孕妇体重和妊娠期糖尿病对胎盘和妊娠结局的影响

凌晓娟,黄 震,李红霞

(1.宝鸡市中心医院 产科,陕西 宝鸡721008;2.宝鸡市中心医院 综合内科,陕西 宝鸡721008;3.延安大学附属医院 妇科,陕西 延安716000)

肥胖对个人乃至全球健康影响巨大，孕妇肥胖的发病率逐年上升，在西方发达国家，高达17%的孕妇伴有肥胖症[1]。近年来，孕妇肥胖与妊娠期糖尿病(gestational diabetes mellitus,GDM)的发病率同时上升，在美国与欧洲GDM的发病率分别为14%与2%-6%[2]。孕妇体重指数(body mass index,BMI)和GDM会对临床结局产生较大影响，包括流产和死胎，增加先兆子痫、子宫内生长受限及巨大儿的风险，对胎儿和新生儿的生存造成影响[3]。妊娠期体重增加(gestational weight gain,GWG)、BMI升高及GDM与怀孕期间不健康饮食直接相关[4]。胎盘养分转运是将母体营养状况与胎儿生长联系起来的一种机制，主要通过子宫胎盘血液流动，激素及营养转运来实现。GDM葡萄糖和脂质运输增加也伴随着因滋养层浸润和血管损害造成的胎盘缺陷[5]。虽然孕前高BMI和胎儿过度生长与Ⅰ型糖尿病显著相关，但是孕前高BMI且无GDM对于胎盘功能的影响，与GWG和饮食的关系仍未知[6]。孕妇肥胖与代谢有关，血清内激素水平发生变化，如胎盘瘦素，胰岛素和IGF1以及炎性标志物(如白细胞介素-6)的积累[7]。胰岛素信号传导对于血糖浓度的调节至关重要。研究证实，通过胰岛素结合位点数量的改变可以反映GDM和GWG中胎盘胰岛素抵抗(Insulin Resistance,IR)水平[8]。雷帕霉素(mammalian target of rapamycin,mTOR)是胎儿葡萄糖、氨基酸、胎盘胰岛素/ IGF1信号传导的上游调节因子，是养分传导的关键，可通过磷酸化机制对GDM和GWG起一定的调节作用[9]。本研究旨在探讨孕妇体重及GDM是否会对胎盘及妊娠结局造成影响，从而实现针对性的干预措施，以防止不良临床结局的出现。

1 资料与方法

1.1 一般资料

选取2016年5月-2017年4月于我院进行检查的孕妇共328例进行回顾性分析，依据孕期BMI进行分组，正常体重组(N,18.5≤BMI<25,n=132)，超重组(OW,18.5≤BMI<25,n=53)，肥胖组(O,BMI≥30，n=64)，此外79名孕经口服葡萄糖耐量试验(oral glucose tolerance test,OGTT)确诊为GDM。具体分组情况见图1。

图1 参与研究的孕妇分组

1.2 研究方法

孕期，分别于24孕周或34孕周(GDM)开始进行医疗访视，胎龄计算始于最后一次月经周期，并且与超声扫描结果核对，孕龄<37周视为早产。通过第34周的超声扫描结果来进行胎儿的人体学测量。GWG的诊断标准依据美国医学研究院(IOM) 2009年推荐的单胎妊娠妇女(单胎孕妇)孕期增重范围[10]。根据Lubchenco生长曲线确定胎儿的体型(大型，LGA；小型，SGA)[11]。

1.2.1孕妇营养摄入 收集孕晚期(34-40周)第二次访视7天内膳食纪录。对每个孕妇进行口头和书面说明，分发小册子记录摄入的食物和饮料。分娩时将记录交于营养师进行分析，采用营养分析CESNID1.0进行营养摄入分析。

1.2.2血液采集与分析 分别于第24孕周、24孕周及分娩时收集孕产妇的静脉血，于分娩30 min内收集脐静脉血，用于血液学及生物化学分析。使用血液分析仪(Sysmec XE-2100，罗氏，美国)和流式细胞仪(Advia 120-160 858，Bayer HealthCare，Tarrytown，美国纽约)分析血液学参数。酶促法测量血清中葡萄糖和甘油三酸酯含量(Modular Analytics EVO，Roche，Neuilly sur Seine Cedex，法国)，而血清中胎盘瘦素的测定则采用ELISA法(Biosource Kap2281，丹麦)。

1.2.3胎盘样本收集 分娩后收集胎盘并立即称重，由经验丰富的临床医师对胎盘的坏死或其他异常现象进行目视检查，包括胎盘尺寸、重量及形态学测量，若有多个小叶、胎盘麻疹、环状、膜质，梗塞、绒毛膜缺失或血管病变等异常，则从正常区域取样。取出子宫内膜后，切下0.5×0.5×0.5 cm(200 mg)的样品，用生理盐水清洗两次，并立即放入含有RNAlater溶液(Qiagen Ltd.，Crawley，英国)无菌离心管中，于-80℃储存。

1.3 评价指标

1.3.1基因表达 使用200 μl氯仿/1 ml TRI试剂溶液(Sigma Chemical Co.Poole，UK)和RNeasy提取试剂盒(Qiagen Ltd.，英国)，从100 mg胎盘组织中提取总RNA。2 μg RNA使用高容量逆转录试剂盒(Applied Biosystems,美国)，转录生成20 μl cDNA。

Real-time PCR 使用15 μl按1∶10稀释后 cDNA、3.0 μl(终浓度为250 nM)基因特异性引物(表1)和7.5 μl SYBR Green mastermix(Thermo Scientific，ABgene Ltd.英国)。使用Techne Quantica Thermocycler(Techne Inc.，Barloword Scientific，Stone，UK)在96孔板中，使用阴性对照进行重复样品40个循环。通过半定量2-ΔCt法计算mRNA表达[12]。

1.3.2胎盘甘油三酯和硫代巴比妥活性物质(thiobarbituric active reactive substance,TBARS)含量 使用Folch法测量甘油三酯含量[13]，TBARS测量依据潘东峰等[14]的研究。

1.4 统计学处理

本研究所以数据均采用SPSS20.0进行统计学处理，计量数据以均数±标准表示，两组间比较采用Studentt检验，多组间比较采用方差分析，当存在统计学差异时应用SNK法进行两两比较。应用χ2检验或精确概率法比较分类资料组间差异；当需要两两比较时，采用Bonferroni法对α进行校正，校正后α水平为0.05/n(n为两两比较次数)。

2 结果

2.1 孕妇临床特征，妊娠结局，胎盘组成和代谢状态

GDMO组年龄较大，且失业比率较高，教育程度普遍较低。OW组与O组具有较大的机率发生新生儿体重较大，且OW组与O组剖宫产的风险较高(表1)。GDM两组体重低于N组，反映了他们总能量和碳水化合物摄入较低，且脂质的摄入量也较低(表2)。尽管GDMO组于34周胎龄胎儿体重预估体重较高，但出生时与其他组无显著差异(表3)。O组胎盘重量较高，且LGA百分比较高。临近分娩，GDM两组血糖升高，而O组的单核细胞计数最高。O组胎盘瘦素水平较高。GDMO组胎盘中甘油三酯含量较高，组间TBARS无差异(表4)。

表1 各组一般临床特征对比

*注：两两比较结果1.年龄 GDMN & GDMO> N & OW &O；2.失业率： GDMO> OW & GDMN &N 且 O>GDMN其他各组别两两比较均未见统计学差异；3高学历比例：N>O>GDMO 其他各组别两两比较均未见统计学差异；4孕期吸烟率：OW> O & GDMN &GDMO 且 N>GDMN,其他各组别两两比较均未见统计学差异；5平均身高：GDMN & GDMO< N & OW &O；6孕前BMI：GDMO>O>OW>GDMN>N；7 34孕周BMI：O & GDMO>OW>N &GDMN；8 GWG：N & OW> O & GDMN & GDMO；9剖宫产率：OW & O & GDMO>N且O & GDMO>GDMN其他各组别两两比较均未见统计学差异；；10 早产率：GDMO>OW & N且 O组高于N组其他个组别两两比较均未见统计学差异；11初产率：N & GDMN & GDMO>OW组，其他各组别两两比较未见统计学差异。

表2 孕妇能量及营养摄入

表3 新生儿及胎盘特征

*注：两两比较结果 ①胎盘重量：O>N，OW、GDMN及GDMO三个组别分别与任意其他组比较均无统计学差异；②胎盘/新生儿体重：O>GDMO & GDMN & N且OW>N，其他所有组别两两比较均无统计学差异。③SGA GDMO>GDMN，其他各组别两两比较未见统计学差异。④AGA N & OW>O且 N>GDMO，其他所有组别两两比较均无统计学差异。⑤IGA O> GDMN & OW & N，且GDMO>N，其他所有组别两两比较均未见统计学差异。

表4 孕妇，胎盘和脐血代谢特征

2.2 孕妇体重，GDM和胎盘标志物，细胞生长和内分泌敏感性

O组mTor的表达减少，但是mTOR的上游(AKT1)和下游(p70S6KB1)靶基因的表达不受影响。GDMO组p70S6KB1表达水平上升。此外，GDM两组的AMPK基因表达均下降。GDMN组LEP基因表达水平增加，GDMO组LEP基因表达水平则下降。OW组与O组的SIRT1和UCP2基因表达水平均上调。没有任何证据显示胎儿年龄、分娩方式或胰岛素给药会对以上结果造成影响(表5)。

表5 孕妇BMI及GDM对胎盘标志物、生长及内分泌的影响

3 讨论

本研究中，胎盘组织中ISR1和IGFR1基因的表达与孕妇的BMI及GDM无显著相关，此结果与Jansson等[15]的研究结果相左，其对瑞曲孕妇进行了研究，其结果显示胎盘中mTOR的表达水平与胰岛素/IGF1及孕妇的BMI指数存在显著关联。推测造成结局差异的原因为，北欧女性的平均BMI及GWG均远高于中国女性[16]。本研究还发现胎盘组织中mTOR的表达与SIRT1和UCP2表达水平上调有关，说明机体的抗氧化能力上升，符合线粒体中ATP与AMP浓度的调节机制[17]。这可能是由于AMPK，Akt和mTOR与能量消耗的活动有关[18]。线粒体还通过解耦能量供应来调节ROS，产生氧化应激，AMPK和mTOR通过UCP2和NFkB的变化对氧化应激进行调节，从而促进滋养层内的促炎和促氧化途径[19]。相比之下，线粒体的复制与SIRT1的活性关联显著，同时其亦可抑制mTOR活性对细胞周期进行调节[20]。因此，可得出胎盘的抗氧化应激反应与孕妇的BMI存在一定关联，这些反应涉及炎症反应及相关基因的表达[21]。

虽然本研究中，不同组间的甘油三酯浓度差异无统计意义，但GDM肥胖在一定程度上会导致甘油三酯的积累。研究显示，孕妇的BMI与新生儿LGA存在正相关[22]。伴随着GDM肥胖孕妇胎盘中甘油三酯的积累，其胎盘中GRa表达水平上调，在胎盘生长的营养调控的模型已经显示出遵循妊娠胎盘质量变化[23]。

如预期的那样，孕妇肥胖与血清瘦素较高有关，但其相关代谢机制还未确定[24]。胎盘是血清中瘦素的来源，可被肥胖及GDM刺激，但本研究并未观察到瘦素基因存在差异性表达。推测其原因为，瘦素的表达存在在周期性变化，同时瘦素可能通过抵制AMPK的表达从而调控胎盘内瘦素的表达[25]。研究显示，胎盘中瘦素的表达亦会受到糖皮质激素的作用，这与本研究中胎盘中GRa表达水平上调结果相一致，表明GDM肥胖孕妇其胎盘内可能存在局部炎症反应[26]。

O组、GDMN组及GDMO组的脐带血中发现胎盘瘦素水平存在高表达。可能经胎儿胰岛素的刺激母体血浆葡萄糖供应增加，从而促进胎儿脂肪沉积[27]。增强的葡萄糖-胰岛素途径与新生儿体重显著相磁)，而脂肪分子经瘦素通过以葡萄糖依赖性方式诱导IRS1 / MAPK途径刺激细胞增殖[28]。肥胖孕妇瘦素的循环与脐血瘦素浓度和单核细胞数量有关[29]。研究显示，胎盘瘦素除了新生儿体重相关外，还与新生儿免疫系统的发展存在关联，对其免疫反应造成影响[30]。研究显示，在肥胖孕妇中促炎细胞因子(包括TNFa和IL6)的高表达或循环单核细胞趋化蛋白(MCP1)浓度升高，均有可能导致其婴儿脐血中单核细胞数量上升[31]。 MCP1的高表达与新生儿脂肪的积累显著相磁，并最终影响促炎因子及胰岛素抵抗水平[32]。由于肥胖及GDM孕妇其胎儿为LGA的风险相对较大，因此进行合理的饮食干预，避免以上临床结局的发生。

综上所述，胎盘中基因的表达对孕妇BMI及GDM的反应较为敏感，BMI及GDM都会影响胎盘甘油三酯含量及养分传导。因此，可对孕妇及胎儿的葡萄糖平衡进行调节，控制新生儿体重，以防止不良临床结局的出现。