植物乳杆菌微胶囊包载效果、物化性质及其胃肠道性能

姚泽晨,张根义

(江南大学食品学院,江苏无锡 214122)

植物乳杆菌属乳酸菌,是一种厌氧或兼性厌氧的益生菌[1],适宜生长温度为30～35 ℃。目前研究证实植物乳杆菌具有调节肠道菌群异常、预防肠道感染、增强免疫功能、调节消化道蠕动等益生功能[2]。研究表明益生菌到达肠道的数量须在107cfu/mL以上才能够发挥其对肠道的益生作用。但植物乳杆菌对胃液的酸性环境敏感,在经胃肠液消化后[3-4],到达肠道的数量将显著减少[5-6],活性骤失,并且由于条件的限制使得一些保护菌体的方式不能应用于大规模生产[7]。

采用新的技术以及方法对益生菌进行保护正在引起人们的关注,将益生菌胶囊化是保护其活性和数量较为有效的方式[7-8]。微胶囊材料可隔绝外界光、热以及氧气,可防止其对菌体产生不利影响[9-10],且与活性物质有较好的生物相容性,并且其材料对pH以及电解质浓度变化不敏感,稳定性好,且易储存[11]。

目前,较为常见的微胶囊包载材料为海藻酸钠,因其形成的微胶囊表面孔径较大,不能完全防止酸液进入,而且在较低的pH条件下,海藻酸钠分子会降解,导致微胶囊稳定性变差,因此单独包载益生菌时,无法较好地抵抗胃肠液的破坏。复合包载材料制备微胶囊作为一种新型复合包载技术,包载效果有待研究,相关报道较少。由于阿拉伯木聚糖具有良好的生物相容性和稳定性,在漆酶作用下其体系内部会发生共价交联,形成具有三维网状结构的凝胶[12]。因此本文拟定以海藻酸钠与阿拉伯木聚糖为复合材料包载植物乳杆菌,通过检测其包埋效率、包埋产率、耐酸性、肠溶性以及储藏特性,对其保护性能进行评价,以期制备一种新型高效的微胶囊材料,为复合包载技术的应用提供可靠的理论依据。

1 材料与仪器

1.1 材料与仪器

植物乳杆菌N1 实验室保藏菌种;阿拉伯木聚糖 食品质量与安全中心实验室;漆酶(38429) 中国上海Sigma-Aldrich;胰酶、海藻酸钠、胃蛋白酶、其他试剂均为AR试剂级 国药集团化学试剂有限公司;MRS营养肉汤、MRS琼脂培养基、磷酸缓冲液(PBS)、模拟胃液、模拟肠液[2]自行配制。

WX-75211-30数显型齿轮泵 美国Cole-Parmer公司;H01-1A恒温磁力搅拌器 上海梅颖浦科学仪器仪表制造有限公司;AR2130电子精密天平、MB120水分含量测定仪 奥豪斯国际贸易(上海)有限公司;MX-F涡旋振荡器 大龙兴创实验仪器(北京)有限公司;RJ-LD-50G低速离心机 无锡市瑞江分析仪器有限公司;SCIENTZ-10ND冷冻干燥机 宁波新芝生物科技股份有限公司;MLS-3750压力蒸汽灭菌锅 日本Sanyo;ULTRA-TURRAX T8均质机 德国IKA公司;ULT1786超低温冰箱 美国Asheville North Carolina;SU1510扫描电子显微镜 荷兰FEI公司;S3500激光粒度分析仪 美国Microtrac公司;IS10傅里叶变化红外光谱仪 美国Nicolet公司;UV-1280紫外可见分光光度计 岛津企业管理(中国)有限公司;PYX-DHS 500-BS隔水式电热恒温培养箱 上海博泰实验设备有限公司;SW-CJ-2FD超净工作台 苏州安泰空气技术有限公司;THZ-82A水浴恒温振荡器 新瑞仪器厂。

1.2 实验方法

1.2.1 植物乳杆菌N1的活化培养 取保存于-80 ℃冰箱的植物乳杆菌N1,于超净工作台中操作,在MRS琼脂培养基上划线培养,37 ℃,48 h,挑取单个菌落接种到MRS营养肉汤中,并在37 ℃下培养24 h,然后进行传代培养2～3次,使其完全活化[13]。

1.2.2 植物乳杆菌N1生长曲线的绘制 将活化完全的植物乳杆菌N1按5%的比例接种到灭菌的MRS营养肉汤中,并在37 ℃下恒温培养24 h,每2 h测定菌悬液OD600,绘制生长曲线。

1.2.3 浓缩菌悬液的制备 将活化完全的植物乳杆菌N1以3%的比例接种到200 mL灭菌的MRS营养肉汤中,37 ℃静置培养16 h(对数期),然后将此培养液于4 ℃,4000 r/min,低速离心15 min收集菌泥,并用无菌水洗涤两次,然后悬浮于10 mL 0.9%的无菌生理盐水中,其菌体数量在1010～1011cfu/mL左右,后期可进行平板培养对其精确计数,4 ℃储存备用[9]。

1.2.4 活菌平板计数 于超净工作台中,准确吸取1 mL菌悬液样品,用0.9%灭菌生理盐水梯度稀释(10-1、10-2、10-3、10-4、10-5、10-6、10-7、10-8),然后吸取适当稀释梯度的稀释液1 mL,置于无菌培养皿中,并倾注温度在40～45 ℃的MRS琼脂培养基13～15 mL,摇动平板,静置固化,后将固化的平板倒置于37 ℃培养箱中静置培养(48±2) h,观察菌体的生长情况,并计数。

菌体数量计算:活菌数(cfu/mL)=涂布平板菌落数平均值×稀释倍数

式(1)

1.2.5 植物乳杆菌微胶囊化的制备工艺 将海藻酸钠(2%)溶液与阿拉伯木聚糖(3%)溶液分别灭菌,冷却至室温,将二者等体积混合[14]。然后将1.2.3制备的浓缩菌悬液5 mL加入到海藻酸钠-阿拉伯木聚糖的混合溶液中,并加入漆酶[15](1.67 nkat/mg阿拉伯木聚糖),混合均匀后,通过数字齿轮驱动泵(12～15 r/min)将上述混合溶液流入到0.1 mol/L无菌CaCl2溶液中,静置30 min,使得海藻酸钠与Ca2+之间的交联反应充分进行[16],最终形成海藻酸钙-阿拉伯木聚糖凝胶球体。然后,无菌水洗涤微胶囊表面残余溶液,灭菌纱布过滤收集微胶囊,静置30 min,以排除多余的水分,将制备的微胶囊真空冷冻干燥,得到微胶囊粉末颗粒[9]。

1.3 植物乳杆菌微胶囊包载效果表征

1.3.1 微胶囊包埋产率、包埋效率及有效载量计算方法

微胶囊包埋产率(%)=(微胶囊中活菌个数/最初加入活菌个数)×100

式(2)

微胶囊包埋效率(%)=(1-微胶囊表面活菌个数/微胶囊中活菌个数)×100

式(3)

微胶囊有效载量(%)=(微胶囊中活菌数目/微胶囊质量)×100

式(4)

1.3.2 微胶囊中活菌数目的计算 取0.1 g微胶囊至20 mL的无菌PBS缓冲液(pH7.4)中,搅拌1 h后,用均质机分散20 s,使微胶囊包载的菌体能够完全释放后梯度稀释,采用倾注平板法进行活菌精确计数[17]。

1.3.3 微胶囊表层活菌个数的测定 取0.1 g微胶囊至20 mL 0.9%无菌生理盐水中,搅拌1 h后,使微胶囊表层以及可以泄露的菌体从表面溶出,过滤并收集滤液后梯度稀释,并采用倾注平板法进行活菌精确计数。

1.4 植物乳杆菌微胶囊物化性质的表征

1.4.1 植物乳杆菌微胶囊粒径分布的测定 取一定数量的微胶囊粉末颗粒,使用激光粒度分析仪对样品的粒径分布进行测量,将微胶囊粉末颗粒置于样品槽中,经过对粉末颗粒群衍射,计算机处理得到粉末颗粒相应粒径分布结果。

1.4.2 植物乳杆菌微胶囊含水量的测定 称取1 g植物乳杆菌微胶囊,放入水分含量测定仪中,启动仪器,测定时间为5 min,平行三次测定。

1.4.3 植物乳杆菌微胶囊密度的测定 称取一定质量的植物乳杆菌微胶囊粉末颗粒,放置于10 mL的量筒中,反复多次晃动,静置后测量粉末颗粒的体积,根据计算公式,单位体积微胶囊颗粒的质量为微胶囊的密度[18]。计算公式如下:

P=W/B

式(5)

式中：P表示堆密度(g/cm3)；W表示样品质量(g)；V表示样品体积(mL)。

1.4.4 植物乳杆菌微胶囊流动性的测定 通过休止角法测定植物乳杆菌微胶囊粉末颗粒的流动性,具体方法如下:固定干燥的玻璃漏斗于铁架台上,其正下方水平处放置一表面皿,后向漏斗中加入微胶囊粉末颗粒,经漏斗流出,在表面皿上形成自然锥体,再按计算公式计算休止角[3],计算公式如下:

A=arctan(2H/D)

式(6)

式中：A表示微胶囊休止角(°)；H表示锥体高度(cm)；D表示锥体直径(cm)。

1.4.5 植物乳杆菌微胶囊形态观察 使用扫描电子显微镜(Scanning Electron Microscopy,SEM)观察微胶囊的表面结构。样品制备方法如下:在样品台上附一双面胶,将植物乳杆菌微胶囊粉末颗粒放于上面,并去除过多粉末,后样品上喷金供SEM观察,加速电压为10 kV。

1.4.6 植物乳杆菌微胶囊及其壁材的红外谱图分析 取10 mg样品颗粒,1 g溴化钾,即为1∶100的比例,然后将二者放入研钵中进行充分研磨,取少量研磨好的粉末,用压片机压制(1 min)成透明的圆片状,在400～4000波数内进行傅里叶红外光谱扫描[19]。

1.5 植物乳杆菌微胶囊胃肠道模拟实验

1.5.1 植物乳杆菌微胶囊胃液溶解性的测定 称取0.1 g植物乳杆菌微胶囊,将其置于盛有40 mL,pH1.5模拟胃液的锥形瓶中,(37±1) ℃、130 r/min恒温水浴振荡器分别处理0、1、2、3 h后,使用分光光度计在波长为600 nm处测定其透光率,根据透光率差异分析模拟胃液中微囊的裂解情况[20]。

1.5.2 植物乳杆菌微胶囊肠液溶解性的测定 称取0.1 g植物乳杆菌微胶囊,将其置于盛有40 mL,pH7.4模拟肠液的锥形瓶中,(37±1) ℃、130 r/min恒温水浴振荡器分别处理0、0.5、1.0、1.5、2.0 h后,使用分光光度计在波长为600 nm处测定其透光率,根据透光率差异分析模拟肠液中微囊的裂解情况。

1.5.3 植物乳杆菌微胶囊的耐酸性 实验组:称取0.1 g植物乳杆菌微胶囊,分别放入7个无菌离心管中,依次在0、0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0 h时,加入pH为1.5的人工胃液4.9 mL,然后将离心管放置于37 ℃的恒温水浴振荡器中振荡,并在3 h时,将离心管一同取出,4000 r/min低速离心5 min收集微胶囊,然后将4.9 mL pH7.4的无菌PBS缓冲液加入离心管中,并在37 ℃下振荡30 min,均质机分散20 s,完全破碎微胶囊使菌体释放,然后用0.9%无菌生理盐水进行梯度稀释,选取适宜的稀释度,使用倾注平板法进行精确计数[21]。

对照组:吸取1.2.3离心收集的浓缩菌悬液1 mL,加入pH1.5的模拟胃液9 mL,置于37 ℃恒温水浴振荡器中振荡培养,依次在0、0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0 h时取样,然后用0.9%灭菌生理盐水进行梯度稀释,选取合适的稀释度,使用倾注平板法进行精确计数菌体数目。

1.5.4 植物乳杆菌微胶囊的释放实验 称取0.1 g植物乳杆菌微胶囊,置于无菌离心管中,加入30 mL pH7.4的模拟肠液,置于37 ℃恒温水浴振荡器中振荡培养,依次在0、0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0 h时取样,用0.9%灭菌生理盐水进行梯度稀释,选取适宜的稀释度,使用倾注平板法进行精确计数。

1.5.5 植物乳杆菌微胶囊连续胃肠道模拟实验 实验组:称取0.1 g植物乳杆菌微胶囊,分别放入灭菌的离心管中,向管中加入pH为1.5的人工胃液4.9 mL,将离心管置于37 ℃的恒温水浴振荡器中,130 r/min振荡培养,2 h后将上述离心管取出,吸取混合液0.1 mL,用0.9%无菌生理盐水梯度稀释,倾注平板法精确计数。将上述离心管4000 r/min低速离心5 min,收集沉淀物,并加入30 mL的pH7.4模拟肠液,37 ℃,130 r/min振荡器中振荡培养,2 h时取出离心管,吸取混合液,用0.9%无菌生理盐水梯度稀释,使用倾注平板法精确计数。

对照组:取1.2.3制备的浓缩菌悬液0.1 mL,在相同处理条件下作对照试验,平行进行3次实验。

1.5.6 植物乳杆菌微胶囊的储藏性实验 将植物乳杆菌微胶囊分别放置于28、4以及-20 ℃的恒温条件下储藏7周。每周均使用模拟肠液将上述三种条件下的微胶囊溶解并进行梯度稀释,运用倾注平板法测定三种温度条件下,植物乳杆菌微胶囊中菌体的存活数量,用以评价其储藏特性。

1.6 数据处理

以上实验均重复进行3次，实验所得数据用X(三组数据平均值)±S.D.(标准偏差)表示,采用SPSS 17.0(美国SPSS公司)统计软件进行一元方差分析(One-way ANOVA),采用Duncan法进行显著性检验,在显著性水平α=0.05下进行分析。文中图表中a、b、c等不同字母表示α=0.05水平下各实验点具有显著差异。

2 结果与分析

2.1 植物乳杆菌N1的生长曲线

植物乳杆菌生长曲线如图1所示,植物乳杆菌在6 h时进入对数生长时期,16 h正式开始进入稳定期,进入稳定期的菌体细胞数量充足且活性较高,适宜收集用于后续实验。

图1 植物乳杆菌在MRS中的生长曲线(37℃)Fig.1 Growth curve of Lactobacillus plantarum in MRS(37 ℃)

2.2 植物乳杆菌微胶囊的包载效果

根据1.3方法及计算公式可得,微胶囊包埋产率为73.60%±0.01%,微胶囊包埋效率为81.27%±0.17%,微胶囊有效载量为(3.68±0.4)×1011cfu/g,产品呈淡黄色。

2.3 植物乳杆菌微胶囊物化性质

2.3.1 植物乳杆菌微胶囊的粒径分布 使用激光粒度分析仪对未包载植物乳杆菌的微胶囊以及包载植物乳杆菌的微胶囊进行粒度分析,结果如图2所示。

图2 空白及载菌微胶囊粒径分布图Fig.2 Particle size distribution images of microcapsules without and with Lactobacillus plantarum

空白微胶囊粒径分布为:800～600 μm占1.92%;599～500 μm占9.5%;499～400 μm占77.09%;399～300 μm占10.8%;299～200 μm占0.69%。载菌微胶囊粒径分布为:800～600 μm占0.76%;599～500 μm占5.99%;499～400 μm占66.54%;399～300 μm占23.20%;299～200 μm占3.51%。同空白微胶囊相比,载菌微胶囊的粒径普遍有所增大,推测是由于壁壳材料添加菌体细胞,使得微胶囊粒径有所增加。

2.3.2 植物乳杆菌微胶囊的水分含量、密度以及流动性 如表1，植物乳杆菌微胶囊的水分含量为8.82%±0.01%,对于干燥的微生物制品来说,水分含量的多少是维持菌体数量以及活性的重要因素。Oliveira等[22]采用复凝聚法以酪蛋白和果胶为壁材材料用以包埋B.lactis和L.acidophilus,运用喷雾干燥的方法制备微胶囊,其水分含量分别为10.98%和9.58%。本实验所制备的植物乳杆菌微胶囊水分含量较现有文献报道的数据低,这样将更有利于植物乳杆菌微胶囊的贮藏。在微胶囊的理化性质表征中,微胶囊密度对于微胶囊粉末的均匀分布具有重要影响,因此用堆密度法表征微胶囊粉末颗粒的密度,植物乳杆菌微胶囊密度为(0.25±0.01) g/cm3。植物乳杆菌微胶囊的休止角为(35.25±4.35) °,表明微胶囊的粘度小,流动性好,研究表明,休止角在30～45°范围内的微胶囊粉末具有较好的流动性。

表1 植物乳杆菌微胶囊的水分含量、密度以及流动性Table 1 The moisture content,density and fluidity of Lactobacillus plantarum microcapsules

2.3.3 植物乳杆菌微胶囊的显微形态 由于制作微胶囊的芯材,壁材以及制备方法的不同,因而微胶囊的粒径分布范围为几微米到几千微米之间[23],且各种方法制备出的微胶囊在外观形态,内部结构上均有较大差异。

从图3和图4中可以看出,空白微胶囊与载菌微胶囊结构紧密,表面没有裂缝以及过多的褶皱,囊壁结构保持完整,二者由于真空冷冻干燥而脱水,整体出现干瘪状态,当微胶囊吸水,仍可复原球形形状,并且与空白微胶囊相比,载菌微胶囊表面布满植物乳杆菌菌体,证明菌体数量充足,此微胶囊起到较好的载体作用。

图3 空白微胶囊SEM图像Fig.3 SEM images of microcapsules without Lactobacillus plantarum注：a:×500;b:×1000;图4同。

图4 载菌微胶囊SEM图像Fig.4 SEM images of microcapsules with Lactobacillus plantarum

2.3.4 植物乳杆菌微胶囊及壁材的红外谱图 图5是海藻酸钙、阿拉伯木聚糖凝胶、海藻酸钙-阿拉伯木聚糖凝胶(三者均不含菌)的红外光谱(FT-IR)图像,从图5中可以看出,相比于谱图a和b,谱图c并未在官能团区增加明显的吸收带,表明在海藻酸钙-阿拉伯木聚糖凝胶之间并未形成新的化学键,因此没有产生新的吸收带,可以推测阿拉伯木聚糖凝胶与海藻酸钙间是物理性缠绕。

图5 壁材的FT-IR光谱Fig.5 FT-IR spectrums of wall materials注:a:海藻酸钙;b:阿拉伯木聚糖凝胶;c:海藻酸钙-阿拉伯木聚糖凝胶。

2.4 植物乳杆菌微胶囊的胃肠道模拟实验

2.4.1 植物乳杆菌微胶囊的胃液溶解性 植物乳杆菌经口进入人体后,首先需要抵御胃液的酸性环境,由于进食量、进食时间,食物组成以及进食者个体之间具有差异,使得人体胃液pH在1.5～5.0范围内波动。从图6可以看出,随着处理时间的延长,虽然2～3 h的透光率与溶液初始透光率具有显著性差异(p<0.05),但微胶囊在模拟胃液中处理3 h,仅有少量浑浊出现,透光率从100%下降至96%,透光率的降低可能是由于微胶囊部分包埋不完全以及微胶囊表层部分植物乳杆菌泄露引起。绝大部分微胶囊保持正常形态而不崩解破碎,证明该微胶囊能够给与其包埋的植物乳杆菌较好的保护环境,使其免受外部酸性环境的侵蚀,因此其中包载的植物乳杆菌有较高的存活率,绝大多数植物乳杆菌能够通过胃液的酸性环境,顺利进入肠道环境。

图6 微胶囊胃液溶解性实验Fig.6 Microcapsule gastric fluid solubility test

2.4.2 植物乳杆菌微胶囊的肠液溶解性 肠溶性是指物质在胃液的酸性环境中2 h不溶解,在肠液中1 h内溶解,较为理想的肠溶性产品在十二指肠就会开始出现裂解的情况。本次实验选择pH为7.4的模拟肠液进行实验。从图7可以看出,随着处理时间的延长,0.5～2.0 h的透光率与溶液最初的(0 h)透光率具有显著性差异(p<0.05),透光率从52.7%下降至2.66%,并且透光率在1 h后基本保持不变。将微胶囊在肠液中处理2 h后,肠液中基本无固体颗粒存在,微胶囊裂解完全,其中微胶囊表层以及内部包埋的植物乳杆菌得到充分释放,微胶囊在肠液中有足够的时间充分释放其中包载的植物乳杆菌,具有较好的肠溶性。

图7 微胶囊的肠液溶解性实验Fig.7 Microcapsule intestinal fluid solubility test

2.4.3 微胶囊的耐酸性 按1.5.3进行植物乳杆菌微胶囊的耐酸性评价,结果如图8所示,菌悬液的植物乳杆菌数量在pH1.5的胃液环境下3 h下降了6.4lg(cfu/mL)。而微胶囊包埋的植物乳杆菌数量在pH1.5的胃液环境下3 h仅仅下降了1.2lg(cfu/mL),3 h时植物乳杆菌数量仍有2.06×108cfu/mL,上述结果表明,与植物乳杆菌菌悬液相比,植物乳杆菌微胶囊能够不受胃液的影响,有助于其包载的植物乳杆菌顺利进入肠道。

图8 植物乳杆菌微胶囊在模拟胃液(pH1.5)中的存活情况Fig.8 Survival of Lactobacillus plantarum microcapsules in simulated gastric fluid(pH1.5)

2.4.4 微胶囊的释放实验 植物乳杆菌作为一种益生菌只有顺利进入肠道,且拥有足够的数量,才能够影响肠道菌群,发挥其益生作用,因而需要考虑植物乳杆菌微胶囊在模拟肠液中的释放情况。按1.5.4的方法评价植物乳杆菌微胶囊的释放特性,实验结果如图9所示。阿拉伯木聚糖与海藻酸钠为壁材的植物乳杆菌微胶囊在模拟肠液中消化时,1 h左右基本能够实现完全释放其包载的植物乳杆菌,并且在之后的1～3 h,释放的植物乳杆菌数量变化幅度较小,说明植物乳杆菌微胶囊可以实现在肠道中的充分释放。

图9 植物乳杆菌微胶囊在模拟肠液中(pH7.4)的释放Fig.9 Release of Lactobacillus plantarum microcapsules in simulated intestinal fluid(pH7.4)

2.4.5 植物乳杆菌微胶囊连续胃肠道耐受实验 由图10可知,在连续胃肠道模拟实验中,植物乳杆菌菌悬液经过人体消化液的处理后,菌体浓度下降5.6lg(cfu/mL),与原始菌体数目相比具有显著性差异(p<0.05),其中胃液的酸性环境对菌体细胞破坏性最大。在相同的处理条件下,微胶囊化的植物乳杆菌在整个胃肠道模拟实验中,菌体浓度仅下降0.5lg(cfu/mL),在经过胃液时菌体浓度略微下降,主要是存在于微胶囊表层以及不完全包埋的植物乳杆菌泄露导致菌体数量有所下降。由此可见,采用微胶囊包载植物乳杆菌,可显著提升菌体的存活数量,使其绝大部分能顺利到达肠道,从而能够发挥益生功效,促进肠道健康。

图10 菌悬液以及植物乳杆菌微胶囊对模拟胃肠道的耐受性Fig.10 Tolerance of bacterial suspension and Lactobacillus plantarum microcapsules to the simulated gastrointestinal tract

2.4.6 植物乳杆菌微胶囊的储藏性实验 为了评价植物乳杆菌微胶囊的储藏稳定性即货架稳定性,我们选取4、28以及-20 ℃的储存条件连续存放7周,用以研究微胶囊化植物乳杆菌的存活情况,实验结果如图11所示。随着储藏时间的延长,微胶囊中菌体存活数量在不断下降,其中在28 ℃的条件下,微胶囊中的活菌数在7周内,下降了5.2lg(cfu/mL),而在4以及-20 ℃条件下,相同时间内活菌数分别下降了1.7lg和1.2lg(cfu/mL)。实验结果表明微胶囊包埋的植物乳杆菌具有较长的储藏时间且呈现出储藏效果:-20 ℃>4 ℃>28 ℃的趋势,由此也证明植物乳杆菌需要在较低的储藏温度下进行保藏,以保证其有足够的活菌数量和活力。

图11 植物乳杆菌微胶囊在4、28和-20℃的储藏稳定性Fig.11 Storage stability of Lactobacillus plantarum microcapsules at 4,28 and -20 ℃

3 结论

本研究表明,以海藻酸钠和阿拉伯木聚糖为壁材复合包载植物乳杆菌制备微胶囊,该微胶囊具有较低的胃液溶解性和较高的肠液溶解性,能够保护其包载的菌体免受胃液侵蚀,顺利到达肠道,并且能够在肠液中充分释放。阿拉伯木聚糖具有良好的生物相容性和稳定性,从而避免单独使用海藻酸钠包埋造成的微胶囊易降解破坏引起的突释问题。SEM图像表明,空白及载菌微胶囊结构紧密,表面没有裂缝,囊壁结构保持完整,复合包载改善了单一包载存在的微胶囊表面孔径过大的问题。储藏性实验表明,-20 ℃为最佳的储存条件。本研究对于采用复合材料包载益生菌制备微胶囊,从而增强益生菌的存活率和耐受性,具有一定的参考价值和实践意义。