氧化对大豆蛋白结构、乳液稳定性及消化特性的影响

2019-07-26沈鹏辉樊诗堃赵谋明周非白

食品科学 2019年14期

沈鹏辉，樊诗堃，赵谋明，周非白*

（华南理工大学食品科学与工程学院，广东广州 510640）

大豆蛋白是一种优质的植物蛋白，其必需氨基酸组成完整，营养价值接近于动物蛋白。同时，因具有多种功能特性，大豆蛋白被广泛应用于食品工业中。然而在豆制品加工过程中，高活性脂肪氧合酶易催化多不饱和脂肪酸发生脂质过氧化反应，产生大量活性氧及次生氧化产物，可进一步诱导蛋白氧化[1]。氧化通过修饰氨基酸侧链可以改变蛋白的一级结构；而羰基、共价键的形成等会进一步改变蛋白构象，导致其二、三、四级结构的改变[2]。蛋白的结构与功能紧密相关，而氧化通常会伴随着蛋白质溶解性、保水性、凝胶性及乳化性等[3-5]功能特性的改变，从而影响蛋白的加工特性。生产实际中，油脂-蛋白共存现象使得蛋白氧化不可避免，鉴于脂质过氧化过程及产物的复杂性，明晰反应主要副产物对蛋白结构及功能特性的影响是相关工作开展的基础。

乳液是食品工业中最重要的食品体系之一，常见的如牛奶、乳饮料、酸奶、涂抹酱及乳化肉制品等均可归为蛋白稳定的乳液体系[6]。当今社会，高脂膳食导致人体能量摄入过剩，使得高血脂、肥胖等健康问题日益突出。因此，乳液中脂质的消化问题受到越来越多食品科技工作者的关注[7-9]。通常认为，乳液的结构和稳定性与其消化特性具有密切关系。作为常用乳液界面稳定剂，蛋白质结构的改变是影响蛋白基乳液结构及脂肪消化特性的直接因素。梁晗妮[10]利用不同浓度脲素作用于芸豆7S球蛋白，发现高浓度的脲素会使芸豆7S球蛋白的三聚体结构逐渐解离成单聚体，导致油水界面吸附蛋白浓度的减少和油滴絮凝程度的增加。Sarkar等[11]研究表明，通过控制界面蛋白的聚集可降低油脂的生物利用度，增加乳液胃排空时间，从而延缓脂质消化。前期研究表明，氧化可改变蛋白分子间的交联类型及交联程度，导致蛋白质分子结构及表面特性的变化，进而影响蛋白的界面行为及体相/界面蛋白的相互作用[12]。目前，关于氧化诱导的蛋白结构变化对乳液消化特性影响的研究仍然很有限。

本实验以丙二醛（malondialdehyde，MDA）为代表性次级油脂氧化产物作用于大豆分离蛋白（soy protein isolate，SPI），研究不同MDA浓度作用下蛋白结构（巯基、羰基、席夫碱、等电点和亚基组成）的变化。进一步以氧化蛋白制备水包油（O/W）型乳液并建立体外模拟脂质消化体系，研究乳液在消化过程中的稳定性及脂肪酸释放动力学。本研究拟从生物化学角度探究氧化对蛋白结构、乳液形成及乳液消化特性的影响及内在关联，为全面评估蛋白质氧化行为对营养健康的影响提供一定理论基础。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

冷冻脱脂豆粕山东禹王有限公司；金龙鱼玉米油市售；1,1,3,3-四甲氧基丙烷、牛血清蛋白（bovine serum albumin，BSA）、乙二胺四乙酸二钠美国Sigma-Aldrich公司；十二水合磷酸氢二钠、二水合磷酸二氢钠、盐酸、氢氧化钠、叠氮化钠、甲醇、乙酸广州精科化玻仪器公司；溴酚蓝、考马斯亮蓝R250、甘氨酸、十二烷基硫酸钠、巯基乙醇、甘油、丙烯酰胺、过硫酸铵、四甲基乙二胺美国Genview公司。

1.2 仪器与设备

SL2000A多功能粉碎机青岛纳丽雅厨具设备有限公司；EL 204/EL 3002电子天平瑞士梅特勒-托利多仪器有限公司；CR22N高速冷冻离心机日本日立公司；Sorvall Legend Micro 17微量离心机美国Thermo公司；WN7501V紫外-可见分光光度计上海佐科工业设备有限公司；pHS-3E pH计北京雷磁仪器有限公司；Mini-PROTEAN 3 Cell电泳仪美国Bio-Rad Laboratories公司；JB-1磁力搅拌器上海雷磁新泾仪器有限公司；Nano-ZS纳米粒度及Zeta电位分析仪、Mastersizer 2000粒度分布仪英国Malvern公司；THZ-82A恒温振荡器常州澳华仪器有限公司；C300化学发光分子成像系统美国Azure Biosysterms公司。

1.3 方法

1.3.1 SPI制备

将脱脂低温豆粕粉碎至粉末，过40 目筛，然后以1∶10的质量比加入蒸馏水分散，并用2 mol/L NaOH溶液调pH 8.0，在室温下搅拌2 h。然后纱布过滤，室温下以8 000×g离心20 min，收集上清液，用2 mol/L HCl溶液调节pH 4.5，4 ℃静置30 min后离心（8 000×g，20 min），收集沉淀，后用蒸馏水洗涤沉淀多次除去表面残留清蛋白。取出沉淀称量湿质量，加入湿质量7 倍的蒸馏水后缓慢搅拌，调节至pH 7.5，待样品溶解后透析48 h，期间每6 h换水一次。透析后冻干，所得分离蛋白于干燥低温的环境下保存备用，并以凯氏定氮法测定蛋白含量。

1.3.2 MDA储备液及氧化SPI的制备

1.3.2.1 MDA储备液的制备

通过水解1,1,3,3-四甲氧基丙烷配制MDA储备液，方法参照Wu Wei等[13]有所改进。MDA储备液经磷酸盐缓冲液（phosphate buffered saline，PBS，10 mmol/L，pH 7.0）稀释后在267 nm波长处测定吸光度，摩尔吸光系数为31 500 L（mol·cm）。

1.3.2.2 MDA氧化SPI的制备

将SPI分散于PBS配成质量分数4%的蛋白分散液，于室温下搅拌2 h，4 ℃水化过夜（12 h），离心（10 000×g，20 min，20 ℃）并收集上清液。添加不同浓度的MDA溶液作用于蛋白分散液，使MDA的终浓度分别为0、0.1、1、2.5、5、10 mmol/L，体系蛋白终质量浓度为30 mg/mL（含NaN30.5 mg/mL）。混合物室温（25 ℃）避光反应24 h后透析36 h（取透析液于267 nm比色以确定透析完全）获得不同氧化程度的蛋白，Lowry法测定蛋白浓度后冻干保存。

1.3.3 氧化SPI的结构表征

1.3.3.1 羰基含量的测定

参考Morzel等[14]的方法，采用DNPH比色法测定氧化SPI的羰基值，结果以nmol/mg表示。

1.3.3.2 巯基含量的测定

参考Morzel等[14]的方法，通过5,5’-二硫硝基苯甲酸衍生测定氧化SPI的巯基含量，结果以nmol/mg表示。

1.3.3.3 席夫碱荧光光谱扫描

将氧化SPI用PBS稀释至一定质量浓度（0.2 mg/mL）以进行席夫碱的内源荧光扫描。将激发波长设定为350 nm，记录400～600 nm的发光光谱。设定狭缝宽度为5 nm，以240 nm/min收集数据。记录峰值及峰值对应的波长。电压为500 mV。

1.3.3.4 氧化SPI等电点的测定

将冻干SPI分散于蒸馏水中（1 mg/mL），充分水化后单向调整样品pH 6.5～3.5，采用Nano-ZS纳米粒度及电位分析仪测定不同pH值条件下蛋白分散液Zeta电位，并以此判断氧化对SPI等电点的影响。

1.3.4 十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳

参照Flores等[15]的方法有所改进，并分别在还原及非还原情况下进行。其中还原性样品缓冲液组成为：60 mmol/L Tris-HCl缓冲液（pH 6.8）、2 g/100 mL十二烷基硫酸钠，25%甘油、14.4 mmol/L β-巯基乙醇、0.05 g/100 mL溴酚蓝；非还原性样品缓冲液不含β-巯基乙醇，其他组成与还原性样品一致。标准蛋白质Markers分子质量25～170 kDa。最终上样量为25 μg蛋白。凝胶电泳于恒流条件（25 mA）下进行，其中浓缩胶及分离胶分别为5%及12%。凝胶染色及脱色后于C300成像系统进行图片处理。

1.3.5 乳液制备

将氧化SPI分散于PBS配制成一定质量浓度的分散液，加入玉米油，使得体系蛋白质量浓度为0.5 g/100 mL，玉米油为10 g/100 mL。上述混合液经高速均质搅拌机预乳化（10 000×g，2 min）后，超声处理5 min（150 W、1 s脉冲，冰浴），即得新鲜制备的乳液。添加0.02% NaN3以防微生物作用。

1.3.6 乳液体外消化模型

参考Tokle[16]和Zeeb[17]等的方法进行乳液体外模拟胃肠道消化实验。

模拟胃部消化：取20 mL乳液和模拟胃液（含2 g/L NaCl，84 mmol/L HCl，3.2 g/L胃蛋白酶）1∶1混合，调pH 2.0，在120 r/min、37 ℃模拟胃部消化1 h。反应结束后调pH 7.0。

模拟肠道消化：取30 mL上述混合物与模拟肠液混合后进行模拟肠道消化（37 ℃、120 r/min），终体系含10 mmol/L CaCl2、150 mmol/L NaCl、10 mg/mL胆盐、1.6 mg/mL胰脂肪酶。在此消化的2 h内，采用pH-Stat法，通过不断加入0.1 mol/L NaOH维持体系pH 7.0，记录反应时间及NaOH消耗量。通过消耗的NaOH量可计算乳液体系中游离脂肪酸释放率，公式如下：

式中：V（NaOH）为中和所产生的游离脂肪酸所需的氢氧化钠的体积/mL；m（NaOH）为氢氧化钠溶液浓度（0.1 mol/L）；WLipid为初始脂质的总质量（1.5 g）；MLipid为玉米油的摩尔质量（800 g/mol）。

1.3.7 乳液的结构表征

1.3.7.1 乳液粒径的测定

采用Mastersizer 2000粒度分布仪测定乳液油滴的粒径大小。参数设置：颗粒折射率为1.473；颗粒吸收率为0.002；分散剂为水；分散剂折射率为1.330。采用d[3,2]表面积平均直径表征油滴粒度的平均大小：

式中：ni和di分别为液滴数及液滴直径/μm。每组测3 个平行数据。

1.3.7.2 乳液界面蛋白含量测定

取1 mL乳液以室温10 000×g离心60 min，得到上下两层，其中上层为乳析层，下层为乳清层。用带针头的注射器将下清层取出，并过0.22 μm的滤膜，滤液采用Lowry法以BSA作标准曲线测定滤液中蛋白质含量。界面蛋白质量分数的计算公式如下：

式中：Cs为用于乳液制备的初始蛋白分散液质量浓度/（mg/mL）；Cf为滤液中蛋白质质量浓度/（mg/mL）。

1.3.7.3 非界面蛋白组成

取1.3.7.2节得到的下清层，分别添加还原/非还原的电泳样品缓冲液使所得样品的蛋白质量浓度为2 mg/mL，样品充分振荡并过夜。十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳实验参考1.3.4节。

1.3.7.4 乳液电势分析

将乳液用PBS稀释100 倍后，采用Nano-ZS纳米粒度及电位分析仪测定不同pH值条件下蛋白分散液的Zeta电位，每组测3 个平行数据。

1.4 数据统计分析

每个实验重复3 次，以 ±s表示最终实验结果。采用SPSS 11.5（SPSS Inc.，Chicago，IL，USA）统计分析软件进行单因素方差分析，通过Studente Newmane Keuls（S-N-K）测试用以比较3 组实验均值在5%水平上是否有显著性差异。采用Origin 8.0软件作图。

2 结果与分析

2.1 MDA氧化对蛋白结构的影响

MDA可导致蛋白质产生广泛性的氧化，形成蛋白质羰基衍生物和共价交联物[14]。由表1可知，在较低浓度的MDA（0～2.5 mmol/L）作用下，羰基含量与MDA浓度基本呈线性变化关系，说明MDA中的一个活性羰基以1∶1加成方式与蛋白质的伯胺反应形成烯胺，这与Burcham等[18]的研究结果一致。而随着MDA浓度的进一步增加（5～10 mmol/L），羰基的增长速率明显降低，可能是由于蛋白在MDA作用下与Cys、His和Lys残基的NH或NH2基团，特别是与Lys残基的ε-氨基反应形成席夫碱而产生蛋白-蛋白交联[19]，通过形成蛋白聚集体而包埋了亲核侧链。

表1 氧化对蛋白结构和等电点的影响Table 1 Effects of oxidation on protein structure and isoelectric point

如表1所示，较低浓度MDA（0～2.5 mmol/L）对SPI巯基含量的影响整体较小（P＞0.05），其中1 mmol/L浓度MDA作用可轻微提高SPI的游离巯基含量，可能与低氧化刺激下蛋白结构的展开有关。而高浓度MDA（5～10 mmol/L）作用下，巯基含量显著下降至1.8 nmol/mg（P＜0.05），损失率约32%。蛋白氧化过程中巯基会发生一系列复杂的反应，出现一定程度的损耗并形成各种氧化产物，如次磺酸、亚磺酸和二硫化物等，因而蛋白氨基酸侧链在MDA作用下可因形成二硫键主导的共价交联而导致巯基损失。结合羰基含量的变化结果可知，巯基的损失伴随着羰基的生成，表明油脂氧化产物MDA氧化攻击的广泛性。

此外，随着MDA浓度的增加，SPI的席夫碱荧光强度明显加强，并在0.1～5 mmol/L MDA浓度下呈线性增长（y=683.48x+113.58，R2=0.996），表明席夫碱含量的增加。MDA是包含两个反应性羰基官能团的分子，这些基团易与蛋白质的游离氨基反应形成席夫碱，使分子间发生强交联；同时，席夫碱荧光光谱峰值处的吸收波长随MDA作用浓度的增加而发生轻微红移，表明蛋白所处疏水环境发生变化，可能与氧化诱导的蛋白交联/聚集相关。

由表1可知，低浓度MDA（0～1 mmol/L）对蛋白等电点的影响较小，而在较高MDA浓度（2.5～10 mmol/L）作用下，SPI的等电点向低pH值偏移，可能与MDA作用下带电荷氨基酸的氧化损失（NH或NH2基团受到氧化形成席夫碱，导致带正电荷基团的损失[20]）或因蛋白结构聚集而导致的内卷有关[21]。

2.2 MDA氧化对蛋白亚基组成的影响

图1 经不同浓度MDA作用后SPI的凝胶电泳图Fig. 1 SDS-PAGE patterns of SPI upon treatment with MDA at different concentrations

SPI主要由β-伴大豆球蛋白（7S）和大豆球蛋白（11S）组成[22]。7S是三聚体糖蛋白，分子质量为150～200 kDa。组成7S的主要亚基分别为α（分子质量约为68 kD）、α’（分子质量约为72 kD）、β（分子质量约为52 kD），这3 个亚基通过疏水相互作用形成三聚体。11S是一种六聚体蛋白，不含糖基，分子质量为300～380 kDa。11S由5 个亚基组成，每个亚基均由一条酸性肽链（A亚基，分子质量约为35 kDa）和一条碱性肽链（B亚基，分子质量约为20 kDa）通过一个二硫键连接而成。

由图1可知，在非还原条件下，随着MDA浓度的升高，170 kDa（β-伴大豆球蛋白7S，αβ2）、57 kDa（大豆球蛋白11S的AB亚基）及30 kDa（大豆球蛋白11S的A5B3亚基）的条带浓度逐渐降低。同时，高分子质量聚集体在凝胶顶端的积聚逐渐加深，表明蛋白受氧化而产生聚集，且聚集程度随着蛋白氧化的加深而不断增加。进一步分析在还原条件下SPI的电泳图，研究发现大部分分离胶顶端的聚集体在β-巯基乙醇作用下消失，表明聚集/交联的形成很大程度上由二硫键或类似机制诱导。同时，聚集的11S组分解离形成的A、B亚基条带在β-巯基乙醇作用下逐渐恢复，且与空白样品相比并无明显差异，表明在MDA作用下11S组分间主要形成由二硫键主导的共聚物；然而，针对7S组分，其解离形成的α’、α和β亚基条带仅得到部分恢复，表明MDA可诱导7S组分同时形成二硫键和非二硫键诱导的聚集。此外，分离胶顶部高分子质量区的弥散条带强度仍随着MDA浓度的升高而加深，表明高浓度MDA作用下非二硫键主导的聚集的增加。Huang Youru[23]及Wu Wei[24]等的研究也发现油脂氧化产物作用于SPI可导致非二硫键诱导的聚集产生，其中Huang Youru等[23]表明亚油酸氧化可通过增强蛋白分子间的疏水相互作用、氢键或静电作用等非共价键增强蛋白聚集；而Wu Wei等[24]认为这种聚集是由非二硫键的共价键引起的。结合羰基和席夫碱的结果（表1），MDA作用下非二硫键诱导的蛋白交联很可能与形成的席夫碱有关。

2.3 MDA氧化蛋白对乳液结构的影响

2.3.1 乳化活性及乳液表面电势

图2 MDA氧化蛋白对乳液粒径分布（A）和Zeta电位（B）的影响Fig. 2 Effect of MDA-induced protein oxidation on particle size distribution (A) and zeta-potential (B) of emulsion

乳液粒径大小可反映乳化剂的乳化活性[25]。由图2A可知，经MDA氧化处理的SPI制备的乳液粒径分布差距不大，均呈现单峰分布；同时随着MDA浓度的升高，各氧化样品制备的乳液其粒径亦无显著差异，结果表明氧化对蛋白乳化活性影响不大。

由蛋白稳定的乳液油滴间的静电排斥力与相互吸引力很大程度上由蛋白结构决定，并与乳液稳定性密切相关。油滴表面的电荷量决定了油滴间的排斥力大小，可通过测量表面电势反映。MDA氧化蛋白对乳液Zeta电位的影响如图2B所示。由于乳液pH值高于蛋白等电点，所有乳液的Zeta电位均为负值。随着MDA浓度的升高，蛋白乳液Zeta电位均呈现下降趋势（绝对值升高），可能与氧化导致的蛋白结构变化及其等电点的改变相关（表1）。尤其是高浓度MDA（5～10 mmol/L）处理后，蛋白乳液的Zeta电位显著下降（P＜0.05），与SPI的等电点在高浓度MDA作用下向低pH值偏移一致。

2.3.2 界面蛋白含量分析

图3 MDA氧化蛋白对乳液界面蛋白含量的影响Fig. 3 Effect of MDA-induced protein oxidation on protein content at emuision interface

由图3可知，未氧化处理的SPI制备的乳液其界面蛋白质量分数约为43%，而较低浓度MDA（0.1 mmol/L）处理SPI即可显著降低其在界面上的吸附（-11.6%，P＜0.05），可能与MDA诱导下蛋白聚集体的形成有关。已有研究表明，蛋白聚集体的形成可能通过位阻效应降低其在界面的吸附[26]，而氧化作用下增强的蛋白分子带电性一定程度上可增加其移动速率。随着MDA氧化浓度的进一步增加，界面蛋白含量变化平缓，虽整体上有降低趋势但各氧化浓度之间无显著差异（P＞0.05）。

2.3.3 MDA氧化蛋白对乳液非界面蛋白组成的影响

图4 SPI经不同浓度MDA作用后乳液非界面蛋白组成的凝胶电泳图Fig. 4 SDS-PAGE pattern of SPI after treatment with MDA at different concentrations

比较氧化蛋白与乳液非界面蛋白的组分差异研究氧化蛋白对乳液界面组成的影响，由图4可知，在非还原条件下，乳液非界面蛋白组成与氧化SPI组成（图1）相似，但170 kDa组分条带在2.5～10 mmol/L MDA作用下消失不见，同时α’和α亚基在5～10 mmol/L MDA作用下也消失不见，说明在较高的氧化程度下，SPI的7S组分以及其α’和α亚基具有较好的吸附到乳液界面的能力；同时在还原条件下，和氧化SPI还原条件下的电泳图相比，α’、α及β亚基恢复程度变小，其中α’较α及β更易受MDA影响，而且在MDA浓度为10 mmol/L时，α’亚基条带消失，说明此时α’亚基全部吸附到了乳液界面上。上述结果表明，各浓度MDA处理SPI对乳液界面蛋白组分影响较大，在经高浓度MDA氧化后更多7S组分以聚集状态参与了界面蛋白组成，其中以α’组分吸附到乳液界面的能力最强。

2.4 MDA氧化蛋白对乳液消化特性的影响

2.4.1 乳液消化动力学

图5 乳液消化动力学曲线Fig. 5 Digestion kinetic curve of emulsions stabilized by oxidized SPI

通过比较游离脂肪酸释放速率及程度可以分析乳液的脂质消化特性。由图5可知，未经MDA氧化的SPI制备的乳液经消化后释放的游离脂肪酸程度最高，释放率约为34.8%。经0.1 mmol/L MDA处理的SPI制备的乳液释放率显著降低（P＜0.05），但在0.1～2.5 mmol/L区间内并无显著变化（P＞0.05）。随着MDA浓度的进一步升高，游离脂肪酸释放率明显降低并在10 mmol/L达到最低（约27%）。大量的研究表明，胃肠道中的脂肪酶必须吸附至乳滴表面才可展开并暴露其作用位点，进而与油脂接触启动水解过程。因而蛋白结构的改变可通过改变乳液结构，影响界面蛋白吸附层与脂肪酶的交互作用，进而改变油脂的消化进程[27-28]。已有研究表明，7S组分可以形成高黏弹性的界面膜[29]，从而阻止或减缓脂肪酶与油脂的接触。MDA诱导的氧化作用下，7S组分间可形成以二硫键及席夫碱共诱导的强共价交联，结合乳液非界面蛋白十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳分析结果，随着MDA浓度的升高，更多聚集状态的7S组分参与界面组成，可增强界面刚性及致密性，一定程度上可减缓脂肪酶与油脂的接触，进而降低乳液脂质释放率。

已有研究表明，胆盐是脂质消化中的关键性物质，它通过替代界面的表面活性物质促进脂肪酶和乳液界面层的结合，从而加快脂质的消化[30]。研究进一步对所获得的消化动力学曲线进行非线性拟合，以期通过对拟合曲线求导获得各时间点的消化速率。由于脂质的初始消化速率在很大程度上可以影响消化进程，本实验主要探究蛋白结构变化对乳液消化初始速率的改变。实验发现上述所有蛋白乳液的消化曲线经拟合均符合下列方程：

式中：y为游离脂肪酸释放率；x为时间；a、b、c均为拟合参数。对上述方程求导，其x=0点处的值即为乳液消化的起始速率，各MDA浓度作用SPI后制备的乳液的消化起始速率如图6所示。乳液的起始消化速率随着MDA浓度的升高而降低，并在0～10 mmol/L内符合指数递减方程（2.5 mmol/L MDA之后变化趋于平稳）：

结果表明乳液界面上的蛋白交联/聚集体减弱了胆盐在脂质消化中的作用，使得脂质的初始消化速率降低。Maldonado-Valderrama等[31]研究发现高黏弹性的界面膜能够阻碍胆盐的替换行为。故MDA浓度的升高引起更多聚集状态的7S组分参与界面组成，使得界面黏弹性增加，进而阻碍胆盐的替换行为，降低脂质的初始消化速率。

图6 MDA氧化蛋白对乳液初始消化速率的影响Fig. 6 Effect of MDA-induced protein oxidation on the initial digestion rate of emulsion

综上结果表明，MDA氧化蛋白会改变蛋白的结构，进而改变乳液界面蛋白结构及组分，氧化诱导的蛋白交联/聚集可延缓或降低胆盐在界面的替代，进而减缓乳液消化并降低乳液脂质释放率。

2.4.2 乳液消化稳定性

图7 MDA氧化蛋白对乳液消化稳定性的影响Fig. 7 Effect of MDA-induced protein oxidation on the digestion stability of emulsion

由图7可知，与未消化样品相比（图2A），经体外胃消化后，乳液的粒径基本不变（图7a）。Bellesi等[32]研究发现，SPI在油水界面不易被胃蛋白酶水解，并且在模拟胃消化结束后乳液界面结构没有发生明显变化。经小肠消化后，乳液的粒径分布逐渐呈多峰分散状态（图7b）。乳液的消化主要在小肠中进行，此阶段发生的一系列复杂的变化，比如胆盐吸附到界面、胆盐和界面膜的相互作用、胰脂酶的吸附和脂质水解、界面电势的改变、消化产物的积累等，导致乳液状态产生较大变化[32]。粒径分布随着MDA浓度的提高不断右移，平均粒径不断增加，表明油滴在消化过程发生了一定程度的聚结。可能是由于消化过程油滴的聚结导致比表面积变小，使得与脂肪酶接触的表面积变小，进而一定程度上降低了乳液脂质释放率。