胎儿基因程序在心脏疾病中的转化及影响

李一飞 华益民 周开宇

·综述·

胎儿基因程序在心脏疾病中的转化及影响

李一飞1,2华益民1,3周开宇1,3

随着分子生物学的进展，人们对于心脏疾病的分子生物学认识逐步加深。在众多类型的心脏疾病中，如缺血性心脏病、高血压、瓣膜功能障碍和心肌病等，通常可观察到心肌肥厚和病理性心脏重塑。当这种病理性重塑进展到一定程度时，则易发生心力衰竭并导致心源性猝死；而在心脏重塑过程中，多种重要的心脏功能相关分子表达发生改变，如脂肪酸、葡萄糖代谢相关的酶、肌钙蛋白和肌球蛋白重链(MHC)等[1～3]，并直接影响心脏功能。

病理性重塑往往归因于生物化学因素的刺激，这包括力学应力改变、压力或容量负荷过载、活性氧自由基(ROS)损伤、细胞因子和神经递质的异常释放[4,5]。上述刺激都能激活固有的心肌细胞内调控网络，同时协同众多转录调控因子、小分子RNA(microRNA)、染色质重塑复合物及组蛋白去乙酰化酶(HDAC)等的改变，最终导致代谢酶学、收缩蛋白表达异常，并最终完成心脏重塑[1,6～8]。这种在心肌肥厚以及心力衰竭等病理过程中观察到的基因程序改变，与胎儿时期心脏发育及功能整合时的基因时序表达相类似，故将这种成人期在心脏病理状态中发生的分子表型转变称为“重返胎儿基因程序”[9,10]。

1 胎儿和成人心脏代谢相关基因程序

胎儿心脏对于长链脂肪酸的氧化能力有限[11]，与成人心脏代谢方式不同的是，其以糖类物质代谢为主，尤其是乳酸盐和葡萄糖，这些物质是ATP合成的直接底物。以糖类为主的代谢模式使得胎儿心脏在宫内低氧环境中能提供相对足够的能量；同时由于其代谢产物可以直接参与ATP的合成，可以保证在其受到刺激时快速响应[12]。由于出生后暴露于高氧浓度的环境，并且随着发育进度血液动力学负荷逐渐增加，同时伴随发育环境的不断改变，心脏对于能量代谢的需求也在发生相应转变。

对于胎儿心脏而言，出生所导致的生存环境的改变是促使其由胎儿基因程序向成人基因程序转变的决定性因素[13]。虽然出生后极短时间内糖酵解仍然为主要代谢方式，但其已经不能继续适应出生后的高氧状态及快速增加的心脏负荷，使心肌细胞在出生24 h内处于“饥饿”状态，血浆中胰高血糖素水平快速增加和胰岛素水平迅速下降至极低浓度的范围内，从而使心脏快速适应脂肪酸代谢[14]，并最终完成从乳酸和葡萄糖代谢向脂肪酸代谢转变，过度到成人代谢模式。这一过程伴随着相应酶学、代谢途径和交换机制的变化，共同完成胎儿基因程序向成人基因程序的转变。

鉴于胎儿与成人代谢相关基因程序的不同，糖原在成年心肌细胞中仅占约2%体积，而在胎儿心肌细胞中则高达30%，可见糖原在心脏发育中的重要作用。在敲除糖原合成酶(GS)的小鼠模型中，90%的胚胎死亡或出现严重的心脏畸形[15]。Scholz等[16]研究表明，与胎儿期研究结果相反，出生后成人心肌细胞为适应心脏负荷增加，线粒体和肌浆网只贮存少量糖原。Lehman等[17]研究表明，出生后机体环境由缺氧状态迅速转变为富氧状态的调控机制，包括核受体过氧化物酶体增殖物激活受体α(PPAR-α)及PPAR-γ共激活因子1(PGC-1α)的激活。PPAR-α由长链脂肪酸激活，并参与多种与脂肪酸的摄取及氧化相关基因的调控，同时PPAR-α也是心脏代谢底物转录调节的关键因素。另一方面PGC-1α促进线粒体生物合成功能并同时进一步激活PPAR-α，导致肌肉肉碱棕榈酰转移酶Ⅰ(mCPT Ⅰ)的上调，并促进相关靶基因的活化。

2 胎儿/成人收缩蛋白表型相关基因程序

多种心肌收缩表型蛋白在围生期同样完成了从胎儿基因程序到成人基因程序的转变。MHC作为肌浆网中重要的功能结构，被认为是一种分子马达[18]。在哺乳动物心肌组织中，特异表达2种肌球蛋白重链亚型，分别为α-肌球蛋白重链 (α-MHC)和β-MHC，α-MHC对于ATP的水解能力较β-MHC强，更有利于出生后前后负荷快速增加时心功能的实现。这2种亚型的比例直接关系到心肌的机械效能和收缩效率。β-MHC是胎儿时期的主要表型，而α-MHC则在出生后迅速表达，并成为主要表型[19]。

除MHC之外，肌钙蛋白I和肌钙蛋白T在心脏结构蛋白的表型转换中同样具有重要意义[20]。在心肌细胞中，肌钙蛋白I有2种表型，分别为心脏肌钙蛋白I(cTnI)和慢速骨骼肌肌钙蛋白(ssTnI)。在胎儿时期，心脏中以ssTnI为主要表型，并协同多种蛋白共同完成胎儿期心脏的功能，在出生之后，ssTnI逐步被cTnI所取代，完成成人表型转变[21]。Huang等[22]的研究结果显示，在cTnI敲除的小鼠模型中，虽然胎鼠在妊娠期可以保持正常的生长发育，但由于cTnI表达的缺失，导致其不能适应出生后的环境及快速增加的心脏负荷，多数于出生后14 d内死亡。这说明胎儿基因程序和成人基因程序的转变在心脏正常的发育和成熟中具有重要意义。同时肌钙蛋白T也具有胎儿表型(fTnT)及成人表型(aTnT)，其表达及转换特征与肌钙蛋白I相似。

与心脏的代谢程序一样，多种机制也参与出生前后心脏收缩蛋白表型的调控，包括GATA4、NFAT、Csx/Nkx2.5、SRF、MEF2、Hand1/ 2、YY-1和Smad等调控因子[23]；同时以Brg-1为主体的SWI/SNF染色质调控复合物及部分HDACs也参与其中。在胎鼠心脏中，β-MHC基因的表达受到NKX-2.5、MEF-2C、GATA-4、GATA-5和GATA-6的严格调控。Hang等[8]发现Brg-1在胎儿期处于高表达水平，从而在维持β-MHC表达的同时抑制α-MHC表达；在出生后Brg-1表达下降，从而促使MHC从胎儿表型向成人表型转变。YY-1作为具有多重功能及作用的转录调控因子，其对于MHC及肌钙蛋白都具有调控作用。Sucharov等[24,25]研究表明YY-1在未分化成熟的H9C2细胞中具有促进α-MHC表达的作用，而在分化成熟的H9C2细胞中则具有抑制α-MHC表达的作用；同时Nan等[26]研究证实YY-1在新生胎鼠心肌细胞中具有抑制ssTnI的作用，协助心脏完成相应的表型转换，所以YY-1的差异性表达对于正常生理状态下的表达转化具有重要意义。而HDAC1、HDAC2和HDAC5也参与其中，协同转录调控因子以及染色质复合物完成相应功能[8,25]。而MicroRNA对于成人表型表达起负性调节作用，出生后其表达逐步下降，解除对成人表型的抑制作用，完成胎儿表型向成人表型转变的过程[27]。通过以上多种精确且协调的调控作用，使得收缩蛋白表型在出生前后发生转变，以适应不同生命时期心脏的生理需求。

3 重返胎儿基因程序

成人心脏在受到多种应激或应力刺激时，如心脏负荷过载、负荷缺失、心肌缺血、甲状腺功能减退及系统性代谢障碍，可通过重塑其代谢特性及收缩蛋白表型加以响应。葡萄糖转运蛋白1(GLUT1)、GLUT4、丙酮酸脱氢酶激酶2(PDK2)、肌肉糖原合酶(MGS)、MCPT-Ⅰ、中链酰基辅酶A脱氢酶(MCAD)和乙酰辅酶A羧化酶(ACC)的转录水平在出生后逐步升高，以保证成人心脏能在较高压力负荷时完成相应收缩与舒张功能，并维持与之相匹配的代谢模式；然而心脏处于病理状态时，上述代谢基因的表达下降，使代谢相关基因程序向胎儿表型转化[28]。Sack等[29]研究表明，在心脏肥大小鼠模型中，DNA结合活性与核内基因表达抑制因子，如特异性蛋白1/3(SP1/3)和鸡卵清蛋白上游启动子转录因子(COUP-TF)表达水平与胎鼠心脏表达水平相似，有效抑制成人基因程序的表达。这些基因的改变使心脏重返胎儿基因程序并激活葡萄糖代谢，使得处于病理状态下的心脏可以保持相对更好的能量利用率。

在心脏重塑过程中，不同肌球蛋白表型与肌钙蛋白表型间的比例发生改变以维持恰当的心肌收缩功能。在压力/容积超负荷大鼠模型中，现有多项研究证实α-MHC表达降低，而β-MHC表达相对升高，β-MHC/α-MHC比例增加，即收缩力更强的α-MHC表型受到抑制，对心肌收缩力和心输出量产生重大影响[30,31]。同样在肌钙蛋白的研究中显示，在心力衰竭或心肌肥大的大鼠/小鼠模型中，都可以观察到胎儿表型ssTnI与fTnT再次激活，同时成人表型cTnI与aTnT表达下降，出现胎儿表型/成人表型比例增加而影响心功能[32]。

心脏处于病理状态时，前述调控机制如代谢酶、调控因子和染色质调控复合物都将发生改变，共同调控相关代谢与收缩蛋白表型重返胎儿基因程序。体内和体外研究表明限制葡萄糖的摄取可有效抑制压力负荷过大而导致的心脏肥大，并抑制胎儿表型的激活。葡萄糖影响基因表达的机制可能是通过特异性转录因子的糖基化。谷氨酰胺果糖-6-磷酸酰胺转移酶(GFAT)能激活氨基己糖的生物合成途径和UDP-N-乙酰氨基葡糖的生物合成，并提高蛋白质糖异生效率。Young等[33]研究表明主动脉缩窄的大鼠模型中UDP-N-乙酰氨基葡糖在心肌细胞内的水平明显提升，并伴随GFAT2的激活，进而激活胎儿基因程序。该研究还证明，糖基化可以增加转录因子Sp1表达，促进重返胎儿基因程序[33]。同时多项研究证明，MEF2、NFAT、GATA4等转录调控因子的异常改变将抑制胎儿基因程序回归进程。Lin等[34]通过NFAT敲除小鼠模型证实，在NFAT表达缺失的心脏处于压力负荷过载时并不会出现心肌肥大。同样Pereira等[35]通过MEF2敲除小鼠模型证实，缺失MEF2C表达的心脏对于压力负荷同样无反应，并未重返胎儿基因程序。除此以外，多种HDAC参与收缩蛋白表型的调控，在给予HDAC抑制剂的小鼠模型中出现心肌肥大；研究认为HDAC可以协同多种转录调控因子，如MEF2、SRF及YY-1等实现抑制胎儿基因程序，并且可以促进心肌细胞对于脂肪酸的利用和氧化分解，避免过度糖异生的出现[36]。Sucharov等[37]发现在心肌肥大或心力衰竭的心脏中，观察到YY-1表达上升，并在分化完成的心肌细胞中起到抑制成人基因程序，重启胎儿基因程序的作用。Hang等[8]研究证实Brg-1在病理状态心脏中表达上调，并有效抑制α-MHC等成人基因程序的表达，且超过基线水平1.45倍时，则认为进展为病理状态。

4 胎儿基因程序对心脏的保护作用

尽管胎儿基因程序的激活是心脏处于病理状态时的一种代偿机制，但这种重返胎儿基因程序的改变可能更有利于适应病理状态下的心脏功能。如前所述，富余的糖原储存可以有效提高心肌生存时间，胎儿基因程序的激活将导致心肌细胞中糖原进一步聚集，并使缺氧诱导因子1α(HIF-1α)表达上调，伴随GLUT4、mCPT-1和PPARα表达下调，加速脂肪代谢向葡萄糖代谢的转变；同时SERCA2a表达协同下调，进一步保护心肌细胞避免低氧损伤[31]。其中机制包括：细胞内游离的葡萄糖转化为糖原以使其免受过量的糖基化蛋白的毒性影响[38]；其次从脂肪酸高氧代谢状态切换到葡萄糖低氧代谢状态以维持心肌细胞在心力衰竭或心肌肥大时的供能；并且糖酵解及葡萄糖乳酸转化可以作为ATP的来源并维持多种离子通道功能。故心肌细胞在病理状态下重启胎儿代谢基因程序，可避免由于“能源短缺”而导致收缩功能障碍，从而减少心肌细胞的凋亡或坏死[39]。

在收缩蛋白表型转换方面，由于病理状态下存在肌浆网损伤，并伴随YY-1及Brg-1等抑制成人收缩蛋白表型的转录调控因子的激活，将导致α-MHC、cTnI和aTnT表达受限，进而导致心肌收缩功能下降[40]。心肌细胞则可以通过抑制SRF，重新激活GATA4、MEF2，从而使心肌细胞收缩蛋白表型重返胎儿基因程序，即重新激活β-MHC、ssTnI和fTnT以弥补α-MHC、cTnI和aTnT表达下调而导致的收缩力缺陷；但必须指出的是，由于胎儿表型对于ATP的利用能力较低，依然无法满足心肌收缩的正常生理要求。由于胎儿表型较成人表型更易于激活，不少研究都希望通过更大程度的激活β-MHC、ssTnI、fTnT，以完成病理状态下的心肌细胞收缩代偿。Sucharov等[24,25]研究显示在特定环境下可以一定程度激活α-MHC，这使得有效调控成人表型似乎成为可能，并为心力衰竭的治疗提供了一条新思路。

一旦心肌细胞代偿机制不能够继续维持细胞稳态、能量代谢需求，以及收缩功能协同基因表达的失衡，则触发程序性细胞死亡；即能量产生(代谢功能)和能量消耗(收缩功能)两种途径的代偿机制不能继续维持，则将打破心肌细胞相应的稳态，最终进展为器官衰竭。

5 胎儿心脏疾病的成人基因模式

在成人心脏疾病中，胎儿基因程序的激活既是心脏病理状态的一种标志物，也是其功能的一种代偿机制。随着近些年来生物医学模式的快速转变以及产前诊断技术的不断进步，罹患疾病胎儿已经进入临床医生视野，成为新的患者群体。高龄孕产妇、人工助孕技术等诸多因素造成的高危妊娠及高危儿的比重逐年增大，目前对于罹患疾病胎儿的认同度及进行宫内治疗的接受度越来越高。故本研究团队在国内率先进行胎儿心力衰竭/心律失常临床治疗探索[41]。但目前尚缺乏对于胎儿心力衰竭的代偿机制和相关分子生物学研究，又由于胎儿期的心肌细胞尚处于未完全分化状态，其在基因表达乃至表型转换的调控方式不能直接参照成人心脏疾病的理论。通过前期本课题组建立的胎儿心力衰竭大鼠模型[42]，发现在胎儿心力衰竭状态下α-MHC表达增高，表明成人基因程序被提前激活，这与成人期的心脏疾病的代偿机制相反。所以通过胎儿期与成人期心脏疾病的比较研究可以进一步充分阐释胎儿基因程序与成人基因程序转化的关系，以针对不同时期的疾病制定更为有效的治疗策略。

6 总结

虽然目前部分研究认为胎儿基因程序对于成年期的心脏而言是有害的，而且胎儿基因程序的激活可以作为心功能下降的生物学标志物；但也需要指出的是胎儿基因表达的重启是一种自适应的过程及心肌细胞的代偿机制，并在一定程度上弥补成人型收缩蛋白表型下降时对心功能的影响；并且重返胎儿代谢模式可以促进心肌细胞对于葡萄糖的代谢，以在病理性缺氧状态下提供能量代偿。这种胎儿基因程序与成人基因程序间转换的过程与延长心肌生存时间或破坏心肌细胞稳态的关系，还需要从更深层次的机制调控层面进行阐释。而本课题组在胎儿心力衰竭大鼠模型中也首次阐释了胎儿心脏疾病时的成人基因程序的激活，但是这种提前表达的利弊还不清楚，故之后的研究可以结合胎儿/成人心脏疾病时基因的差异性表达寻找相关的调控机制，为胎儿/成人心脏疾病的针对性治疗提供相应的理论依据。

[1] Sucharov C, Bristow MR, Port JD. miRNA expression in the failing human heart: functional correlates. J Mol Cell Cardiol, 2008, 45(2): 185-192

[2] Mehrotra A, Joe B, de la Serna IL. SWI/SNF chromatin remodeling enzymes are associated with cardiac hypertrophy in a genetic rat model of hypertension. J Cell Physiol, 2013, 228(12): 2337-2342

[3] Mariner PD, Luckey SW, Long CS, et al. Yin Yang 1 represses alpha-myosin heavy chain gene expression in pathologic cardiac hypertrophy. Biochem Biophys Res Commun, 2005, 326(1): 79-86

[4] van Rooij E, Sutherland LB, Liu N, et al. A signature pattern of stress-responsive microRNAs that can evoke cardiac hypertrophy and heart failure. Proc Natl Acad Sci U S A, 2006, 103(48): 18255-18260

[5] Towbin JA, Bowles NE. The failing heart. Nature, 2002, 415(6868): 227-233

[6] Dirkx E, da Costa Martins PA, De Windt LJ. Regulation of fetal gene expression in heart failure. Biochim Biophys Acta, 2013, 1832(12): 2414-2424

[7] Kessler-Icekson G, Barhum Y, Schaper J, et al. ANP expression in the hypertensive heart. Exp Clin Cardiol, 2002, 7(2-3): 80-84

[8] Hang CT, Yang J, Han P, et al. Chromatin regulation by Brg1 underlies heart muscle development and disease. Nature, 2010, 466(7302): 62-67

[9] Rajabi M, Kassiotis C, Razeghi P, et al. Return to the fetal gene program protects the stressed heart: a strong hypothesis. Heart Fail Rev, 2007, 12(3-4): 331-343

[10] Taegtmeyer H, Sen S, Vela D. Return to the fetal gene program: a suggested metabolic link to gene expression in the heart. Ann N Y Acad Sci, 2010, 1188:191-198

[11] Bartelds B, Knoester H, Smid GB, et al. Perinatal changes in myocardial metabolism in lambs. Circulation, 2000, 102(8): 926-931

[12] Goodwin GW, Taylor CS, Taegtmeyer H. Regulation of energy metabolism of the heart during acute increase in heart work. J Biol Chem, 1998, 273(45): 29530-29539

[13] Smith R. Parturition. N Engl J Med, 2007, 356(3): 271-283

[14] Hay WW Jr. Strategies for feeding the preterm infant. Neonatology, 2008, 94(4): 245-254

[15] Pederson BA, Chen H, Schroeder JM, et al. Abnormal cardiac development in the absence of heart glycogen. Mol Cell Biol, 2004, 24(16): 7179-7187

[16] Scholz TD, Koppenhafer SL, tenEyck CJ, et al. Ontogeny of malate-aspartate shuttle capacity and gene expression in cardiac mitochondria. Am J Physiol, 1998, 274(3 Pt 1): C780-788

[17] Lehman JJ, Barger PM, Kovacs A, et al. Peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator-1 promotes cardiac mitochondrial biogenesis. J Clin Invest, 2000, 106(7): 847-856

[18] Castellani C, Vescovo G, Ravara B, et al. The contribution of stem cell therapy to skeletal muscle remodeling in heart failure. Int J Cardiol, 2013, 168(3): 2014-2021

[19] Lahmers S, Wu Y, Call DR, et al. Developmental control of titin isoform expression and passive stiffness in fetal and neonatal myocardium. Circ Res, 2004, 94(4): 505-513

[20] Liu J, Du J, Zhang C, et al. Progressive troponin I loss impairs cardiac relaxation and causes heart failure in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2007, 293(2): H1273-1281

[21] Du J, Nan C, Huang JJ, et al. Functional characterization of mouse fetal TnI gene promoters in myocardial cells. J Biomed Sci, 2008, 15(5): 605-613

[22] Huang X, Lee KJ, Riedel B, et al. Thyroid hormone regulates slow skeletal troponin I gene inactivation in cardiac troponin I null mouse hearts. J Mol Cell Cardiol, 2000, 32(12): 2221-2228

[23] Akazawa H, Komuro I. Roles of cardiac transcription factors in cardiac hypertrophy. Circ Res, 2003, 92(10): 1079-1088

[24] Sucharov CC, Dockstader K, McKinsey TA. YY1 protects cardiac myocytes from pathologic hypertrophy by interacting with HDAC5. Mol Biol Cell, 2008, 19(10): 4141-4153

[25] Sucharov CC, Langer S, Bristow M, et al. Shuttling of HDAC5 in H9C2 cells regulates YY1 function through CaMKIV/PKD and PP2A. Am J Physiol Cell Physiol, 2006, 291(5): C1029-1037

[26] Nan C, Huang X. Transcription factor Yin Yang 1 represses fetal troponin I gene expression in neonatal myocardial cells. Biochem Biophys Res Commun, 2009, 378(1): 62-67

[27] van Rooij E, Liu N, Olson EN. MicroRNAs flex their muscles. Trends Genet, 2008, 24(4): 159-166

[28] Razeghi P, Young ME, Alcorn JL, et al. Metabolic gene expression in fetal and failing human heart. Circulation, 2001, 104(24): 2923-2931

[29] Sack MN, Disch DL, Rockman HA, et al. A role for Sp and nuclear receptor transcription factors in a cardiac hypertrophic growth program. Proc Natl Acad Sci U S A, 1997, 94(12): 6438-6443

[30] James J, Hor K, Moga MA, et al. Effects of myosin heavy chain manipulation in experimental heart failure. J Mol Cell Cardiol, 2010, 48(5): 999-1006

[31] Sharma S, Taegtmeyer H, Adrogue J, et al. Dynamic changes of gene expression in hypoxia-induced right ventricular hypertrophy. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2004, 286(3): H1185-1192

[32] Kim SH, Kim HS, Lee MM. Re-expression of fetal troponin isoforms in the postinfarction failing heart of the rat. Circ J, 2002, 66(10): 959-964

[33] Young ME, Yan J, Razeghi P, et al. Proposed regulation of gene expression by glucose in rodent heart. Gene Regul Syst Bio, 2007, 1:251-262

[34] Lin Z, Murtaza I, Wang K, et al. miR-23a functions downstream of NFATc3 to regulate cardiac hypertrophy. Proc Natl Acad Sci U S A, 2009, 106(29): 12103-12108

[35] Pereira AH, Clemente CF, Cardoso AC, et al. MEF2C silencing attenuates load-induced left ventricular hypertrophy by modulating mTOR/S6K pathway in mice. PloS One, 2009, 4(12): e8472

[36] Marks PA. Histone deacetylase inhibitors: a chemical genetics approach to understanding cellular functions. Biochim Biophys Acta, 2010, 1799(10-12): 717-725

[37] Sucharov CC, Mariner P, Long C, et al. Yin Yang 1 is increased in human heart failure and represses the activity of the human alpha-myosin heavy chain promoter. J Biol Chem, 2003, 278(33): 31233-31239

[38] Dewald O, Sharma S, Adrogue J, et al. Downregulation of peroxisome proliferator-activated receptor-alpha gene expression in a mouse model of ischemic cardiomyopathy is dependent on reactive oxygen species and prevents lipotoxicity. Circulation, 2005, 112(3): 407-415

[39] Depre C, Taegtmeyer H. Metabolic aspects of programmed cell survival and cell death in the heart. Cardiovasc Res, 2000, 45(3): 538-548

[40] Papait R, Greco C, Kunderfranco P, et al. Epigenetics: a new mechanism of regulation of heart failure? Basic Res Cardiol, 2013, 108(4): 361

[41] Zhou K, Zhou R, Zhu Q, et al. Evaluation of therapeutic effect and cytokine change during transplacental Digoxin treatment for fetal heart failure associated with fetal tachycardia, a case-control study. Int J Cardiol, 2013, 169(4): e62-64

[42] Li Y, Fang J, Zhou K, et al. Evaluation oxidative stress in placenta of fetal cardiac dysfunction rat model and antioxidant defenses of maternal vitamin C supplementation with the impacts on p-glycoprotein. The journal of obstetrics and gynaecology research, 2014. In press

(本文编辑：张萍)

国家自然科学基金：81070136，81270226；长江学者和创新团队发展计划：IRT0935

1 四川大学华西第二医院儿童心血管科；2 四川大学华西临床医学院；3 妇儿疾病与出生缺陷教育部重点实验室 成都，610041

周开宇，E-mail：kaiyuzhou313@163.com

10.3969/j.issn.1673-5501.2014.03.014

2014-03-20

2014-05-12)