运动和饮食干预对脂肪甘油三酯水解酶的影响及其机制研究现状

刘桂 王晓慧

上海体育学院运动科学学院（上海 200438）

肥胖症是一种以脂类代谢紊乱为主的代谢性疾病，表现为体内脂肪细胞数量增多、体积增大，甘油三酯（triglyceride，TG）在脂肪细胞的过多堆积。肥胖可显著增加其相关疾病，包括2型糖尿病、冠心病、高血压、脂肪肝等的发生率，已成为严重威胁人类健康的公共卫生问题。运动和饮食控制是治疗肥胖的有效手段，可通过促进脂肪分解、利用，达到减脂的目的。2004年新发现的甘油三酯水解限速酶——脂肪甘油三酯水解酶（ATGL）对脂代谢、胰岛素抵抗、脂肪细胞分化有重要作用，成为当今肥胖研究的热点，并有可能成为治疗脂质代谢紊乱疾病的一个潜在靶点[1-5]。本文在介绍ATGL结构和功能的基础上，围绕运动和饮食干预对ATGL表达和活性的影响及其机制做一综述。

1 ATGL概述

ATGL的发现源于对激素敏感脂肪酶 （hormone sensitive lipase，HSL）基因敲除小鼠的研究。HSL是第1个被发现和克隆的脂肪酶，长期以来被认为是脂肪水解的限速酶。但HSL基因敲除小鼠并不出现肥胖、且体内出现大量甘油二酯的堆积[1]，提示HSL是甘油二酯的限速酶，应还有其它更关键的催化甘油三酯水解的脂肪酶。2004年Zimmermann[6]和Jenkins[7]等根据已知脂肪酶的特征性模序“GXSXG”和“α/β水解酶折叠式酯”搜索基因和蛋白数据库，几乎同时发现了一种新的存在于脂滴中的TG水解酶，分别命名为“adipose triglyceride lipase （ATGL）”和“calciumindependent phospholipase A2ζ （iPLA2ζ）”。不久，Villena等[8]也发现了这种蛋白质，命名为disnutrin。现普遍把该脂肪酶统一命名为脂肪甘油三酯水解酶（adipose triacylglyceride lipase，ATGL）， 它特异性水解TG为甘油二酯，是TG起始代谢的限速酶。

1.1 ATGL的结构和功能

小鼠ATGL基因定位在7F5染色体上，长约6 kb，含9个外显子，编码的蛋白质由486个氨基酸组成，分子量54 kD。人类ATGL基因位于1lp15.5染色体上，长度为6.32 kb，含有10个外显子，蛋白质分子量为56 kD，由504个氨基酸组成，与小鼠氨基酸序列同源性高达84%[2，9]。 ATGL的N端含有“α/β水解酶折叠式酯”结构域（特征是具有GXSXG序列）和“patatin”结构域（脂肪酶的特征性结构域），C端有富含疏水性氨基酸的结构序列，帮助其定位于脂滴表面[9，10]。

作为TG水解的第一步关键限速酶，ATGL的功能主要是将TG水解为甘油二酯。TG的水解是一个连续的过程：①TG在ATGL或HSL的作用下水解为甘油二酯和游离脂肪酸（但该作用主要由ATGL催化）；②甘油二酯在HSL的催化下水解为单酰甘油和游离脂肪酸；③单酰甘油在限速酶——单酰甘油脂肪酶（MGL）催化下分解成为甘油和游离脂肪酸[10]。脂肪酸释放入血，在骨骼肌等组织被氧化生成ATP，供组织利用。

ATGL基因敲除小鼠的出现使ATGL对体内脂肪分解的重要作用得到进一步证实。ATGL基因敲除小鼠出现肥胖，且其白色脂肪组织中的TG水解酶活性大幅下降，释放游离脂肪酸的水平下降75%[3]。心肌、骨骼肌、肝、附睾等多种组织中出现TG的堆积，特别是心脏，TG异常堆积导致小鼠因心力衰竭而死亡。由于血中游离脂肪酸含量下降，小鼠得不到足够的游离脂肪酸产热而出现对低温适应性的下降，由于寒冷而死亡[11]。ATGL除了影响TG水解之外，还影响糖代谢。 Huijsman等[4]的研究表明，ATGL基因敲除小鼠不仅血浆游离脂肪酸减少，且糖代谢增强，糖的利用增多，使肌肉和肝中的糖原储备显著降低，甚至耗竭，这可能是小鼠最大跑台速度和耐力运动时间分别减少42%和46%的原因。

Watt等[5]发现肥胖、胰岛素抵抗大鼠骨骼肌ATGL蛋白水平降低，若将降低的ATGL蛋白水平增加到瘦型苗条大鼠的ATGL水平，则TG水平下降。Turpin等[12]发现，ATGL在肝中过表达能降低小鼠脂肪肝的发生。

1.2 ATGL的表达

ATGL最先在脂肪细胞中被发现，后来发现其普遍存在于骨骼肌、心肌等许多非脂肪组织中。ATGL在小鼠白色和棕色脂肪组织表达最高，睾丸、心肌和骨骼肌次之，肝、脾、胸腺、肾脏、脑和肺组织也有低水平表达[9，10]。

Lee等[13]在对鸡的研究中有类似的发现，即ATGL在鸡的脂肪组织中高表达，在骨骼肌、心肌、肺、肝和肾脏中ATGL表达水平较低。

2 运动和饮食干预对ATGL的影响

2.1 运动对ATGL的影响

2.1.1 运动对脂肪组织ATGL表达的影响

脊椎动物体内能量主要以TG形式储存在脂肪细胞内脂滴中。当机体能量缺乏或运动时，TG水解生成游离脂肪酸（free fatty acids，FFA）和甘油，它们再被氧化分解释放能量。TG水解的调节对于维持机体能量平衡起着非常重要的作用。

与其它组织相比，ATGL在脂肪组织中的表达水平最高，特别是在成熟的脂肪细胞中高度表达。Ogasawara等[14]的研究发现，每周5次、持续9周的耐力跑台运动使大鼠脂肪细胞中ATGL mRNA和蛋白水平明显增加，从而促进TG水解，增加释放入血的游离脂肪酸，供骨骼肌等组织利用。

2.1.2 运动对骨骼肌ATGL表达的影响

骨骼肌是机体最重要的运动器官和能量代谢组织，骨骼肌中ATGL的含量直接关系到脂肪酸的处理及脂类物质的分解代谢。人类骨骼肌纤维分为I型和Ⅱ型，I型为慢肌纤维，Ⅱ型为快肌纤维。I型肌纤维的有氧氧化能力较高，在以糖和脂肪的有氧代谢方式提供能量的有氧运动过程中起主要作用。Jocken等[15]首次证实ATGL蛋白在人骨骼肌Ⅰ型肌纤维中有表达。Watt等[5]用小RNA干扰技术降低骨骼肌肌管中ATGL水平，导致TG水解酶活性降低，使骨骼肌内TG含量增加；而过表达ATGL则增强骨骼肌TG水解酶活性，促进游离脂肪酸的释放和氧化，证实了ATGL是骨骼肌中必不可少的TG水解酶。

Alsted等[16]的研究发现，8周耐力运动使人骨骼肌ATGL蛋白显著增加（约2倍），同时肌肉中的TG降低，血中游离脂肪酸明显增多。这说明运动有助于ATGL表达，有利于TG转化为游离脂肪酸，从而为机体提供能量。Stephenson等[17]研究发现，运动训练可以增加白色脂肪组织代谢，ATGL的上调提高了脂肪代谢速率，有利于骨骼肌细胞更多地分解脂肪供能，这可能与运动耐力增强有关。

2.2 饮食干预对ATGL表达的影响

2.2.1 禁食和重新喂食对脂肪和肝脏中ATGL表达的影响

已有一些研究证明，禁食能增加脂肪和肝脏中ATGL的表达，而重新喂食则降低ATGL表达，使其恢复到基础水平。Lee等[13]发现，母鸡孵蛋后，在进食前，脂肪组织的ATGL mRNA和蛋白表达立即增强。Nielsen等[18]研究了8名健康男子，结果发现72 h禁食后，其脂肪组织中ATGL蛋白水平显著增加44%。Serr等[19]发现，鸡和鹌鹑禁食后，不仅脂肪组织ATGL mRNA和蛋白水平显著增加，肝脏的ATGL mRNA和蛋白水平也增加。以上结果提示，禁食很可能通过增加脂肪组织中ATGL的表达，从而促进储存脂肪的分解来提供能量。重新喂食后，ATGL mRNA迅速降低，恢复至对照组水平；但ATGL蛋白水平降低较慢，鸡在重新喂食8 h后ATGL蛋白水平仍处于较高水平，鹌鹑则在重新喂食8 h后回到基础水平[19]。

2.2.2 高脂饮食对ATGL表达的影响

Gaidhu等[20]发现高脂饮食有利于ATGL表达。他们将8周龄雄性大鼠分为对照组和高脂组，两组大鼠摄取相同的热量，但对照组从脂肪中获得25%的能量，而高脂组从脂肪中获得60%的能量。喂食8周后发现，高脂组内脏和皮下脂肪的ATGL表达明显高于对照组，但儿茶酚胺诱导的ATGL水平在高脂组显著较少，表明高脂饮食增强基础水平的脂肪水解，而严重降低儿茶酚胺诱导的脂肪水解。此外，他们还发现高脂饮食降低HSL表达和活性，推测高脂饮食诱导的脂代谢紊乱是因为升高的ATGL增加了TG水解为甘油二酯的量；减少的HSL能使甘油二酯水解减少，导致甘油二酯在内脏和皮下脂肪的积聚。

3 运动和饮食干预调控ATGL的机制

3.1 运动调控ATGL的机制

3.1.1 激素和细胞因子的调控

目前多从激素、细胞因子、脂滴蛋白和转录因子的角度研究ATGL的调控机制。儿茶酚胺类物质和胰岛素是体内调控脂肪分解的两种最重要激素，前者促进脂肪分解，后者抑制脂肪分解。此外，肿瘤坏死因子α（TNFα）也促进脂肪分解。

儿茶酚胺主要包括肾上腺素和去甲肾上腺素，运动能显著促进肾上腺素和去甲肾上腺素分泌。它们与肾上腺素受体结合，通过cAMP-PKA通路磷酸化HSL和脂滴包被蛋白（perilipin），perilipin磷酸化后失去了对脂滴的保护作用，从而使ATGL水解TG（perilipin A是最主要的磷酸化蛋白，基础状态下perilipin A在脂滴表面形成一个屏障，阻止脂肪酶接触脂滴内的TG，抑制脂肪分解）。但儿茶酚胺对ATGL的影响与对HSL的不同，有研究发现ATGL不受儿茶酚胺的调控[21]。

运动显著降低血浆胰岛素水平，而外源补充胰岛素使耐力运动和不运动大鼠脂肪细胞的ATGL蛋白水平下降[14]。Narbonne等[22]的研究发现，胰岛素以时间和剂量依赖的方式抑制3T3-L1脂肪细胞ATGL mRNA表达。进一步研究发现，胰岛素可通过PI3K和p70S6激酶下调ATGL表达。因此，运动时ATGL mRNA水平增加至少部分是通过降低胰岛素水平实现的。其研究还发现，TNFα也能以时间和剂量依赖性的方式抑制3T3-L1细胞ATGL mRNA表达。但TNFα降低ATGL mRNA表达与其促进脂肪水解的作用矛盾，目前认为可能是mRNA水平和蛋白水平、活性不一致造成的。

3.1.2 PPARγ上调ATGL mRNA和蛋白表达

过氧化物增殖因子活化受体γ（peroxisome proliferative activated receptor-γ，PPARγ）是核受体超家族的PPAR成员之一。PPARγ调节脂肪代谢有很多方面，包括脂蛋白代谢、游离脂肪酸氧化和脂肪细胞分化等。在体和离体实验都证实，PPARγ具有上调ATGL mRNA和蛋白的作用，ATGL是PPARγ的靶分子。在3T3-L1细胞中，PPARγ激动剂噻唑烷二酮（TZD）以剂量和浓度依赖的方式增加ATGL mRNA和蛋白表达；在在体水平，PPARγ的激动剂格列酮增加正常体重和肥胖大鼠 （包括高脂饮食或瘦素缺乏导致肥胖）白色和棕色脂肪组织中ATGL mRNA和蛋白水平[23]。Ogasawara等[14]发现，格列酮可进一步增加运动组大鼠脂肪组织ATGL的蛋白表达。Narbonne等[22]研究认为，TNFα下调ATGL mRNA表达的作用很可能是通过下调PPARγ实现的。而Petridou等[24]的研究发现，耐力运动不改变大鼠肝脏、腓肠肌、附睾脂肪和皮下脂肪中PPARγ的蛋白水平，但增加附睾脂肪和皮下脂肪中PPARγ的DNA结合活性。

3.1.3 脂滴蛋白CGI-58活化ATGL

比较基因鉴定蛋白 （comparative gene identification-58，CGI-58）属于“α/β水解酶折叠式酯”家族蛋白。CGI-58主要表达于睾丸和脂肪组织，分子量为40 kD，由349个氨基酸蛋白组成。CGI-58本身并没有脂解活性，但可以活化ATGL。CGI-58能将小鼠ATGL的活性提高20倍，人ATGL的活性提高约5倍。基础条件下，CGI-58与perilipin A紧密结合于脂滴表面，运动和饮食刺激后PKA磷酸化perilipin A，perilipin A与CGI-58分离，CGI-58与脂滴表面的ATGL结合，活化ATGL[2，9]。 Ogasawara 等[14]的研究发现，耐力运动上调ATGL表达的同时，大鼠脂肪细胞的CGI-58也上调，且与ATGL的上调有关。

3.2 饮食干预调控ATGL的机制

Villena等[8]发现，禁食后ATGL mRNA增加的机制与糖皮质激素有关。Nielsen等[18]发现，72 h禁食增加人脂肪组织中ATGL蛋白水平的同时，G0/G1开关基因2 （G0/G1 switch gene 2，GOS2）mRNA和蛋白水平显著降低（分别降低了56%和54%）。GOS2是肝脏、脂肪组织中PPARγ的靶分子[25]。24 h禁食后禽类GOS2表达显著降低[26]。对Hela细胞的研究表明，GOS2是ATGL的抑制子，它对ATGL的抑制作用不依赖ATGL与CGI-58的作用。用异丙肾上腺素（一种β肾上腺素受体激动剂）或胰岛素短期处理3T3-L1细胞，对ATGL、GOS2无显著影响，但长期作用后，可调控ATGL、GOS2的表达[27]。以上结果都支持ATGL是人或动物在某些生理情况下，如禁食时脂肪分解的一个重要的长期调控因素这一观点。

4 总结

综上所述，ATGL及其调控研究已受到广泛关注。ATGL在脂肪、骨骼肌的脂代谢中发挥重要作用。有氧运动和饮食干预能通过上调ATGL表达起到促进脂代谢的作用，并进一步影响胰岛素抵抗、糖尿病的发生和发展。对其调节机制的研究发现，儿茶酚胺类物质、胰岛素、RRAPγ、CGI-58和GOS2在其中发挥重要作用。

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