显著(p<0.01)；*表示与模型组相比差异显著(P<0.05)；**表示与模型组相比差异极显著(p<0.01)。AUC表示曲线下面积。图1 PHGG对小鼠葡萄糖耐量和胰岛素耐量的影响Fig.1 Effect of PHGG on OGTT and ITT of mice

选定PHGG- M组剂量开展研究。利用H&E染色观察PHGG对小鼠腹部脂肪组织形态的影响，实验结果见图3。由图3(a)、图3(b)可知，正常组小鼠腹部脂肪组织的细胞大小排列整齐，有完整的脂肪小叶结构；模型组脂肪细胞明显增生肥大，细胞平均直径比正常组增大88.70%，脂肪细胞成团状分布，边缘模糊。与模型组相比，二甲双胍组和PHGG中剂量组的脂肪细胞平均直径分别减少27.10%和17.00%，脂肪积累明显被抑制。脂肪组织mRNA表达情况见图3(c)，模型组的腹部脂肪组织中巨噬细胞的标记基因F4/80和CD11表达显著上升，而二甲双胍与PHGG- M处理后F4/80和CD11的表达分别下降42.30%和63.80%，推测PHGG减轻了小鼠腹部脂肪组织的炎性细胞。

表2 PHGG对小鼠血糖稳态的影响Tab.2 Effect of PHGG on glucose homeostasis in mice

表3 PHGG对小鼠脂质代谢的影响Tab.3 Effect of PHGG on lipid metabolism in mice

#表示模型组与正常组相比差异显著(P<0.05)，*表示与模型组相比差异显著(P<0.05)，**表示与模型组相比差异极显著(P<0.01)。图2 PHGG对小鼠脂肪组织及体脂率的影响Fig.2 Effects of PHGG on adipose tissue and body fat percentage in mice

2.5 PHGG对小鼠GIP及GLP- 1分泌的影响

GIP和GLP- 1是具有降糖降脂功能的肠源性激素，对胰岛素及脂联素的分泌有促进作用。PHGG对小鼠GIP及GLP- 1分泌的影响，实验结果见表4。表4显示：模型组小鼠的GLP- 1浓度(33.26 pmol/L)比正常组(80.32 pmol/L)减少58.59%(P>0.05)；二甲双胍、PHGG- M和PHGG- H组小鼠的GLP- 1浓度分别上升到75.86、67.76、63.82 pmol/L，与正常组之间无显著性差异，表明PHGG可促进GLP- 1分泌。各组之间GIP含量无显著性差异。

2.6 PHGG对小鼠体内的短链脂肪酸及其受体表达的影响

SCFAs由肠道菌群代谢产生，被肠内分泌细胞上的SCFAs受体识别后可诱导GLP- 1等肠道激素分泌。由表3可知，PHGG- M组调控代谢的效果较佳，故选定该剂量开展以下研究。PHGG对小鼠体内SCFAs含量的影响，实验结果见表5。由表5可见，模型组小鼠盲肠内容物中的乙酸、丙酸和丁酸含量均低于正常组小鼠。灌胃PHGG后，小鼠盲肠中丙酸含量(0.47 mg/g)比模型组(0.13 mg/g)提升2.61倍，丁酸含量(1.79 mg/g)比模型组(0.22 mg/g)提升7.14倍。

图(a)中：A.正常组；B.模型组；C. 二甲双胍组；D. PHGG- M组。##表示模型组与正常组相比差异极显著(P<0.01)；**表示与模型组相比差异极显著(P<0.01)。图3 PHGG对小鼠脂肪细胞的影响Fig.3 Effect of PHGG on adipose tissue in mice

表4 PHGG对小鼠GLP- 1及GIP分泌的影响Tab.4 Effect of PHGG on secretion of GLP- 1 and GIP in mice

蛋白免疫印迹检测小肠中SCFAs受体的表达水平，实验结果见图4。由图4可见，模型组小鼠小肠的SCFAs受体GPR43的表达水平低于正常组。灌胃8周PHGG后，小鼠肠道内GPR43的蛋白表达上升63.30%。由此说明，PHGG提升了高脂高糖饮食小鼠的肠道中SCFAs的含量，同时上调了SCFAs受体的表达。

表5 PHGG对小鼠盲肠内短链脂肪酸含量的影响Tab.5 Effect of PHGG on several SCFAs concentrations in cecal of mice mg/g

#表示模型组与正常组相比差异显著(P<0.05)；*表示与模型组相比差异显著(P<0.05)；##表示模型组与正常组相比差异极显著(p<0.01)；**.与模型组相比差异极显著(p<0.01)。图4 PHGG对小鼠肠道中短链脂肪酸受体表达的影响Fig.4 Effect of PHGG on expression of SCFAs receptors in mice

3 讨 论

摄入适量的膳食纤维能降低糖尿病的患病风险，其临床试验效果可与目前的药物媲美[15-16]。PHGG被视为一种安全、天然的可溶性膳食纤维，具有降糖、降脂和改善肠道健康的生理作用[6,17]；此外，当PHGG以36 g/d的剂量对成年男性给药4周时，没有出现副作用[18]。结合前期预实验，本实验设定PHGG的剂量为750、1 500、3 000 mg/(kg·d)，发现PHGG可以发挥稳定有效的代谢调节作用。在实验过程中用高脂高糖饲料喂养小鼠16周，诱导小鼠出现体质量及体脂率增加，空腹血糖受损和糖耐量减低等症状。每天灌胃1 500 mg/(kg·d)的PHGG后，模型小鼠的糖耐量及胰岛素耐量提升，空腹血糖、空腹胰岛素、HbA1c以及胰岛素抵抗指数下调，生理状态接近二甲双胍干预组(图1和表2)，表明PHGG可增强胰岛素敏感性，降低高脂高糖饮食引发的胰岛素代偿性上升，改善高脂高糖饮食小鼠的血糖稳态。相同的是，有研究表明，给非胰岛素依赖的糖尿病OLETF大鼠补充PHGG后，大鼠的空腹血糖、OGTT的2 h血糖和血浆葡萄糖有显著改善[9]。

高脂高糖饮食诱发的脂代谢紊乱是加重胰岛素抵抗的危险因素之一。一方面，肥大增生的脂肪细胞会释放过量FFA[19]；另一方面，脂肪组织可产生慢性炎症，抑制脂联素的分泌[20]，从而降低靶组织的胰岛素敏感性[21-22]。增加膳食纤维的摄入量可改善机体的脂代谢，如Wistar大鼠连续47 d食用含有质量分数为15%的发酵藜麦的饲料后，血糖、血脂水平以及附睾脂肪组织的积累均有所降低[23]；由117名超重或肥胖年轻人的一周饮食调查记录中发现，膳食纤维摄入量与TG含量呈负相关[24]；12名健康志愿者每餐补充6 g PHGG后，体内的TC、TG和LDL水平降低，同时糖耐量提升[11]。此外，在一项关于2型糖尿病和代谢综合征患者的临床研究中表明，患者的日常饮食中添加PHGG对TC和LDL- C无效，但能减轻患者体质量，降低HbA1c和反式FA。与其他膳食纤维相比，本实验中PHGG不仅能维持高脂高糖饮食小鼠的脂肪组织的正常形态，降低血清中的游离FA(图2，图3和表3)，更值得注意的是，高脂高糖饮食小鼠补充PHGG后脂肪细胞中的脂联素可以恢复到正常分泌水平(表3)，有助于提高胰岛素敏感性，从而缓解胰岛素抵抗，对改善体质量及胰岛素抵抗具有积极意义。

此外，肠道激素促进胰岛素和脂联素的分泌，PHGG的代谢调节作用与之密切相关[11]。研究表明，PHGG影响GIP及GLP- 1等传递饱腹感信号的肠肽激素分泌，进而减慢健康受试者的胃排空速度，增加受试者的饱腹感[25]。补充GLP- 1受体激动剂被确认为是2型糖尿病和肥胖的有效治疗策略[26]，例如饲喂正常大鼠含有质量分数为20%的瓜尔豆胶的饲料后，血清中GLP- 1含量随喂养时间延长而升高[27]；抗性淀粉可通过刺激GLP- 1和PYY的分泌减少脂肪[28-29]。此外，膳食纤维的黏度及水溶性影响GLP- 1的分泌，而甘露聚糖类的水溶性膳食纤维对GLP- 1的刺激效果显著优于纤维素和菊粉等膳食纤维[30]。PHGG是含有β-半乳糖苷取代侧链的甘露聚糖类水溶性膳食纤维，额外补充1 500 mg/(kg·d)的PHGG的小鼠比高脂高糖饮食小鼠血清中的GLP- 1提升1倍，使其恢复到正常水平(表4)，表明PHGG的干预刺激了小鼠GLP- 1的分泌。

内源性GLP- 1的分泌与肠道菌群代谢产物密不可分[26]。肠道菌群可利用膳食纤维代谢生成SCFAs，激活肠道内分泌细胞上相应的G蛋白偶联受体GPR43，刺激肠内分泌细胞，提升肠道激素分泌，缓解胰岛素抵抗[31]。在体外结肠培养模型中，SCFAs对分泌GLP- 1的肠L细胞有持续的刺激效果[32]。给大鼠结肠灌注SCFAs可刺激GLP- 1急性释放[33]；在小鼠体内，SCFAs刺激GPR43使分泌GLP- 1的细胞数量增加2倍[34]；给无菌猪补充外源性SCFAs，可有效增加猪血清中的脂联素水平，同时增加GPR43蛋白的表达[35]。目前关于GPR43在代谢调节中的作用存在着相互矛盾的研究文献，有研究表明，高脂饲养的GPR43基因敲除小鼠与野生型小鼠相比，具有较高的葡萄糖耐量和较轻的体质量[36]。本实验发现，可溶性膳食纤维PHGG将胰岛素抵抗小鼠盲肠中的丁酸含量提高7.14倍(表5)，大幅提升了肠道组织中短链脂肪酸受体GPR43的表达(图4)，推测该作用对肠道激素的分泌可产生有利影响。类似的是，青钱柳多糖处理大鼠后SCFA受体GPR41和GPR43表达明显增多，同时上调GLP- 1和PYY的表达[37]。糖尿病、肾病大鼠在饲喂含有抗性淀粉或纤维素的饲料后，肠道菌群明显改善，SCFAs产量增多，并且膳食纤维通过GPR43介导对大鼠的保护作用[38]。不仅如此，有研究表明PPHGG提升db/db雄性小鼠结肠黏膜的宿主防御功能，该功能可以影响小鼠的脂质代谢[8]，但也有研究发现，菊粉改善糖脂代谢紊乱的作用不依赖于SCFAs或GPR43介导[12]。鉴于不同膳食纤维的结构复杂多变，诱导糖脂代谢紊乱的因素众多，在未来需要更多有关膳食纤维精准化利用的研究支撑。

4 结 论

本研究利用PHGG对高脂高糖饮食诱导小鼠的糖脂代谢稳态及肠道环境进行调节。研究结果表明：PHGG可控制体质量增加、降低空腹血糖、提升糖耐量、改善血脂异常并保护脂肪组织形态，具有良好的降糖降脂功效；同时，PHGG可增加肠道中短链脂肪酸的含量，将肠道中短链脂肪酸受体GPR43的蛋白表达提升了63.30%，促进了GLP- 1的分泌，有效改善肠道环境。本研究表明，PHGG可改善高脂高糖饮食诱发小鼠的代谢紊乱，降低糖尿病、肥胖等发生的风险。将PHGG作为防治糖尿病及肥胖的功能性食品具有广阔的应用前景。