肩袖损伤动物模型及其修复效果影响因素

李嘉，徐丛，顾建民，常乾坤，戴海峰

(承德医学院附属医院，河北承德067000)

肩袖损伤动物模型及其修复效果影响因素

李嘉，徐丛，顾建民，常乾坤，戴海峰

(承德医学院附属医院，河北承德067000)

肩袖损伤是造成肩关节功能下降、疼痛的一种常见疾病，肩袖撕裂严重影响肩关节的外展功能。目前，各种动物模型和修复方法用于肩袖损伤领域的研究。动物模型主要包括大鼠、兔、犬、羊以及灵长类动物，其在肩袖损伤修复的研究中具有不可代替的作用，但是至今没有一种动物模型能够完全模拟人类肩关节的活动特征。为了提高肩袖修补术的手术成功率，大量的动物模型被广泛用于肩袖撕裂后治疗方法的改进，包括术中肩袖撕裂缝合方式、肩袖撕裂固定方式，以及成体干细胞、生长因子、富血小板血浆等促进受损肩袖组织愈合的生物材料和生物因子，为临床上提高肩袖损伤治愈率提供可靠保证。

肩袖损伤；动物模型；腱-骨愈合

肩袖撕裂是最常见的肩关节损伤，是导致肩关节疼痛、功能减弱的主要原因。近年来对肩袖损伤修复的理论、动物实验及临床研究日益深入，尤其是实验研究发展迅速。动物模型被广泛应用于肩袖损伤领域的研究，不仅有助于深入了解肩袖损伤的病理过程及肩关节的生物力学变化，同时还能确保新的治疗技术应用于人体之前的安全性和有效性。本文对肩袖损伤动物模型的应用及其修复效果影响因素作一综述。

1 肩袖损伤的常用动物模型及特点

动物模型被广泛应用于肩袖损伤和修复的研究中，其中包括大鼠、兔、犬、羊以及灵长类动物模型[1～5]。在体试验往往受制于观察方法、试验手段等，而动物模型可提供一致性和可重复性损伤,可对肩袖撕裂的病理过程进行完整研究，亦可进行侵入性治疗效果的观察。肩关节解剖特点不同，每种模型都有各自的优缺点。无论使用何种动物模型模仿人类肩袖损伤，都应具备以下特点：①损伤肌腱具有自发性愈合或瘢痕形成能力；②损伤后关节液发生相应改变；③肌腱的大小允许使用人体相关的修复技术；④能进行可控性术后康复锻炼。

1.1 大鼠肩袖损伤模型 大鼠冈上肌相对发达，肩关节的喙突、锁骨、肩峰和骨性结构的连接韧带共同组成拱形结构，冈上肌走形其下，肩关节解剖结构被认为与人类最为相似[6]。且大鼠肩关节外展活动度大，可达到50°。大鼠动物模型常用于肩袖撕裂(尤其是冈上肌)损伤机制的研究，还可观察肩袖急性撕裂后的腱-骨愈合以及术后活动对肩袖损伤后修复的影响等[7]。但大鼠体型较小，手术操作难度大，不适用于采用人类相似技术修复肩袖损伤效果的观察研究；其肌肉体积较小，缺乏必要的脂肪浸润积累，在肩袖慢性损伤中的病理机制与人类相差较大[8]。

1.2 兔肩袖损伤模型 兔的肩胛下肌与人类有类似的解剖学和生物力学特性，特别适用于研究肩袖损伤后的肌肉变化(肌肉萎缩、脂肪浸润等)[9]，还常用来观察各种生长因子、组织工程学材料对肩袖损伤的治疗效果[10, 11]。此外，兔的肩袖肌腱包括与人类相似的肌腱到骨的移行区域，可用于腱-骨愈合的研究。需要注意的是，兔的肩峰是相对发育不全的结构，其下走形的是冈下、小圆肌腱而非冈上肌腱。

1.3 大型动物肩袖损伤模型 与灵长类动物或小型四足动物肩胛下肌占主导作用不同，蹄类四足动物(猪、牛、羊等)冈下肌在肩袖活动中占主导作用，主要与此类动物前肢需承受更大的负重、下肢站立时力线更直、肩关节活动范围相对较小有关。羊的冈下肌形状、大小与人类相似，并且都存在微脉管系统，是研究肩袖撕裂病理过程的良好模型，尤其适用于观察慢性肩袖撕裂的病理变化[4]。犬模型的优点在于肩袖损伤修复后康复计划的可重复性和准确性，例如犬能够进行肩关节功能固定及跑步机上长时间的运动，可以研究肌肉萎缩、脂肪积累对肩袖损伤的影响。犬模型的局限性在于冈下肌及其肌腱是相对独立的关节外结构，走形于肩关节囊外表面，肌腱的撕裂多不累及关节囊的破坏。此外，与人类相比，犬模型肩关节的稳定性主要依赖于关节囊和盂肱韧带，犬的肩胛骨没有喙突结构及相应的喙肩韧带，不能完全覆盖肩袖结构[12, 13]。因此，犬模型不适合于外在因素对肩袖疾病影响的研究。此外，犬、羊、牛等动物体型较大，手术后会立即使用前肢，这种站立负重会增加肩袖损伤修复失败的概率；并且他们生长发育周期较长，围手术期饲养与管理成本较高，难以进行大样本的研究。

2 影响肩袖损伤动物模型修复效果的因素

肩袖撕裂大多不能够自发愈合，而且随着时间的推移，撕裂面积可能会逐渐增大，肩袖损伤兔模型术后3周未发现可以自愈的证据；而在小鼠模型中，术后12周肌腱周围未见明显瘢痕组织形成[14]。因此，肩袖撕裂后往往需要手术修复。尽管随着肩关节镜技术的发展，医师操作水平的提高，以及肩袖修复方法、康复计划的丰富，肩袖修复术后失败率和再撕裂率仍高达76%～94%[15]。

2.1 肩袖撕裂缝合方式 目前认为，肩袖撕裂缝合方式是影响接触面积和最大负载应力的主要因素，缝合固定方式的改进是肩袖手术的研究热点。临床上常见的关节镜下肩袖撕裂缝合固定方法包括单排缝合、双排缝合、缝合桥技术。对于羊急性肩袖撕裂模型，Baums等[16]分别使用单排和双排缝合技术进行修复，并进行了生物力学和MRI影像学评价，结果显示在术后6周和12周时单排固定较双排固定有较高的失败率，而在术后26周MRI影像学检查显示两组无明显差异；说明双排固定技术能提供更大的力学强度，并提高早期腱-骨愈合的速度。Quigley等[17]评估了不同缝合方式对21只兔慢性肩袖撕裂模型术后稳定性的影响，结果表明缝合桥技术与单排、双排缝合相比，其最大伸缩负荷、能量吸收率、极限负荷均有显著提高；该研究认为对于慢性肩袖撕裂而言，缝合桥技术生物力学特性最好，单排固定技术最差。在常用缝合方式的基础之上，不少学者为了取得最佳腱-骨愈合效果，对其进行了改进性研究。Ostrander等[18]对18例绵羊的冈下肌撕裂模型分别使用双排、标准缝合桥和改进的三排缝合桥技术进行修复，结果发现改进的三排缝合桥技术可以明显增加肩袖修复后“足印区”接触面积和接触压力，提高肩袖修复后愈合率。了解不同缝合方式的固定强度有助于临床医师提高手术成功率。Anderl等[19]采用牛肩关节模型评估了7种不同缝合技术的初始固定强度，结果发现使用Speed Bridge (SpB)技术的初始修复强度明显优于其他缝合技术。

2.2 肩袖撕裂固定方式 肩袖手术的效果不仅与腱-骨接触面积及接触压力有关，也与缝线和固定锚钉的数量、固定力量及局部组织的处理密切相关。Jost等[20]对增加缝线数量是否可以提高肩袖修复模型的生物力学特性进行了分析，该研究分别采用2、4、6列单排褥式缝合技术和4列双排褥式缝合技术，结果发现其极限应力负荷分别为274、362、572、386 N；同时随着缝线数量的增加，其缝合间隙相应减小，缝线数量不变时单排和双排固定技术无生物力学差异。Ficklscherer等[21]研究证实，与未治疗组相比，在肩袖损伤动物模型修复术中使用射频消融技术处理“足印区”有更差的生物力学特性和组织表现。

2.3 其他 肩袖修复术后腱-骨界面不愈合是临床面临的一个挑战性问题，随着现代组织工程学和生物技术的发展，新的修复技术和材料为解决这一问题提供了思路和方法。得益于肩袖损伤动物模型的研究，许多促进受损肩袖组织愈合的生物材料和生物因子得以开发、测试并应用于临床，主要包括成体干细胞、生长因子、富血小板血浆、骨形态蛋白及肩袖补片等。

成体干细胞包括骨髓间充质干细胞(BMSCs)、肌腱源性干细胞、骨膜源性干细等，其中应用最多的是BMSCs。BMSCs来源于中胚层，具有多向分化能力，可分化为肌腱、软骨、韧带等，具有促腱-骨愈合的效果。Kida等[22]在术中使用骨髓干细胞加强修复大鼠冈上肌急性撕裂，结果显示术后腱-骨界面的最大失效力、纤维细胞形态均明显优于对照组。骨形态蛋白和富血小板血浆也是近年来研究热点，多数研究认为骨形态蛋白可以提高胶原蛋白活性，增加肩袖腱骨界面的抗拉强度，从而促进损伤肩袖的腱-骨愈合。而富血小板血浆可以减轻肩袖修复术后炎症反应，改善肌腱厚度和连续性，增加腱-骨愈合的生物力学强度。肩袖补片主要起到生物支架作用，三维微孔结构有助于细胞黏附，诱导细胞增殖，促进肩袖组织快速愈合。Ide等[23]对急性巨大肩袖撕裂小鼠采用脱细胞支架修复，结果显示观察组在组织学及生物力学测试上均优于对照组。

虽然上述生物材料和技术均有助于肩袖损伤后腱-骨愈合，但对其效果尚无统一定论。Lamplot等[24]研究表明，与富血小板血浆相比，骨形态发生蛋白13能更有效地促进腱-骨愈合，有更好的生物力学特性。而Chung等[25]将80只肩袖撕裂家兔随机分为4组(单纯修复组、修复+富血小板血浆组、修复+猪真皮胶原膜组、修复+富血小板血浆+猪真皮胶原膜组)，并进行组织学和力学测试，发现富血小板血浆能够促进慢性肩袖撕裂模型的腱-骨愈合，而肩袖补片的修复效果甚微。

综上所述，肩袖损伤修复仍然是临床上的一个难题，虽然至今没有一种动物模型能够完全模拟人类肩关节的活动特征，但其在人类肩袖损伤修复的研究中仍具有不可代替的作用。随着各种理论、修复技术、组织工程学材料的不断更新，动物模型能够进一步验证其作用效果，为临床上提高肩袖损伤的治疗效果提供依据。

[1] Quigley RJ, Gupta A, Oh JH, et al. Biomechanical comparison of single-row, double-row,and transosseous-equivalent repair techniques after healing in an animal rotator cuff tear model[J]. J Orthop Res, 2013,31(8):1254-1260.

[2] Baums MH, Spahn G, Buchhorn GH, et al. Biomechanical and magnetic resonance imaging evaluation of a single- and double-row rotator cuff repair in an in vivo sheep model[J]. Arthroscopy, 2012,28(6):769-777.

[3] Bey MJ, Kline SK, Baker AR, et al. Estimation of dynamic,in vivo soft-tissue deformation: experimental technique and application in a canine model of tendon injury and repair[J]. J Orthop Res, 2011,29(6):822-827.

[4] Hee CK, Dines JS, Dines DM, et al. Augmentation of a rotator cuff suture repair using rhPDGF-BB and a type Ⅰ bovine collagen matrix in an ovine model[J]. Am J Sports Med, 2011,39(8):1630-1639.

[5] Beason DP, Hsu JE, Marshall SM, et al. Hypercholesterolemia increases supraspinatus tendon stiffness and elastic modulus across multiple species[J]. J Shoulder Elbow Surg, 2013,22(5):681-686.

[6] Soslowsky LJ, Thomopoulos S, Esmail A, et al. Rotator cuff tendinosis in an animal model: role of extrinsic and overuse factors[J]. Ann Biomed Eng, 2002,30(8):1057-1063.

[7] Reuther KE, Thomas SJ, Sarver JJ, et al. Effect of return to overuse activity following an isolated supraspinatus tendon tear on adjacent intact tendons and glenoid cartilage in a rat model[J]. J Orthop Res, 2013,31(5):710-715.

[8] Barton ER, Gimbel JA, Williams GR, et al. Rat supraspinatus muscle atrophy after tendon detachment[J]. J Orthop Res, 2005,23(2):259-265.

[9] Kumagai J, Sarkar K, Uhthoff HK. The collagen types in the attachment zone of rotator cuff tendons in the elderly: an immunohistochemical study[J]. J Rheumatol, 1994,21(11):2096-2100.

[10] Xu H, Sandor M, Qi S, et al. Implantation of a porcine acellular dermal graft in a primate model of rotator cuff repair[J]. J Shoulder Elbow Surg, 2012,21(5):580-588.

[11] Beck J, Evans D, Tonino PM, et al. The biomechanical and histologic effects of platelet-rich plasma on rat rotator cuff repairs[J]. Am J Sports Med, 2012,40(9):2037-2044.

[12] Sidaway BK, McLaughlin RM, Elder SH, et al. Role of the tendons of the biceps brachii and infraspinatus muscles and the medial glenohumeral ligament in the maintenance of passive shoulder joint stability in dogs[J]. Am J Vet Res, 2004,65(9):1216-1222.

[13] Derwin KA, Baker AR, Codsi MJ, et al. Assessment of the canine model of rotator cuff injury and repair[J]. J Shoulder Elbow Surg, 2007,16(5 Suppl):140-148.

[14] Hirose K, Kondo S, Choi HR, et al. Spontaneous healing process of a supraspinatus tendon tear in rabbits[J]. Arch Orthop Trauma Surg, 2004,124(6):374-377.

[15] Bishop J, Klepps S, Lo IK, et al. Cuff integrity after arthroscopic versus open rotator cuff repair: a prospective study[J]. J Shoulder Elbow Surg, 2006,15(3):290-299.

[16] Baums MH, Spahn G, Buchhorn GH, et al. Biomechanical and magnetic resonance imaging evaluation of a single- and double-row rotator cuff repair in an in vivo sheep model[J]. Arthroscopy, 2012,28(6):769-777.

[17] Quigley RJ, Gupta A, Oh JH, et al. Biomechanical comparison of single-row, double-row,and transosseous-equivalent repair techniques after healing in an animal rotator cuff tear model[J]. J Orthop Res, 2013,31(8):1254-1260.

[18] Ostrander RV, McKinney BI. Evaluation of footprint contact area and pressure using a triple-row modification of the suture-bridge technique for rotator cuff repair[J]. J Shoulder Elbow Surg, 2012,21(10):1406-1412.

[19] Anderl W, Heuberer PR, Laky B, et al. Superiority of bridging techniques with medial fixation on initial strength[J]. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc, 2012,20(12):2559-2566.

[20] Jost PW, Khair MM, Chen DX, et al. Suture number determines strength of rotator cuff repair[J]. J Bone Joint Surg Am, 2012,94(14):e100.

[21] Ficklscherer A, Loitsch T, Serr M, et al. Does footprint preparation influence tendon-to-bone healing after rotator cuff repair in an animal model[J]. Arthroscopy, 2014,30(2):188-194.

[22] Kida Y, Morihara T, Matsuda K, et al. Bone marrow-derived cells from the footprint infiltrate into the repaired rotator cuff[J]. J Shoulder Elbow Surg, 2013,22(2):197-205.

[23] Ide J, Kikukawa K, Hirose J, et al. Reconstruction of large rotator-cuff tears with acellular dermal matrix grafts in rats[J]. J Shoulder Elbow Surg,2009,18(2):288-295.

[24] Lamplot JD, Angeline M, Angeles J, et al. Distinct effects of platelet-rich plasma and BMP13 on rotator cuff tendon injury healing in a rat model[J]. Am J Sports Med, 2014,42(12):2877-2887.

[25] Chung SW, Song BW, Kim YH, et al. Effect of platelet-rich plasma and porcine dermal collagen graft augmentation for rotator cuff healing in a rabbit model[J]. Am J Sports Med, 2013,41(12):2909-2918.

10.3969/j.issn.1002-266X.2016.16.038

R686.1

A

1002-266X(2016)16-0098-03

2015-11-09)