巨噬细胞在炎症性肠病中作用的研究进展

王　跃　王志斌　李　玲　张立超

200071　上海中医药大学附属市中医医院(王跃，张立超)；200433　上海，第二军医大学药学院药理教研室(王志斌，李玲)



·综述·

巨噬细胞在炎症性肠病中作用的研究进展

王跃王志斌李玲张立超

200071上海中医药大学附属市中医医院(王跃，张立超)；200433上海，第二军医大学药学院药理教研室(王志斌，李玲)

摘要：炎症性肠病(IBD)是一种病因不明的慢性非特异性肠道炎性疾病，由巨噬细胞介导的炎性反应在IBD的发展过程中起着关键作用。研究发现，在IBD患者的肠道炎性反应中，巨噬细胞的数量明显增加，并且可释放白细胞介素-1(IL-1)、IL-6、IL-18、转化生长因子-β(TGF-β)和肿瘤坏死因子-α(TNF-α)等多种生物活性物质，在IBD的发生发展中起重要作用。因此，了解巨噬细胞释放的细胞因子和化学介质在IBD中的关键作用，可以为治疗IBD开拓新的方法。

关键词：炎症性肠病；克罗恩病；溃疡性结肠炎；巨噬细胞；炎性介质

炎症性肠病(IBD)是一类病因不明的、反复发作的慢性肠道疾病，主要包括克罗恩病(CD)和溃疡性结肠炎(UC)。近年来，IBD的发病率在全球呈升高趋势，其发病与遗传、环境、微生物、免疫等因素有关[1]，其中免疫异常在IBD发病机制中的作用引起了学者们的广泛关注。巨噬细胞是一种免疫细胞，越来越多的研究表明巨噬细胞参与了IBD的发生发展，并且在活动性IBD的肠道黏膜中，巨噬细胞的数量明显增加。此外，巨噬细胞还可分泌大量的细胞因子及生物活性物质，参与炎性反应。本文就巨噬细胞在IBD发病中的作用作一简要综述。

1巨噬细胞的生物学基础

1.1巨噬细胞的起源与形态学特征

在1983年，Golder等[2]成功分离并培养了人类肠黏膜巨噬细胞，这为研究巨噬细胞在IBD中的作用提供了可能。肠黏膜巨噬细胞是由来自外周血的单核细胞移行至肠黏膜组织，并在单核细胞集落刺激因子等的作用下发育为成熟的巨噬细胞，是参与肠道免疫屏障的重要的炎性效应细胞。位于人结肠黏膜固有层的巨噬细胞大部分集中在上皮下区域，此处的巨噬细胞体积大，呈圆形。而黏膜固有层深部的巨噬细胞较小，形状不规则。与结肠相比较，小肠黏膜固有层的巨噬细胞体积稍小，呈椭圆或不规则形。

1.2巨噬细胞的分布

骨髓中髓样干细胞在单核细胞集落刺激因子及单核细胞生长因子等的刺激下发育成前单核细胞[3-4]，然后前单核细胞在单核细胞诱生因子的刺激下，发展成单核细胞，随血流不断移行入肝、肺、脾、淋巴结及全身结缔组织中，分化为成熟的巨噬细胞。巨噬细胞在不同组织中有不同的名称，如肝脏中的库普弗细胞、肺脏中的尘细胞、皮肤中的郎格汉斯细胞、骨组织中的破骨细胞、脾和淋巴结中的固定和游走巨噬细胞等[5]。大部分在肠黏膜定居的巨噬细胞主要位于上皮下的黏膜固有层和集合淋巴小结、肌层外，因此肠巨噬细胞可作为消除从肠腔渗透进来的微生物的第一道防线。

肠巨噬细胞表达多种经典的表面标志物，如巨噬唾液酸蛋白CD68、F4/80、CD11b和CDF-1(M-CSF)受体(CSF-1R/CD115)[6]。随着对肠道黏膜免疫系统研究的不断深入，肠巨噬细胞的经典标志物已不能很好地将巨噬细胞和其他细胞相区分，如在正常状态下，肠黏膜部位存在大量CD11b+F4/80嗜酸性粒细胞。CD11c被认为是树突状细胞(DC)的特异性标志物，但肠道巨噬细胞表达大量的CD11c。因此，亟待发现新的肠道巨噬细胞特异性表面标志物。

2巨噬细胞与IBD

越来越多的研究发现巨噬细胞在IBD的发生发展中起着重要作用。肠道巨噬细胞直接接触大量的细菌和抗原刺激物，作为机体免疫防御的第一道防线，这些巨噬细胞可以调节病原体感染后引起的炎性反应，保护黏膜免受病原体的侵害，清理机体损伤处组织和细胞的坏死碎片[7]。1994年，Rugtveit等[8]选取CD、UC患者和健康对照者的肠黏膜标本，采用CD68标记巨噬细胞进行免疫荧光染色，发现与健康对照者相比较，炎性黏膜组织上巨噬细胞的数量增加，认为这可能是由于外周的巨噬细胞迁移至此形成的，是对黏膜防御的一种非特异性反应。Watanabe等[9]采用微球或脂质体包埋化学药物的方法，可以选择性地使肠道内局部的巨噬细胞缺失，这些药物通过直肠注入易自发性形成UC的小鼠体内后发现，与没有注射药物的小鼠相比较，其结肠局部巨噬细胞数量减少，并且可抑制UC的形成。以上结果表明，结肠局部巨噬细胞数量的减少对IBD具有治疗作用。

Wang等[10]采用葡聚糖硫酸钠(DSS)诱导C57小鼠肠道炎性反应模型，给予1%的DSS水溶液让其自由饮用7 d，对照组正常饮水，在第7天取结肠组织进行F4/80巨噬细胞免疫荧光染色，发现处理组巨噬细胞数量较对照组多，中性粒细胞也较多，说明巨噬细胞在IBD的动物模型体内数量也增加。此外，Shi等[11]分别用三硝基苯磺酸钠(TNBS)和DSS建立SD大鼠肠道炎性反应模型，TNBS以65 mg/kg的剂量溶解在0.25 mL的40%乙醇溶液中进行灌肠，对照组给予0.25 mL的生理盐水，在第1、3、5、7天取结肠组织进行实验。DSS组给予5%的DSS溶解于水中自由饮用，对照组给予正常水，与上述相同在相应的时间内取结肠组织。用免疫荧光染色法对结肠的巨噬细胞进行染色发现，与对照组相比较，经TNBS和DSS处理的大鼠随时间的增加，其巨噬细胞的数量在黏膜层、黏膜下层和肌层都相应增加。大鼠IBD模型中巨噬细胞的数量也有所增加，且参与了IBD的形成与发展。

3巨噬细胞在IBD发病机制中的作用

病原体可以穿越被破坏的肠上皮细胞屏障，上皮内的固有防御细胞尤其是黏膜巨噬细胞受到病原体的刺激活化后会产生促炎因子或趋化因子，进而释放白细胞介素-1(IL-1)、IL-6、IL-18、转化生长因子-β(TGF-β)、肿瘤坏死因子-α(TNF-α)等细胞因子，直接或间接作用于肠上皮细胞，导致这些细胞损伤或坏死，从而促进IBD的发生发展。

3.1IL-1、IL-6、IL-18、TNF-α在IBD发病中的作用

IL-1主要由单核巨噬细胞产生，包括IL-1α和IL-1β。Dogan等[12]发现小鼠经4%乙酸直肠给药诱导结肠炎后，其结肠组织中TNF-α和IL-1β的表达水平较对照组高。另外，Szkaradkiewicz等[13]检测IBD和结肠癌患者血清中的IL-1β，发现与健康对照者相比较，IL-1β表达增加，而且Leonard等[14]体外培养结肠腺癌细胞(Caco-2)并给予IL-1刺激后，通过检测跨上皮细胞电阻发现肠上皮通透性增加，表明IBD患者体内IL-1增加会导致肠屏障减弱，使大量其他炎性细胞更容易释放进入肠道病变部位，引起一系列肠道炎性反应和组织破坏，从而引起UC的发病。

IL-6是炎性反应中重要的调节介质，由单核细胞以及巨噬细胞产生后，直接参与局部的炎性反应及损伤过程，其在IBD中的损伤作用表现如下：(1)增强肠上皮细胞分泌电解质，导致内皮细胞肿胀和通透性增加；(2)使中性粒细胞浸润至炎性部位而引起IBD，促进巨噬细胞的分泌、增殖，过度表达可诱发或加重IBD；(3)通过STAT-3途径激活核因子-κB(NF-κB)信号转导通路，使肠道黏膜局部的炎性因子分泌和功能失控，引起IBD的发生发展[15]。Yoon等[16]用1.5% DSS溶液给予C57BL/6小鼠自由饮用10 d后发现，与正常对照组相比较，UC组肠黏膜和血清中的IL-6表达较高。另外，Wang等[17]采用TNBS造模法，即先用5% TNBS和乙醇以2∶1的比例配成灌肠液，再以3 mL/kg的剂量给予小鼠灌肠，诱导小鼠肠道炎性反应，在灌肠后第3、7、14、21、28天分别取处理组和对照组小鼠结肠进行逆转录-聚合酶链反应(RT-PCR)和免疫组织化学实验，结果同样发现处理组IL-6与对照组相比升高，且随着炎性程度加重，IL-6的表达水平也相应升高。Takac等[18]报道，活动期UC和CD患者的血清IL-6水平较正常对照组明显升高，并与炎性反应分级呈正相关，治疗后随病情缓解，IL-6浓度下降，表明IL-6在UC的发病中起重要作用，并可用于监测疾病活动和治疗效果。Ito等[19]应用抗白细胞介素-6受体(IL-6R)的单克隆抗体tocilizumab治疗活动期CD患者12周，结果发现患者均没有严重的不良反应，80%患者肠道症状缓解并且生活质量得到改善，而安慰剂组为31%。

在肠黏膜中，IL-18主要由巨噬细胞和DC产生，能诱导表达IL-18受体(IL-18R)的细胞产生趋化因子，引起巨噬细胞、单核细胞和成纤维细胞释放IL-18，放大炎性反应。Len等[20]对UC和CD患者的结肠标本、血清分别进行了检测，发现与健康对照者相比较，IBD患者的病变区域和非病变区域的IL-18表达均升高。Leach等[21]发现，CD患者血清的IL-18和IL-18结合蛋白均比对照组高，CD患者黏膜的IL-18浓度比对照组高，提示IL-18与其天然抑制剂 IL-18结合蛋白之间的平衡关系在IBD的发病中可能起重要作用。Sivakumar等[22]的研究对处理组给予2% DSS溶液以诱导C57BL/6小鼠肠道炎性反应，同时每日腹腔注射IL-18抑制剂200 μL，对照组自由饮用水并每日腹腔注射免疫球蛋白G(IgG) 200 μL，分别在第0、2、4、6、8天取结肠组织进行RT-PCR，结果发现在DSS诱导的炎性反应初期，IL-18大量增加，应用IL-18抑制剂后可减弱IBD引起的体质量下降以及炎性反应引起的症状，并且减少多种促炎因子、趋化因子和基质金属蛋白酶在肠组织的升高量，表明IL-18抑制剂可以减轻DSS诱导的小鼠肠道炎性反应，IL-18抑制剂可能作为将来治疗IBD药物的一种选择。

TNF-α主要由激活的巨噬细胞和单核细胞产生，是一种重要的免疫介质和致炎因子，并在巨噬细胞的增生、成熟、活化、黏附、游走和脱颗粒等过程中具有重要调节作用，可以刺激单核细胞等产生细胞因子，从而产生级联反应，最终导致组织的炎性损伤[23]，是参与IBD肠道炎性反应的重要炎性介质。Autschbach等[24]在138例UC、CD患者和正常对照组中发现，与正常对照组相比，IBD患者肠组织TNF-α mRNA阳性表达升高，其可作为炎性介质介导结肠黏膜的病理损伤。国外有研究分别检测健康人群和IBD患者的血清TNF-α水平，发现健康人群的TNF-α血清水平很低，而在活动期的IBD患者中，其血清中检测出TNF-α的阳性率高达45%[25]。Raddatz等[26]研究发现，IBD大鼠的血清TNF-α和结肠组织中TNF-α mRNA的转录水平均显著高于未经任何处理的正常对照组，且与疾病的严重程度呈正相关。另外NF-κB可调节促炎因子、黏附分子、生长因子的表达，从而影响肠道炎性反应的扩大和持续，因此NF-κB信号通路在IBD中具有重要作用。体外实验表明，TNF-α对NF-κB信号通路具有调节作用。Dou等[27]和Kim等[28]先后在RAW264.7小鼠巨噬细胞和Colo205细胞上分别用20 ng/mL和10 ng/mL的TNF-α给予刺激，发现给予TNF-α后可促进IκBα降解、NF-κB p65磷酸化以及NF-κB核转移。Rutgeerts等[29]发现，在结肠CD患者的外周血单核细胞以及血清中均可检测出TNF-α，活动期的CD患者其升高的数值更大，且TNF-α升高水平与病情的轻重及病变范围有关。因此，在将来可以通过检测TNF-α的变化来确定IBD患者的严重程度以及活动性。目前，有研究应用TNF-α拮抗剂(英夫利西)中和TNF-α产生的效果，临床随机对照试验显示英夫利西对IBD有明显的治疗作用，可使固有层浸润的CD68+巨噬细胞减少[30]。

3.2TGF-β在IBD发病中的作用

TGF-β是一种多效性细胞因子，由巨噬细胞、单核细胞以及其他细胞共同产生，包括TGF-β1、TGF-β2和TGF-β3，参与细胞的分化、增殖、凋亡、侵袭和迁移等多个细胞过程。已证实TGF-β是UC和CD组织中主要的抗炎因子，可潜在地抑制T细胞和B细胞增殖。

Shull等[31]建立靶向敲除129/SvJ小鼠的TGF-β1基因，病理学结果显示敲除鼠肠上皮有溃疡点、出血点，黏膜下有各种炎性细胞浸润，包括中性粒细胞和巨噬细胞等；而且敲除小鼠肝肺部位的干扰素-γ(IFN-γ)、TNF-α、巨噬细胞炎性蛋白-1α(MIP-1α)等重要炎性因子升高，因此认为TGF-β1是免疫和炎性反应系统的潜在调节者，具有免疫抑制功能。Andújar等[32]通过体外培养肠上皮细胞IEC-18，在给予1 μmol/L紫草素和10 μg/mL TGF-β1拮抗剂后发现，与单独给予TGF-β1拮抗剂时相比较，紫草素可以诱导IEC-18细胞中TGF-β1释放，在伤口愈合实验和细胞活力等实验中促进肠上皮细胞修复，表明TGF-β1对于肠道炎性反应具有调节作用。

TGF-β信号通路在IBD中起着重要的作用，Smad蛋白是TGF-β信号转导过程中的一个重要蛋白，Boirivant 等[33]对TNBS诱导UC的小鼠灌胃给予Smad7反义寡核苷酸，发现抗炎因子TGF-β1表达增加，与对照组相比较，口服给予Smad7反义寡核苷酸的小鼠整体疾病活动指数和结肠组织病理损伤降低，肠道炎性反应减轻。Monteleone等[34]用Smad7反义核苷酸处理从CD患者体内分离出的肠黏膜固有层单核细胞后，恢复了TGF-β1抑制IFN-γ和TNF-α的能力，因此推测增加Smad7表达可阻滞TGF-β1信号途径，从而抑制IBD中致炎因子如IFN-γ和TNF-α的持续升高，而抑制Smad7表达则可恢复TGF-β的抗炎能力。因此，对于Smad7反义寡核苷酸调节TGF-β信号转导通路和临床前Smad7反义寡核苷酸(GED0301)的研究将有可能促进IBD的治疗[35]。

4展望

巨噬细胞不仅自身具有吞噬病原体的功能，而且在一定条件下还可分泌多种细胞因子，与多种免疫细胞结合以不同的途径参与IBD的发生、发展和持续过程。目前针对细胞因子的研究已取得一定进展，研发出了多种治疗IBD的药物，如抗IL-6R的单克隆抗体和英夫利西等。总之，深入研究巨噬细胞在IBD发生发展中的作用和机制，在不久的将来可为IBD的治疗提供新的线索。

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(本文编辑：周骏)

(收稿日期：2015-07-08)

通信作者：张立超，Email: changhaiskin@163.com

基金项目：国家自然科学基金(81273504、81473258、81402941)

DOI:10.3969/j.issn.1673-534X.2016.01.002