植物热激转录因子基因家族的研究进展

黄小云，陶 鹏，李必元，王五宏，岳智臣，雷娟利，钟新民*

(1.浙江省农业科学院蔬菜研究所，浙江杭州 310021;2.南京农业大学园艺学院，江苏南京 210095)

1962年Rittoss研究发现，果蝇经热激后其唾液腺多线染色体发生显著变化“膨突”［1］。1974年Tissieres发现这种“膨突”是一组蛋白，并将其命名为热激蛋白 (heat shock protein，Hsp)，这种现象称为热激反应 (heat shock response，HSR)［2］。进一步研究发现这种现象普遍存在于整个生物界，在受到各种环境胁迫时，尤其是热胁迫 (heat stress，HS)时，会产生一系列的应激反应，导致热激蛋白在植物体内迅速积累。热激蛋白具备分子伴侣的功能，在细胞反应中进行蛋白的折叠、分配、运输和降解，修复受损的蛋白并维持细胞的存活，在植物抗逆过程中起着重要的作用［3-4］。植物热激转录因子 (heat stress transcription factors，Hsfs)是存在于细胞内调节热激蛋白表达的一类转录调节基因，在植物热胁迫信号转导和耐热性的产生过程中具有重要作用［5］。热激转录因子通过识别并特异性结合在热激蛋白基因启动子区热激元件(heat shock element，HSE)的保守基序上，从而调控热激蛋白基因的转录和表达，进而提高植物的抗逆性。随着环境恶化，许多植物生产面临新挑战，抗逆品种的选育成为当前研究的重要内容。高温对植物的生长和发育会造成严重影响，挖掘植物耐热基因，了解植物耐热机制，培育耐热品种是应对高温胁迫的有效途径。数年来热激转录因子已得到广泛研究，本文将对热激转录因子的结构、功能、表达等方面的研究进展作一概述。

1 植物热激转录因子的基本结构

尽管Hsfs在序列大小上存在一定的差异，但真核生物的Hsfs具有典型的结构，包括保守的N端DNA结合结构域 (DNA-binding domain，DBD)、寡聚化结构域 (oligomerization domain，OD或HRA/B)、核定位信号 (nuclear localization signal，NLS)、核输出信号 (nuclear export signal，NES)和C端转录激活结构域 (C-terminal domain，CTD)(图1)5个部分。

图1 热激转录因子的基本结构

1.1 DNA结合结构域 (DBD)

DBD结构域位于Hsfs的N端，是一段高度保守的区域，由3个螺旋结构 (H1，H2，H3)和4个反相平行的 β 折叠 (β1，β2，β3和 β4)［6］。在DNA结合域疏水中心有一个序列高度保守的螺旋-转角-螺旋 (H2-T-H3)结构，可以精确定位并识别HSE 序列 (5'-AGAAnnTTCT-3')［7］。

1.2 寡聚化结构域 (OD或HR-A/B)

HR-A/B区域同样位于Hsfs的N端，通过一段长度为15～80 aa的碱性氨基酸与DBD区域相连。HR-A/B区域是由2个疏水七肽重复区域A和B组成，HR-A包含5～6组疏水的七肽重复序列，而HR-B是由2个相互交叠的七肽重复序列组成，在空间上形成螺旋型卷曲螺旋结构 (helical coiled-coil structure)。Hsfs可通过卷曲结构形成同源三聚体，从而高效地与Hsp基因启动子结合并启动Hsp基因的转录［8］。根据HR-A/B区域的特点，可以将植物Hsfs分为A类、B类和C类。其中A类和C类Hsfs在区域A和B之间分别插入21个和7个氨基酸，而B类Hsfs结构相对简单没有氨基酸插入。

1.3 核定位信号 (NLS)和核输出信号 (NES)结构域

NLS位于OD区的C端，由一簇单组分或双组分碱性氨基酸残基组成。B类Hsfs的NLS包含高度保守的四肽阻遏基序-LFGV-。在植物某些HSF的C端区域中还存在一个富含亮氨酸的疏水NES区域。正是NLS和NES的协同作用维持了细胞平衡，植物Hsfs才能在细胞质和细胞核中自由分布［9］。

1.4 C端激活结构域 (CTD)

CTD结构域是最不保守的区域，以芳香族的(W，F，Y)、大的疏水的 (L，I，V)及酸性(E，D)的氨基酸激活基序 (activator motif，AHA)为特征，并具有转录激活功能。然而并不是所有的Hsfs都具有AHA基序，只有A类植物Hsfs含有，B类和C类Hsfs不含有AHA基序，而B类和C类Hsfs通常被认为不具备转录激活功能［10］。然而A类Hsfs中HsfA3的CTD区域不包含AHA基序，但是所包含的色氨酸残基使HsfA3具有激活功能［11］。

1.5 B类Hsfs的阻遏功能域

除了HsfA5外，所有的B类Hsfs在C端区域均包含一个四肽氨基酸-LFGV-，而这个四肽氨基酸通常被认为是阻遏基序的核心，但它在转录过程中怎样和其他区域相互作用而起到的辅助阻遏功能尚不清楚［12-13］。在其他植物中也有类似的研究［13］。

1.6 Hsfs的功能区域和标志序列

无论是必不可少的DBD，OD区域，还是部分存在的 NES，NLS区域，以及区组特异性的AHA基序，Hsfs的功能区域和基序在前文中已有描述。高度保守3D结构的DBD，识别HSE的H2-T-H3中心基序以及OD结构是所有真核Hsfs的标志。另外，在进化上连接HTH基序的序列内含子在DBD中的位置也是高度保守的。具有卷曲结构的OD不仅存在于所有真核Hsfs，它还是区分植物Hsfs种类的重要标志，通过OD结构的特征，可将 Hsfs分为A，B，C等3类。然而 NLS，NES，AHA的存在与否，位置以及序列大小等为A类Hsfs的亚类区分提供了依据。功能性结构域通常以相当短的基序为特征，无论这样的基序是否发挥其相应的功能，它都可能依赖其独特的分子构造。在植物中还存在一些非功能NLS，AHA氨基酸残基，如HsfA5［14］。值得一提的是，一些和功能区域相连接的保守序列或单独存在的保守序列也能为Hsfs的分类提供依据。总的来说，功能域、功能基序及一些功能不明确的保守序列均是Hsfs的标志性序列，而且它们的位置和特征是Hsfs所共有的。这些标志序列的作用在于使Hsfs类型具有丰富性，如 HsfA1，A2，A3，B2a，B2b，A4a，A4b等Hsfs类型。

2 植物热激转录因子的多样性

植物中的热激转录基因家族在模式植物拟南芥和水稻中已有详细的描述［15-17］。根据研究表明，拟南芥、水稻、番茄、玉米、苹果、大豆、杨树、苜蓿以及黄瓜中的Hsf家族成员已得到鉴定和分析［15-22］。作为模式植物，拟南芥具有21个Hsf家族成员，其中15个属于A类Hsfs，5个属于B类，1个属于C类。然而其他物种中Hsf家族成员的分析表明，其大小和组成分布与植物进化密切相关。目前，拟南芥是被子植物中最小的Hsf家族，而最大的Hsf家族是大豆，含有52个Hsf家族成员。植物在进化的不同时期中通常会发生全基因组重复和基因重复，并伴随着广泛的基因缺失，这就是被子植物Hsfs具有多样性的原因。

为了更好地了解植物热激因子家族的系统发育关系，我们列举了8种植物的Hsf家族成员 (表1)，并将其进行聚类分析 (图2)。我们会发现双子叶和单子叶植物中的Hsfs存在很高的相似性，大多数Hsfs类型均存在于双子叶和单子叶植物中，但HsfA9，HsfB3，HsfB5只存在于双子叶植物中，这些类型或许是在单子叶和双子叶植物分化后出现的。单子叶植物和双子叶植物Hsfs之间最显著的区别表现在，单子叶植物中C类Hsfs更具复杂性。单子叶植物中的基因重复使其Hsfs具有单子叶植物特异区组，如C1a，C1b，C2a和C2b，但是这些扩展的Hsfs功能尚未确定。同时为了全面地了解植物中的Hsf家族成员，下文分别介绍其中几种植物热激转录因子的研究进展。

表1 植物Hsfs

2.1 番茄

模式植物中热激转录因子的研究有助于其他作物相关研究的顺利开展，番茄是最早进行热激转录因子研究的植物，并最早在番茄中克隆获得3个Hsfs基因，其中一个是组成型表达，2个是热胁迫诱导基因［23］。现有的研究表明［5］，番茄中至少含有24个Hsf家族成员，其中15个属于A类Hsfs，8个属于B类，1个属于C类，另外还有3个类似的家族成员 (S l02g072060，S l02g0790180，S l11g008410)。在番茄热激反应中，HsfA1的组成型表达占主导作用［24］。番茄HsfA2在热激反应和恢复中进行不断积累，具有潜在的激活功能［25］。亚细胞定位研究表明［26］，正常条件下番茄HsfA3位于细胞质，热胁迫时则在细胞核内，和HsfA1的表达相似也是组成型表达;而作为转录共激活子HsfB1在胁迫和非胁迫条件下都位于细胞核中;HsfA2则相对复杂，经过短暂热激后，HsfA2逐渐合成并位于细胞质中，再次热激后，大部分HsfA2分布在细胞核，在这个热激和恢复的过程中，HsfA2不断积累，在细胞质中又可以重新检测。李振军等［27］从耐热番茄中克隆得到Hsf24基因，并对该基因及编码蛋白质进行同源性分析，结果表明该基因和普通番茄中的Hsf24基因高度同源，但是多出16个碱基。这些表明植物Hsf s本身具有复杂性和差异性，这也就决定了它的多样性。

2.2 拟南芥

拟南芥也是植物热激转录因子研究很多的模式植物，其家族成员已得到鉴定，拟南芥具有21个Hsf家族成员，A，B，C类Hsfs分别有15个、5个和1个，不均匀地分布在其5条染色体上。其中一对旁系同源基因 (At3g51910和At3g6350)位于同一条染体色上，另外有4对旁系同源基因分别位于不同的染色体上，这表明拟南芥热激转录因子可能在进化过程中发生了基因重复和基因组重复。拟南芥HsfA1a和HsfA1b调控一些热激后表达的基因，如WRKY，MYB，AP2/EREBP等转录因子。拟南芥中表达最明显的是HsfA2，并响应多种胁迫反应，而受热激诱导最明显的基因是HsfB1，但不能提高植物的耐热性。HsfA3同样有助于保持耐热性，并受DREB2A和 DREB2C的控制进行转录［28］，而HsfA9则是在ABI3的控制下参与种子发育［29］。

2.3 水稻

作为单子叶植物的模式植物，水稻的热激转录因子也有一定的研究。水稻全基因组测序后，Guo等［17］从水稻中鉴定得到了25个Hsf家族成员，其中13个属于A类，8个属于B类，4个属于C类;染色体定位发现，25个成员不均匀地分布在水稻的1至10号染色体上，在11，12号染色体上没有分布;8对旁系同源基因中，1对位于同1条染色上 (Os01g43590和Os01g53220)，另外有7对旁系同源基因分别位于不同的染色体上，这和拟南芥具有相似性。水稻HsfA2在调控逆境胁迫中具有重要作用，其中HsfA2a，HsfA2e在热诱导下产生，而HsfA2b在热诱导和H2O2中均可产生。在拟南芥中转入水稻 HsfA2e，可提高其耐热耐盐的水平［30］。在冷诱导中3类Hsfs的表达有明显差异:A类中的HsfA3，HsfA4d，HsfA9转录表达水平提高;B类中除HsfB4a和HsfB4b外，其他的B类Hsfs均降低;C类Hsfs均能在冷诱导中产生，且HsfC1表达量最高，这表明C类Hsfs可能在冷胁迫中具有关键的作用;另外，水稻中的Hsfs在其所有器官中均有表达但其表达水平存在一定的差异:HsfA1a，HsfA2e，HsfA4d，HsfB1，HsfB4b分别在花、花序、叶片、根和种子、雌蕊中表达量最高［31］。

2.4 大豆

大豆是目前植物中热激转录因子被鉴定家族成员最多的植物［20］，含有52个Hsf家族成员，其中28个属于A类Hsfs，22个属于B类，2个属于C类，所有成员不均匀地分布在所有染色体上。最早在大豆中分离得到的6个热激转录因子，其中2个是组成型表达，其余4个受热胁迫诱导表达，其中2个热胁迫诱导基因还对镉胁迫有响应［32］。张利明等［33］利用农杆菌介导法将GmHsfA1转入大豆品种科新3号，GmHsfA1的过量表达激活了转基因大豆植株中热激蛋白基因GmHsp22在非诱导条件下的转录，并加强了高温胁迫下GmHsp23和GmHsp70的表达。吴广锡等［34］研究表明，转热激转录因子GmHsfA1大豆品系黑农53在高温和干旱诱导条件下，大豆叶片中 GmHsfA1，GmHSP70，GmHSP22和GmHSP17.9基因的表达量明显高于非转基因植株，生理性状和产量性状均优于非转基因植株，结果表明过量表达的热激转录因子GmHsFA1在大豆植株的耐热性和抗旱性方面具有重要作用。大豆HSFs还受其他胁迫诱导，实时定量PCR结果表明［20］:在 热 胁 迫 下， HsfA2c， HsfA6b，HsfB2b，HsfB1c，HsfB2d这 5个基因的表达量都很高;HsfA2，HsfB2b，HsfB1c，HsfB2d在干旱胁迫下反应也很明显;在冷诱导中只有HsfB1c表达水平显著上调;在盐胁迫中HsfA2c表达水平明显上升，其他的没有变化。

2.5 玉米

早在1995年，Gagliardi等［35］就分析了热激转录因子和HSP70在玉米花粉发育中的表达，结果发现3个热激转录因子在玉米中均有表达，其中2个在玉米营养组织中表现为热胁迫诱导。目前，玉米中已鉴定出25个Hsf家族成员［18］，其中15个属于A类，7个属于B类，3个属于C类;而且其中受热胁迫诱导的基因有17个，不受其诱导的有3个，还有5个受热胁迫抑制;其中有9对旁系同源基因，一对位于同一染色体上，其余的分别位于不同的染色体上。

2.6 苹果

苹果不仅是木本植物，更是一种经济植物。苹果全基因组测序完成以后［36］，Giorno等［19］从苹果中鉴定得到25个热激转录因子，其中16个属于A类，7个属于B类，2个属于C类;这些基因不均匀地分布在苹果17条染色体中的12条上，并发生了12对基因重复，其中在不同染色体之间有11对片段重复，同一染色体上有一对串联重复(MdHsfA3b和MdHsfA3c);在聚类中发现，与拟南芥相比，苹果和杨树的亲缘关系更近，这可能是因为它们都是木本植物，在长期的进化过程中更为相似。这些基因在所有的组织中几乎都有表达，包括一些特异性表达，如MdHsfA9a只在叶片中表达，而MdHsfA9b只在种子中表达;MdHsfA2b和MdHsfA2b则在花中表达。

2.7 小麦

在小麦中，Qin等［37］通过研究小麦热胁迫下基因表达谱，得到了7个热激转录因子，其中一个在热胁迫后表达水平显著上调，表现出很强的耐热性;Shim等［38］研究表明，小麦中与水稻直系同源的HsfA4a对镉具有一定的抗性并受金属硫蛋白MT的表达调控。Chauhan等［39］对不同生育时期小麦材料进行37℃和42℃进行热胁迫2 h，并通过PCR选择减法技术鉴定响应基因，获得了3 516个高质量的EST;表达分析表明苗期小麦在热胁迫后1～4 d表现快速恢复;而利用10个响应基因对35份材料进行荧光定量分析发现，小麦在主要生长阶段对不同的胁迫均有一定的响应并存在组织特异性表达。Chauhan等［40］从小麦中分离得到与水稻OsHsfA2d相似的A类热休克蛋白基因TaHsfA2d，拟南芥转TaHsfA2d植株过表达不仅对高温耐受性较高，也表现出相当大的耐盐性和抗旱性。Zhang等［41］从小麦中分离得到一个B类的热休克蛋白基因TaHSF3，在小麦穗中高度表达;另外，小麦苗期在热胁迫、冷诱导、NaCl和ABA处理下表达均表现出高度上调;拟南芥转TaHSF3植株过表达还耐极端温度。

3 植物热激转录因子的功能多样化

3.1 HsfA1a:番茄中主要调节因子

番茄HsfA1是组成型表达，是调节耐热的主要Hsfs，在番茄耐热中它的功能是无可取代的。在正常条件下，HsfA1分布于细胞核和细胞质中。HsfA1通过和HsfA2，HsfB1形成异源寡聚超级激活因子复合体共同响应热激反应并起到修复作用。HsfA1调节HsfA2，HsfB1的表达，与其形成寡聚体并维持在细胞核内，保持耐热功能。转基因植株中HsfA1的过度表达，会加强HsfA2，HsfB1及其他相关基因的热诱导反应，但是HsfA1转录后基因沉默，也会降低这些基因的表达。这些HsfA1a沉默植株生长参数与野生植株很相似，但是在其各个生长发育阶段沉默植株对高温更加敏感。这是因为HsfA1a的沉默表达消除了同样作为分子伴侣HsfA2和B1的诱导功能。然而，HsfA2和HsfB1表达的减少或是缺失对转基因植株响应热胁迫影响不大。

番茄和拟南芥的Hsf家族成员组成基本上是一致的 (表1)，但是作为主要调节因子，番茄和拟南芥HsfA1具有明显差异。拟南芥4个HsfA1中没有一个具有主要调节功能。无论是单基因突变的发生，还是双突变体甚至是三突变体的发生，拟南芥HsfA1a，HsfA1b，HsfA1d，HsfA1e在诱导热激反应和耐热水平上效果均不显著［42］。然而双重突变转录组分析表明，这些热激转录因子对某类基因具有一定的功能，如 sHsp，HSP70和 HSP101，还有HsfA2，HsfA7a，HsfB1和HsfB2a，以及一些编码代谢酶的基因。

3.2 HsfA2:热激诱导的耐热因子

HsfA2在结构和功能上都与HsfA1很相似，但是HsfA2只在胁迫植株中表达。然而，当番茄，拟南芥和水稻在持续热胁迫或是恢复阶段，HsfA2可以诱导高水平耐热蛋白的形成并不断积累［43］。胁迫植株中所含有的丰富HSFs以及HsfA1和HsfA2的互作，都有助于HsfA2诱导高水平耐热蛋白。总之，HsfA1和HsfA2互作诱导蛋白形成的水平均高于二者单独进行诱导的水平［43］。然而，番茄HsfA1/A2互作的功能很可能反映了2种不同类型的结构域和AHA基序。由于拟南芥4个HsfA1具有各不相同的C端结构域，其成员间的相互作用和番茄这种效应可能具有相似之处。

另外有研究表明，HsfA2不仅对耐热性水平有显著作用，还对一些与胁迫相关的非伴侣编码基因如GOLS1或APX2的表达具有一定的作用［44］。突变体植株一般对热胁迫、强光、氧化和缺氧胁迫很敏感，而拟南芥HsfA2的过表达不仅提高了耐热性，同时提高了对盐胁迫、氧化和缺氧胁迫的抗性［45］。总之，HsfA2对植物防止细胞器的氧化性损伤和细胞死亡具有重要作用，是植物应激反应的关键调节剂［44］。最后，值得注意的是，在番茄中HsfA2连同分子伴侣Hsp90，Hsp70和Hsp17-CII的表达对于促进番茄花药发育具有不可或缺的作用，同时表明伴侣表达对抵御热损伤以保护花粉正常萌发和成熟具有重要作用［46］。

3.3 HsfA3:干旱信号

HsfA3除了在C端有一个色氨酸残基保守区域外，在结构功能上与HsfA1和HsfA2基本相似。拟南芥HsfA3在干旱胁迫下的表达依赖于DREB2A转录因子，这也同样适用于 Hsp18.1-CI，Hsp26.5-MII和Hsp70［28］。DREB2A或DREB2C的过度表达都会加强HsfA3或其他相关基因的诱导功能，耐热性也随之加强，而DREB2A突变体表现耐热性降低［47］。

3.4 HsfA5:HsfA4表达特异抑制因子

HsfA5和 HsfA4虽然在结构上很相似，但是HsfA4能够有效激活热激蛋白的表达，HsfA5却能抑制HsfA4的激活功能。研究表明，这是因为HsfA5的DNA结合能力可以对HsfA4的寡聚态进行特异干扰［14］。不管是HsfA5还是HsfA4，都不会与HsfA1或HsfA2相互作用，反之亦然。然而，HsfA5的OD结构域的分子结构特异性尚不明确。

3.5 HsfA9调控种子发育中Hsp表达

HsfA9在种子发育过程中的独特作用充分表现了Hsf功能多样化。HsfA9是拟南芥和向日葵胚胎发育和种子成熟中的特异因子［48］。在拟南芥种子发育过程中HsfA9的表达受转录因子ABI3的调控［29］。在非胁迫条件下，HsfA9的异位表达可促使叶片中形成sHsps和Hsp101［29］。向日葵 HsfA9的单独过度表达或是烟草中HsfA9和HaDREB2共表达都会提高Hsp的积累水平进而延长种子寿命［48］。另外，一方面HsfA9在种子成熟过程的调控表达依赖于ABI3或DREB2等类似的转录因子相互作用［29，48］;另一方面，向日葵HsfA9与响应生长素的阻遏因子IAA27相互作用，这表明在种子成熟中HsfA9与脱落酸和生长素的功能一样占主导作用［49］。在种子萌发和成熟中，烟草 HaHsfA9的负表达使具有种子特异性的sHsps表达水平降低［50］。后来的研究结果表明，在干燥条件下HsfA9在种子的发育中并不占主导作用。单子叶植物缺乏HsfA9，仅在种子中发现高含量水平的OsHsfA1a。

3.6 番茄HsfB1:共激活因子

与A类Hsfs所不同的是，B类的Hsfs并不具备转录激活功能。B类Hsfs的氨基酸序列比较表明，以-LFGV-为核心的保守的阻遏域广泛存在于其他的植物转录因子中，如ABI3/VP1，AP2/ERF，MYB和GRAS［13］。目前保守的四肽基序的作用尚不清楚。然而，拟南芥双突变植株hsfB1/hsfB2b表达分析表明，在B类热激转录因子不仅在胁迫后恢复过程中抑制热激蛋白的表达，而且通过控制防御基因抑制抗病基因的表达。然而，在适当的条件下番茄HsfB1可与A类Hsfs协同作用，如HsfA1a。2种Hsfs组合在一起形成具有加强功能的复合物，并有助于吸收植物CREB结合蛋白 (CBP)的直向同源物的组蛋白乙酰转移酶HAC1，形成三元复合物，进而有效协同激活报告基因的表达［51］。此外，HsfB1也和其他转录激活因子相结合控制管家基因的表达，HsfB1可能有助于维持或恢复管家基因在热胁迫过程中的表达。

3.7 表达的多样化

目前个别植物热激转录因子功能的详细分析仅限于以上，然而Hsfs表达的多样化来自于不同生长阶段不同胁迫下的表达模式，根据拟南芥在生物和非生物胁迫中的反应［52-54］，植物Hsfs的表达模式显著表现为:①不同器官Hsfs表达模式表明:HsfA1四个成员组成型表达在大多数器官的表达水平低;HsfA9一般种子成熟过程中表达，而HsfA1a，HsfA4c和HsfA5主要在花药或花粉发育中表达;HsfA4c，HsfA7a，HsfB1和 HsfC1在根部表达，而HsfA4c，HsfA8和Hsf B2a在叶片中的表达量更高。②相对于HsfA1d，HsfA4a，HsfA4c，HsfA7a，HsfA7b，HsfA8，HsfB1，HsfB2a，HsfB2b，HsfB4 及HsfC1，在不同组织中进行不同的非生物胁迫诱导，HsfA2只在根中表达。③HsfA1e，HsfA3，HsfA4A，HsfA4C，HsfA6b，HsfA8，HsfB2a和 HsfC1，在渗透胁迫、盐胁迫和冷胁迫中的表达尤为突出。④HsfA2，HsfA4a，HsfA8和HsfB1在多种生物胁迫中均有表达。

4 植物Hsfs的调控

Hsfs在热胁迫下与HSE识别并结合，从而激活下游热激基因的转录表达。在哺乳动物和酵母中关于Hsfs与HSE的结合机制的研究比较深入［55］。以脊椎动物的Hsf1为例:正常温度下，Hsf1与包含Hsp的蛋白复合物结合，且不具备激活Hsp表达的能力;热胁迫时，Hsp70作为分子伴侣与大量变性蛋白相结合，Hsf1就从蛋白复合物中释放出来，游离的Hsf1发生磷酸化从钝化的单体形成有活性的三聚体，并与HSE相结合，激活热激基因的表达;热激后恢复，Hsf1和高水平Hsp70相结合形成蛋白复合物，并失去转录激活功能。在植物中，拟南芥AtHsf1的组成型表达与以上表达调控相似，AtHsf1在正常条件下不能激活Hsp的表达，而在HSF1-GUS的过表达株系具有激活Hsp表达的功能［56］。植物Hsfs基因的表达模式有组成型表达和胁迫诱导型表达2种［15］。植物Hsfs在转录水平上对Hsp的调控有2方面:一方面是不同Hsfs的协同调控;另一方面是Hsfs和分子伴侣的相互作用［57］。

不同Hsfs的协同调控在番茄中的表现尤为突出，番茄 HsfA1的组成型表达，通过与 HsfA2，HsfB1特异互作形成异源寡聚复合体，进而激活热激基因的表达;进一步研究表明CTAD和OD区域对HsfA1和HsfA2的协同激活具有重要作用，而且只有完整的OD结构域才能形成异源寡聚复合体。与A类Hsfs相比，B类和C类Hsfs不具备这样的功能，只有HsfB1作为共激活因子协同表达，另外拟南芥HsfA1的表达和番茄存在差异。

研究表明，分子伴侣Hsp70和Hsp90可以和Hsfs相互作用来调控热激基因的表达［57］。在通常条件下，Hsp70和Hsp90的相互作用维持HsfA1的主要调控功能;热激条件下，Hsp70和Hsp90诱导HsfA1激活，并促使HsfB1快速积累，同时HsfA2热激后积累，三者协同促进热激基因的表达;热激后恢复时，Hsp70和 Hsp90恢复自由构象，使HsfA1失活。此外，sHsp可以控制 HsfA2的活性，HsfA2和Hsp17及其他分子伴侣相互作用形成复合物，并积累大量蛋白，不具备活性。Hsp17和HSP101和Hsp70相互作用，使得HsfA2从复合物上释放，进而具有激活功能［58］。在拟南芥中HsfA2的功能被证明依赖于ROF1/FKBP62和ROF2/FKBP65，这归结于Hsp90分子伴侣的功能［59］。

人类Hsf1中的Hsf结合蛋白 (HSBP1)是负调节因子，在植物中也存在类似功能的蛋白。实际上，玉米胚中致死突变EMP2来源于玉米的2个直系同源HSBPs中的一个，因此玉米胚胎发育过程中HSF的功能受EMP2(HSBP1)的直接调控。在此过程中 EMP2还与 HsfA2a，HsfA3，HsfA4d和HsfA5相互作用，但是EMP2还没有发现与B类或C类热激转录因子相互作用［60］。拟南芥HSBP是HSF活动的负调控因子，与 HsfA1a，HsfA1b和HsfA2相互作用，影响种子发育。

另外，热胁迫下细胞质中变性蛋白质的积累(细胞质蛋白反应)也会影响HSF的活性。在真核生物中蛋白折叠应答可以在蛋白加工过程中调整分子伴侣的水平。研究表明，转录因子bZIP与蛋白裂解和运输有关。然而，染色质状态的修饰是基因差异表达的一个原因。在所有真核生物中，组蛋白修饰模式在基因的激活和转录过程中迅速改变，这也是植物应激反应的一种［61］。此外，核小体通过结合组蛋白变体而变得多元化，如H2A.Z，这是染色质表观遗传记忆的重要标志［62］。研究表明，含有核小体的H2A.Z与拟南芥冷和热响应基因相关，而且胁迫诱导后，H2A.Z可以被释放出来。

在植物应对环境胁迫时，除了热激转录因子，还有其他的转录因子，胁迫诱导的蛋白质和代谢产物，小的非编码RNA以及应激激素如乙烯(ETH)，脱落酸 (ABA)，水杨酸 (SA)和茉莉酸 (JA)［63-65］都会参与响应过程。Ca2+信号与蛋白质磷酸化紧密相关，钙离子结合蛋白CAM3在提高拟南芥耐热方面具有关键作用［66］。MBF1c是真核生物中高度保守的转录辅激活因子，在拟南芥中MBF1c响应乙烯合成和热激表达。MBF1c和转录因子WRKY39的相互作用在SA和JA信号途径中具有显著作用。热激转录因子调控热激基因的表达与这些因素紧密相关。

5 展望

随着生物信息技术的快速发展，许多植物基因组测序已经完成，这为热激转录因子家族的分析提供了丰富的资源，并为基因的鉴定分析和克隆提供基础。通过基因工程的途径提高植物的耐热性已成为当今研究趋势。目前大量植物的热激转录因子家族成员已得到鉴定和分析。A类热激转录因子是热激基因表达的激活剂，在不同的植物中具有不同的应激反应;B类热激转录因子大多没有激活功能，而是阻遏基因的表达;C类热激转录因子在单子叶植物中可能存在一些未知功能。由于植物基因组的复杂性，目前Hsfs的研究只限于一些模式植物上，对于一些尚未进行基因组测序的植物研究甚少，一些重要基因的克隆比较缓慢，功能研究也只限于少数基因。另外，Hsfs作为植物对逆境反应的一个成员，在整个调控网络的信号传导中的作用，自身的调控机制及上游调控基因有待进一步研究。随着植物功能基因组学和蛋白组学研究的不断深入，将更加清楚地阐明植物热激转录因子在调控逆境反应中的作用，这对植物耐热性及抗逆性具有重要意义。

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