自体软骨碎屑回植后的生物力学研究

光 君, 李先慧, 裴蛟淼, 张栋梁, 杨 阳, 苏映军, 马显杰, 郭树忠

实验研究

自体软骨碎屑回植后的生物力学研究

光 君, 李先慧, 裴蛟淼, 张栋梁, 杨 阳, 苏映军, 马显杰, 郭树忠

目的 建立山羊自体肋软骨切取后软骨碎屑回植供区软骨膜的动物模型，以组织学、生物力学指标为观察对象，研究自体肋软骨碎块回植后的转归。方法 取8～12个月龄成年山羊12只随机分为3组，每组4只。肋软骨切取后，各组处理方法：Ⅰ组，直接将软骨膜缝合，形成封闭的空腔；Ⅱ组，将切取的肋软骨切碎成均匀的小碎块，将其回植填塞入肋软骨缺损处，总量约为缺损的1/5～1/4，缝合软骨膜封闭缺损；Ⅲ组，在Ⅱ组的基础上，在缺损段内喷入生物蛋白胶，使之充满回植入软骨碎屑的缺损腔隙，缝合软骨膜封闭；Ⅳ组，切取正常肋软骨作为对照，未做任何处理。术后16周处死并观察各组胸廓及修复段形态，利用生物力学检测各组肋软骨修复段强度。结果 Ⅰ～Ⅲ组胸廓形态良好，无塌陷，修复段组织与肋骨软骨连结处愈合较好，修复段呈纤维增生；组织学观察显示,Ⅰ～Ⅲ组修复组织主要为纤维组织，回植软骨均能存活，无明显增殖；压力、拉伸、折弯及撞击实验数据显示,Ⅱ组修复强度优于Ⅰ和Ⅲ组，但弱于Ⅳ组。结论 将软骨碎屑回植，虽不能促进软骨的再生修复，却能明显加强修复组织生物力学强度，加强胸廓的稳定性。

肋软骨； 软骨碎屑； 生物力学； 胸廓稳定性

整形外科手术中，经常会将自体肋软骨用作耳再造手术的材料，因肋软骨与耳软骨组织类型相近、组织相容性好且易于雕刻，是目前公认的首选自体材料[1-2]。耳再造手中,一般需要切取第7～9肋软骨，会使胸壁的自身保护作用降低[3-4]，特别是在儿童时期[5]。为增加术后胸壁对脏器的保护作用，有学者提倡在完整保留软骨膜和骨软骨连结处的基础上，将剩余的软骨碎屑回植，包埋入软骨膜内[6]，能够在一定程度上加强胸廓的强度，从而增强对胸腔脏器的保护作用，但其确切作用机制目前尚缺乏实验数据佐证。本研究以山羊第7肋软骨作为观察对象，对比不同处理方式对其生物力学强度的影响。

1 材料与方法

1.1 主要仪器与试剂

BX-41数码显微镜(日本OLYMPUS有限公司)；W-290数码相机(日本SONY公司)；WDW-100 D/0.5微机控制电子万能力学试验机(上海华龙测试仪器厂)；XJJ-50简支梁冲击实验机(承德普惠检测设备制造有限责任公司)；医用生物蛋白胶(中外合资广州倍绣生物技术有限公司，批号20080211)；手术器械(天工医疗器械有限公司)；利多卡因( 北京紫竹药业有限公司)；戊巴比妥钠(SIGMA)。

1.2 实验动物及分组

8～12个月龄成年山羊12只，体质量20～25 kg，清洁级；普通环境下圈内单独饲养(购自第四军医大学实验动物中心)。将12只山羊随机分为3组，每组4只，以每只山羊右侧第7肋软骨为处理对象，左侧第7肋软骨不做处理，设为正常对照。。

1.3 手术步骤

将羊胸腹部剃毛，温水洗净，将3%戊巴比妥钠溶液按30 mg/kg剂量静脉注射麻醉后,将动物仰卧位固定，1%碘伏消毒术区，0.5%利多卡因10 ml局部浸润；沿右侧第7肋缘做斜行15 cm切口，切开皮肤、皮下，显露并切断肌肉后止血，显露肋软骨；用尖刀片沿肋软骨长轴纵行切开软骨膜，沿切口用骨膜剥离器将肋软骨膜向两侧剥离，注意尽量勿损伤肋软骨膜，保持其完整性；充分显露肋软骨全长，避开其与肋骨和胸骨的交界段(保护肋-软骨连结)，在中段切取全长约6 cm肋软骨形成一段肋软骨缺损，注意勿损伤底部的软骨膜及胸膜。

各实验组处理方法：Ⅰ组，直接将软骨膜缝合，形成封闭的空腔；Ⅱ组，将切取的肋软骨切碎成均匀的小碎块，直径约2 mm，将其回植填塞入肋软骨缺损处，总量约为缺损的1/5～1/4，缝合软骨膜封闭缺损及回植软骨碎屑；Ⅲ组，在Ⅱ组的基础上，在缺损段内喷入生物蛋白胶，使之充满回植入软骨碎屑的缺损腔隙，缝合软骨膜封闭；Ⅳ组，切取左侧正常肋软骨作为对照，未做任何处理。用3-0丝线将保留的软骨膜原位缝合封闭缺损段，7号丝线连续缝合肌肉层，4号丝线连续缝合皮肤。

1.4 观察指标

1.4.1 大体观察 术后16周处死动物，观察胸廓大体形态及术区修复情况，包括肌肉层及软骨缺损。

1.4.2 组织学观察 切取肋软骨缺损段修复组织，置于10%中性甲醛溶液中固定，梯度乙醇脱水，石蜡包埋后，切片行HE染色，光镜下对修复组织的性质进行组织学观察。

1.4.3 生物力学检测 在西安交通大学金属材料强度国家重点实验室，行压扁试验、折弯实验、拉伸实验、冲击试验检测各组肋软骨力学性能。

1.5 统计学处理

2 结果

2.1 大体观察

术后16周将羊处死，切开皮肤及肌肉，术区并未出现明显感染征象，肌肉层与胸廓粘连程度加重，但仍能剥离。Ⅰ～Ⅲ组山羊的胸廓整体形态较良好，未出现明显塌陷、变形 (图1)，各组间胸廓整体形态未见明显区别；肉眼观察修复段组织与软骨组织较为相似，均呈现乳白色，但表面欠光滑(图2)。Ⅰ～Ⅲ组修复段与原肋骨软骨连结处愈合较好，无明显分离及成角畸形，修复段组织增生较为明显，较正常肋软骨略粗，其间无空隙及空洞，但与周围软骨膜等组织粘连较为明显，无法将软骨膜再次剥离。

图1 Ⅱ组胸廓外观 图2 Ⅱ组肋软骨修复段组织(蓝色箭头)与正常肋软骨(红色箭头)Fig 1 Appearance of thoracic cage in the Ⅱ group. Fig 2 Repaired cartilage tissue in the Ⅱ group (blue arrow) and normal cartilage tissue (red arrow).

2.2 组织学观察

Ⅰ组：处理后的修复组织为大量纤维组织，排列分布杂乱无章，其内部几乎未见软骨细胞，仅靠近边缘软骨膜处可见散在增殖分裂的软骨细胞(图3a)；Ⅱ组和Ⅲ组显微镜下结构较为相似，均为散在的团块状软骨细胞聚集区，内部胶原基质部分分解，边界较为清楚，细胞团之间则填塞大量的纤维组织(图3b,c)，回植的小块肋软骨能够有效存活；Ⅳ组：健康肋软骨内均匀分布大量成熟的软骨细胞，其间为染色均一的胶原基质，靠近软骨膜处的软骨细胞体形较小，细胞核较大，为较幼稚的软骨细胞(图3d)。

2.3 生物力学检测

2.3.1 压力实验 Ⅰ～Ⅳ组肋软骨所能承受最大压力分别为(99.597±7.056) N、(250.258±6.814) N、(196.390±7.410) N和(447.439±4.180) N。各组之间差异均具有统计学意义(P<0.05)，见图4。

2.3.2 拉伸实验 Ⅰ～Ⅳ组肋软骨所能承受最大拉伸力值分别为(101.461±9.654)N、(176.731±5.325)N、(146.996±6.866)N和(189.072±5.885)N。各组之间差异均具有统计学意义(P<0.05)，见图5。

2.3.3 折弯实验 Ⅰ～Ⅳ组肋软骨中点所能承受最大折弯力值分别为(8.750±1.218)N、(169.100±22.577)N、(147.950±13.424)N和(207.92±14.926)N。各组之间差异均具有统计学意义(P<0.05)，见图6。

2.3.4 冲击实验 Ⅰ～Ⅳ组肋软骨冲击能耗值分别为(0.198±0.031)kj、(0.831±0.087)kj、(0.558±0.101)kj和(1.209±0.026)kj。各组之间差异均具有统计学意义(P<0.05)，见图7。

3 讨论

目前整形外科手术中，切取肋软骨后,公认的供区处理方法是,完整保留软骨膜及肋骨软骨连结处，并将肋软骨膜缝合封闭,尽可能恢复原状。但是，由于纤维组织在伤后24h即形成，其速度明显快于透明软骨细胞分裂增殖的速度，因此缺损区域会由纤维组织或纤维软骨所修复[7]。本实验中，在回植软骨碎屑后，加入生物蛋白胶的目的也是期望通过早期限制缺损部位的出血和炎性反应，以最大限度地减少纤维组织的生成，从而为透明软骨的再生提供时间和空间，促进其再生修复，但实验结果显示，其与单纯回植组未见明显差别，这可能与移植软骨不能得到及时的营养和血供有关。

在骨科手术中，自体软骨移植也用于修复较大面积的全层关节软骨缺损[8-10]，学者们期望将肋软骨碎屑回植后，其能促进透明软骨的修复，从而进一步保证胸廓的稳定性，其作用机制类似于自体软骨移植[11-12]。但由于缺乏此方法用于肋软骨修复的相关报道和实验研究，术后也无法在人体上做相关力学检测，加之，回植肋软骨碎屑的操作无疑会增加感染发生的概率，并延长手术时间，从而增加患者痛苦，并浪费医疗资源，因此其具体作用及效果仍存在争议[13-15]。本实验的目的就是验证软骨碎屑回植的作用，进而指导临床工作。

从大体形态上观察，各处理组间无明显差别，均未出现明显的胸壁塌陷等畸形及不愈合等情况，修复组织外观相似，回植肋软骨修复段纤维增生明显，这也说明，保留肋-软骨连结处和完整缝合肋软骨膜，使其尽量恢复原状，是维持胸廓稳定性的主要手段。从病理切片观察，回植肋软骨碎屑虽能成活，但并无明显增殖，其内部的胶原基质还有分解迹象，修复组织仍以纤维软骨为主，仍远未达到透明软骨的再生和修复能力。

图3 各组肋软骨组织学观察(HE×100)a.Ⅰ组b.Ⅱ组c.Ⅲ组d.Ⅳ组 图4 各组肋软骨所承受最大压力 图5 各组肋软骨可承受最大拉伸力 图6 各组肋软骨中点所承受最折弯力大 图7 各组肋软骨冲击能耗

Fig 3 Histological observation of costal cartilage in each group (HE×100) a. Ⅰ group. b. Ⅱ group. c. Ⅲ group. d. Ⅳ group. Fig 4 Maximum bearable pressure of cartilage in each group. Fig 5 Maximum bearable tensile force of cartilage in each group. Fig 6 Maximum bearable bolding force at the middle point of cartilage in each group. Fig 7 Bump energy consumption of cartilage in each group.

在力学检测实验中，拉伸实验、压力实验及折弯实验均可以直接反应出肋软骨的抗拉伸、抗压及抗折弯能力，而对于暴力撞击而言，本实验通过测量撞击锤撞击肋软骨后损失的机械撞击能耗，来间接反应肋软骨的抗撞击能力，能耗越大，则说明肋软骨阻碍撞机锤下降时接触肋软骨后，动势能减少的程度越大，抗撞击能力越强。根据力学实验结果分析可知，Ⅱ组修复处理后的肋软骨，其抗压能力、耐受折弯程度、抗拉伸能力及冲击能耗，较正常肋软骨(Ⅳ组)低，但较Ⅰ组和Ⅲ组高，因此，软骨碎屑回植后，其机械强度虽较正常软骨差，但明显优于软骨碎屑回植后加入生物蛋白胶及不回植直接拉拢缝合软骨膜的方法。由此可知，在耳再造术中，肋软骨切取后，直接将软骨碎屑回植入软骨膜内，并将软骨膜缝合，是目前能让患者术后供区胸廓机械强度恢复的最佳手段。

总之，本实验成功建立了山羊自体肋软骨切取后软骨碎屑回植供区软骨膜动物模型，通过生物力学检测证实：将软骨碎屑回植，虽不能促进软骨的再生修复，却能明显加强修复组织的生物力学强度，从而加强了胸廓的稳定性，为耳再造的临床应用提供了理论依据。

[1] Brent B. Microtia repair with rib cartilage grafts: a review of personal experience with 1000 cases[J]. Clin Plast Surg, 2002,29(2):257-271.

[2] Kelley PE, Scholes MA. Microtia and congenital aural atresia[J]. Otolaryngol Clin North Am, 2007,40(1):61-80.[3] Walton RL, Beahm EK. Auricular reconstruction for microtia: Part Ⅱ. Surgical techniques[J]. Plast Reconstr Surg, 2002,110(1):234-249.

[4] Ohara K, Nakamura K, Ohta E. Chest wall deformities and thoracic scoliosis after cartilage graft harvesting[J]. Plast Reconstr Surg, 1997,99(4):1030-1036.

[5] 晋培红, 许 枫, 张 群, 等. 126例全耳再造术取自体肋软骨的体会[J]. 组织工程与重建外科杂志, 2007,3(1):40-43.

[6] Kawanabe Y, Nagata S. A new method of costal cartilage harvest for total auricular reconstruction: part I. Avoidance and prevention of intraoperative and postoperative complications and problems[J]. Plast Reconstr Surg, 2006,117(6):2011-2018.

[7] Rai MF, Sandell LJ. Regeneration of articular cartilage in healer and non-healer mice [J]. Matrix Biol, 2014,39:50-55.

[8] Hangody L, Vásárhelyi G, Hangody LR, et al. Autologous osteochondral grafting: technique and long-term results[J]. Injury, 2008,39(Suppl 1):32-39.

[9] Tetta C, Busacca M, Moio A, et al. Knee osteochondral autologous transplantation: long-term MR findings and clinical correlations[J]. Eur J Radiol, 2010,76(1):117-123.

[10] Iwasaki N, Kato H, Ishikawa J, et al. Autologous osteochondral mosaicplasty for osteochondritis dissecans of the elbow in teenage athletes[J]. J Bone Joint Surg Am, 2009,91(10):2359-2366.

[11] Tibesku CO, Szuwart T, Kleffner TO, et al. Hyaline cartilage degenerates after autologous osteochondral transplantation[J]. J Orthop Res, 2004,22(6):1210-1214.

[12] 蒋文杰, 裴开颜, 李文军, 等. 小耳畸形综合征病因的初步调查[J]. 生殖医学杂志, 2004,13(1):5-8.

[13] Martin-Hernandez C, Cebamanos-Celma J, Molina-Ros A, et al. Regenerated cartilage produced by autogenous periosteal grafts: a histologic and mechanical study in rabbits under the infuence of continuous passive motion[J]. Arthroscopy, 2010,26(1):76-83.

[14] Raub CB, Hsu SC, Chan EF, et al. Microstructural remodeling of articular cartilage following defect repair by osteochondral autograft transfer [J]. Osteoarthritis Cartilage, 2013,21(6):860-868.

[15] Bouwmeester PS, Kuijer R, Homminga GN, et al. A retrospective analysis of two independent prospective cartilage repair studies: autogenous perichondrial grafting versus subchondral drilling 10 years post-surgery [J]. J Orthop Res, 2002,20(2):267-273.

Biomechanics research of autologous cartilage debris replantation

GUANG Jun, LI Xian-hui, PEI Jiao-miao, et al.

(Institute of Plastic Surgery, Xijing Hospital, The Fourth Military Medical University, Xi′an 710032, China)

Objective To build goat animal model of autologous costal cartilage debris replantation in perichondrium of donor area, investigating the effects by histology and biomechanics. Methods Twelve adult goats aged from 8 to 12months were randomly divided into 4 groups. The harvested cartilages were treated with suturing perichondrium directly to form cavity in the Ⅰ group; replanting 1/5～1/4 pieces into donor area after cutting cartilage into uniform pieces and then suturing the perichondrium to close the cavity in the Ⅱ group; plugging bioprotein jelly after cartilage replanting like the Ⅱ group in the Ⅲ group; the harvested cartilages were without treatment as the control group, the Ⅳ group. The experimental animals were sacrificed, the shape of chest and the repaired segment were observed, and then strength of costal cartilages was evaluated by HE staining and biomechanical testing at 16 weeks postoperatively. Results The shape of the chest in the Ⅰ, Ⅱ and Ⅲ groups was well without collapse and joints of repaired tissue and costal cartilages healed well with fibroplasias in the repaired segment. HE staining demonstrated the replanted cartilage survived well without significant proliferation. the experimental data of pressure, tensile, bending and impact showed that mechanical strength in the Ⅱ group were stronger than those in the Ⅰand Ⅲ groups, but weaker than the Ⅳgroup. Conclusion Replanting of autogeneic cartilage could strengthen thoracic cage mechanical strength by fibroplasias but could not enhance cartilaginous regeneration.

Costal cartilage; Cartilage debris; Biomechanics; Stability of thoracic cage

710032 陕西 西安，第四军医大学西京医院 全军整形外科研究所(光 君，裴蛟淼，张栋梁，杨 阳，苏映军，马显杰，郭树忠)；中国人民解放军成都军区总医院(李先慧) 第一作者：光 君(1982-)，男，安徽池州人，主治医师，硕士. 通信作者：郭树忠，710032，第四军医大学西京医院 全军整形外科研究所，电子信箱：shuzhong@fmmu.edu.cn

10.3969/j.issn.1673-7040.2015.02.019

R318.01

A

1673-7040(2015)02-0118-04

2014-11-26)