黄曲霉毒素对猪生产的影响及其生物防治研究进展

刘笛秋，邓建新，夏伟中，徐应华

（1.湖南省益阳市赫山区畜牧水产局，湖南 益阳 413000；2.湖南省益阳市赫山区兰溪镇动物防疫站，湖南 益阳 413000；3.湖南省益阳市赫山区泉交河镇动物防疫站，湖南 益阳 413000）

黄曲霉毒素（AFT）是一类以二呋喃环和氧杂萘邻酮为基本结构的衍生物，属于霉菌毒素的一种，具有毒性和致癌性，主要存在于高粱、大豆、粕、花生粕、玉米、小麦和大麦等饲料原料中，可对动物不同的组织和器官产生影响，其血管系统和消化系统是其主要危害系统[1]。研究表明，黄曲霉毒素B1(AFB1)是20多种黄曲霉毒素及其衍生物中毒性和致癌性最强的一种，且已被世界卫生组织癌症研究机构划入甲类致癌物目录中[2]。黄曲霉毒素污染饲料和食品已成为一个全球性问题，我国饲料和饲料原料安全同样也受到黄曲霉毒素的严重影响。因此，本文总结黄曲霉毒素的检测方法并阐述了黄曲霉毒素对猪生产的影响和生物防治，以期为减轻黄曲霉毒素对猪生产的影响提供参考。

1 黄曲霉毒素的检测方法

1.1 薄层色谱法（TLC）

尽管薄层色谱法的操作步骤繁琐，专一性、重复性以及灵敏度均较差，但其所需设备简单，检测成本低，易于推广使用，对于大批次的分离和筛选样品较为实用，国内外尤其是一些发展中国家仍在使用该方法检测黄曲霉毒素，也是我国检测食品和饲料中黄曲霉菌毒素的国家标准方法之一，但是随着检测技术和对检测精度的要求不断提高，薄层色谱法正逐渐被高效液相色谱法和酶联免疫法取代。

1.2 高效液相色谱法（HPLC）

高效液相色谱法主要是用荧光检测器检测，在适宜的流动相条件下，多采用反向C18柱，使多种黄曲霉毒素同时分离，其主要原理是根据黄曲霉毒素的相对分子质量大小、极性、水中和有机溶剂中溶解度、稳定性以及分子结构等理化性质以选择适宜的固定相、流动相和改性剂。其优点是可同时检测出多个黄曲霉毒素种类，便于高通量检测，且其分辨率和灵敏度均较高，适用用于定性和定量分析，但其所需设备昂贵、技术水平要求高，检测所使用的化学试剂以及处理途径会对实验结果产生较大的影响，样品处理较为繁琐，难于实现快速检测。

1.3 酶联免疫吸附法（ELISA）

酶联免疫吸附法的原理是利用抗原与抗体的特异性反应将黄曲霉毒素和酶联接，然后定量测定酶与底物发生显色反应。该方法具有快速、干扰小、特异性强、灵敏、样品处理简单、成本低、检测结果准确等特点，适用于饲料工业中检测黄曲霉毒素含量，此外还具有检测时间短（检测过程约需2 h），重复性好，操作过程简单方便，不接触有毒试剂等优点。

2 黄曲霉毒素对猪生产的影响

饲喂生长育肥猪被黄曲霉菌毒素污染的饲粮可显著降低采食量和平均日增重，导致内脏组织器官（尤其是肝脏）病变，显著影响猪机体免疫机能。姚丽欣[3]在生长育肥猪日粮中添加0、300、600 μg/kg AFB1以研究黄曲霉毒素对生长育肥猪的生产性能和健康状况的影响，结果显示：随着猪日粮中的黄曲霉毒素B1含量的增加其采食量呈线性下降趋势，且平均日增重也随之下降，添加时间长短和添加剂量对猪血清中天冬氨酸转氨酶、血浆尿素氮含量和肝脏重量存在影响，试验时间对丙氨酸转氨酶、总胆红素含量存在影响。史莹华等[4]在生长猪日粮中添加100 μg/kg黄曲霉毒素研究表明，黄曲霉毒素极显著降低日增重12.090%、料重比极显著提高7.54%，显著提高内脏器官（肝脏、肾脏、脾脏和胰脏）的相对质量，肝脏功能严重受损，胞内酶大量释放到血液中，血清酶活性指标显著升高，而肝脏酶活性指标显著降低，随后还证实黄曲霉毒素可显著降低试验猪的免疫功能和抗氧化功能，血清IgG、IgM含量分别极显著下降27.63%、23.93%，肝脏过氧化氢酶（CAT）、谷胱甘肽过氧化物酶（GSH-Px）和谷胱甘肽还原酶（GR）的活性分别极显著降低13.31%、23.22%、27.17%，丙二醛（MDA）水平极显著升高26.54%[5]。Rustemeyer等[6]研究表明，在阉割后的公猪生长阶段添加AFB1可导致其采食量和日增重极显著降低，且显著升高血清中天冬氨酸转氨酶浓度而降低血浆尿素氮浓度。

黄曲霉菌毒素还对母猪的繁殖性能、免疫机能以及哺乳仔猪的生产性能产生重大的影响。Chaytor等[7]在母猪日粮中添加0、60、120、180 μg/kg黄曲霉菌毒素以研究其对母猪免疫机能的影响，其中180 μg/kg剂量与其他3组相比可显著提高母猪的血细胞数量（引起细胞感染和炎症反应），肿瘤坏死因子α浓度也显著升高，60和180 μg/kg剂量组的肝组织纤维化程度显著高于空白组。Silvotti等[8]在母猪日粮中添加400和800 μg/kg的AFB1，25 d后从试验组母猪的乳汁中均检测出AFB1、AFG1和AFB1的衍生物，尽管与日粮添加水平相比乳汁中黄曲霉菌毒素浓度较低，但随着饲喂时间的增加，乳汁中黄曲霉菌毒素浓度逐渐增加，从而对哺乳仔猪的生长性能产生影响。

3 黄曲霉毒素的生物防治

3.1 黄曲霉毒素的生物吸附

自然界部分微生物（酵母菌、乳杆菌、枯草芽孢杆菌、施氏假单胞菌F4等）可通过非共价方式与黄曲霉毒素结合，形成菌体-黄曲霉毒素复合体，形成复合体的微生物自身吸附能力下降，复合体的状态稳定，很难被机体吸收，大部分排出体外，从而达到脱毒目的。楚杰等[9]研究表明，布拉酵母菌脱除AFB1的主要机理是吸附作用，与2 mol/L 121 ℃处理30 min相比，100 ℃处理30 min更有利于布拉酵母菌对AFB1的脱毒，且强酸性和偏碱性的环境也利于布拉酵母菌对AFB1的脱毒。唐雨蕊[10]研究表明，乳杆菌对AFB1的吸附具有种间差异，吸附效果与细菌细胞壁的组成和结构相关，而在灌胃乳杆菌F22后，小鼠血清中各种蛋白的量增多，血清酶活性下降，肝细胞变性程度较攻毒组有明显缓解，肝组织部分区域再生现象明显，小鼠肠道菌群趋向正常范围恢复，并随乳杆菌F22添加量增加，恢复效果越好。左瑞雨等[11]研究表明3株乳酸菌A1、A2、A3，4株枯草芽孢杆菌C1、C2、C3、C4对黄曲霉菌丝的生长皆有明显抑制作用，以乳酸菌A2培养液上清液抑制作用最强，菌丝质量为0.119 6 g，与枯草芽孢杆菌相比，乳酸菌组培养液上清液组对黄曲霉孢子的萌发抑制作用更强，平均菌丝质量为0.121 2 g。李文明等[12]研究表明施氏假单胞菌F4与黄曲霉毒素B1共培养72 h后降解率达80.03%，不同时间点的降解液上清液仍能有效降解残留AFB1，其中以60 h的降解液上清液活性较好，继续作用48 h后降解率达84.30%，高效液相色谱对产物分析表明，F4可将AFB1酶解为至少2种产物。

3.2 添加剂对黄曲霉毒素的脱毒作用

一些饲料添加剂也表现出抑制黄曲霉产毒作用，例如葡甘聚糖、香菇多糖以及茶叶提取物等。张妮娅等[13]研究表明，在黄曲霉毒素含量为0.2 g/mL的条件下，葡甘聚糖可吸附93.33%的黄曲霉毒素，但随温度升高其吸附量有明显下降，表明其可能以物理吸附方式为主，动物实验表明，在日粮中添加葡甘聚糖后黄曲霉毒素对动物的毒性作用受到一定的抑制。侯然然等[14]也研究表明在肉仔鸡100 μg/kg AFB1日粮中添加0.1%葡甘聚糖可明显改善肉仔鸡的生长性能，血清生化指标以及组织器官的病变恢复到正常水平，从而证实葡甘聚糖可减轻或基本消除AFB1对肉仔鸡生长性能、组织器官的不良影响。丁丁[15]研究表明香菇多糖很可能是通过抑制aflQ的表达来抑制产毒；同时研究还发现，香菇多糖及其羧甲基化衍生物使yapA表达量上调，经羧甲基化香菇多糖处理后，黄曲霉菌丝中各被测基因的表达量均上调，说明香菇多糖及其羧甲基化衍生物很可能是通过激活胞内与氧化胁迫反应相关的转录因子yapA，或者通过一些转录后水平来抑制黄曲霉产毒。吴清华[16]研究表明，没食子酸，表儿茶素，表没食子儿茶素，香豆素对黄曲霉产毒抑制较强，槲皮素的抑制强度最强，浓度为100 μg/mL 时，抑制效果显著；槲皮素浓度达到800 μg/mL抑制黄曲霉的生长，其他单体均不抑制黄曲霉的生长。

4 小结

综上所述，饲喂猪群被黄曲霉菌毒素污染的饲粮可显著降低采食量和平均日增重，导致内脏组织器官（尤其是肝脏）病变，显著影响猪机体免疫机能和繁殖性能。薄层色谱法、高效液相色谱法和酶联免疫吸附法是目前检测黄曲霉毒素较为常用的3种方法，自然界部分微生物以及饲料添加剂均有抑制黄曲霉毒素污染饲料的作用。

[1] Wayne L B.霉菌毒素研究现状及未来挑战[J].中国家禽，2014，36（2）：35-37.

[2] Elisabete Y S，mario A，Fabia Y，et al.Evaluation of fumonisinaflatoxin co-occurrence in Brazilian corn hybrids by ELISA [J].Food Addit Contain，2001，18（8）：719 -729.

[3] 姚丽欣. 黄曲霉毒素对生长育肥猪的生产性能和健康状况的影响研究[J].饲料广角，2011（24）：33-35.

[4] 史莹华，方丽云，孙宇，等.黄曲霉毒素对猪生长性能及肝脏功能的影响[J].西北农林科技大学学报：自然科学版，2007，35（6）：55-59.

[5] 史莹华，许梓荣，王成章.黄曲霉毒素对猪生长性能及免疫和抗氧化指标的影响 [J].中国兽医学报，2007，27（5）：733-736.

[6] Rustemeyer S M，Lamberson W R，Ledoux D R，et al.Effects of dietary aflatoxin on the health and performance of growing barrows [J].J Anim Sci，2010，88（11）：3624 -3630.

[7] Chaytor A C，See M T，Hansen J A，et al.Effects of chronic exposure of diets with reduced concentrations of aflatoxin and deoxynivalenol on growth and immune status of pigs[J].Anim Sci，2011，89（1）：124 -135.

[8] Silvotti L，Petterino C，Bonomi A，et al.Immunotoxicological effects on piglets of feeding sows diets containing aflatoxins [J].Vet Rec，1997，141（18）：469 - 472.

[9] 楚杰，郭刚，刘金伟，等.布拉酵母菌对黄曲霉毒素B1脱毒特性研究[J].中国畜牧兽医，2013，40（10）：224-227.

[10] 唐雨蕊.吸附黄曲霉毒素B1乳杆菌的筛选、吸附特性及对攻毒小鼠的影响[D].四川雅安：四川农业大学，2009.

[11] 左瑞雨，常娟，尹清强，等.乳酸菌和枯草芽孢杆菌对黄曲霉毒素产生菌生长的抑制作用研究[J].河南农业科学，2011，40（3）：145-148.

[12] 李文明，杨文华，李海星，等.施氏假单胞菌F4对黄曲霉毒素B1的酶解作用及其降解产物的初步分析[J].食品与发酵工业，2013，39(2)：11-16.

[13] 张妮娅，姜梦付，齐德生.葡甘聚糖对黄曲霉毒素的吸附作用[J].养殖与饲料，2007（4）：56-59.

[14] 侯然然，郑姗姗，张敏红，等.葡甘露聚糖对饲喂黄曲霉毒素B1日粮肉仔鸡生长性能、血 清指标及器官指数的影响[J].动物营养学报，2008，20（2）：146-151.

[15]丁丁.香菇多糖及其衍生物抑制AFB1合成及其抑制机理研究[D].陕西：西北农林科技大学，2013.

[16] 吴清华.茶叶中抑制黄曲霉毒素产生的组分及相关特性研究[D]. 陕西：西北农林科技大学，2013.