染色体基因芯片分析在临床遗传病诊断中的应用和结果解读

王慧君 Bi Weimin 吴冰冰 周文浩 Cheung Sau W

·综述·

染色体基因芯片分析在临床遗传病诊断中的应用和结果解读

王慧君1Bi Weimin2吴冰冰1周文浩1Cheung Sau W2

染色体基因芯片分析(CMA)是指在所有芯片基础上的基因组CNV分析，包括基于寡核苷酸芯片的比较基因组杂交(aCGH)和基于SNP的基因分型芯片[7]。 CMA技术提供了一种高分辨率、全基因组范围，检测染色体拷贝数不平衡改变的方法。CMA通过检测来自人体血液及组织的DNA样本(包括活检组织、来自胎儿的DNA成分等)，可提供整个基因组染色体的变异结果，其检测通量和灵敏度，远远高于核型分析和荧光原位杂交(FISH)等技术。

目前很多国外的实验室已经将CMA作为临床检测原因不明的DD、ASD和多发先天异常(MCA)的首选技术。这些细胞遗传学检测中最常见的疾病在人群中的发病率较高，如DD的发病率约为3%[8]，ASD的发病率为1∶150[9]。大部分这类患者的临床表现和常规检查难以明确是否为遗传性或非遗传性因素导致，而常规核型分析往往也不能发现异常。CMA比传统的染色体分析方法更敏感，常规核型分析的检出率约为3%，而 aCGH的检出率可达15%～20%。CMA除了能够检测常规核型分析可发现的唐氏综合征、大的染色体缺失/扩增等外，还可以检测到常规核型分析不能发现的染色体微缺失/扩增，为临床医生提供更为详细和明确的染色体诊断结果[10]。

Miller等[10]整理了21 698例CMA检测结果，将他们的经验总结为共识声明发表在2010年5月的《美国人类遗传学杂志》上，建议将CMA作为临床检测原因不明的DD、ASD和MCA的首选技术。Hochstenbach等[11]总结了36 325例DD病例的CMA检测结果，发现致病性CNV的检出率为19%，建议将CMA作为此类疾病的首选检测方法。Shen等[12]对ASD患儿进行CMA检测，其结论同样也建议将CMA作为儿童ASD的首选检测技术。随着CMA在临床遗传学上的广泛应用，其技术日臻成熟。2010年10月，美国医学遗传学与基因组学学会(American College of Medical Genetics and Genomics，ACMG)发表了CMA的临床应用指南[13]，并于2011年发布了更为详细的CMA技术和结果解读指南[14,15]。

1 常见基因组病及其发生机制

虽然CNVs遍布整个基因组，但基因组的一些特殊区域更容易发生重排，导致基因组病，如低拷贝重复序列(LCRs) 或阶段性重复区域[16]。 LCRs 可以通过非等位基因同源重组(NAHR)机制，介导重复发生的(再发的)基因组重排，其缺失/扩增的片段大小和断裂点在不同病例中均相同。本文整理了常见的、再发的、基因组重排导致的基因组病，包括染色体位置、致病基因、临床主要症状、缺失/扩增片段长度、在线人类孟德尔遗传数据库(OMIM)号和主要参考文献的PubMed唯一标识码(PMID)供参考,表1显示了再发的重排导致的44种基因组病。在临床以DD为主要表现病例的CMAs检测结果中，常见的再发的CNVs区域主要包括22q11.21和15q11-13等[17]。如常见的DiGeorge综合征(DGS)，发病率高达1/2 000，主要临床表现为DD、智力低下和先天性心脏病。绝大多数DGS患者携带染色体22q11.2区域3 Mb或1.5 Mb的微缺失和微扩增，但后者较为罕见[18,19](图1A)。

非重复发生(非再发)的基因组重排也可导致基因组病。非再发的基因组重排片段大小、断裂点位置在不同个体中均不相同(表2)。此类重排的发生可通过一些复制机制，如微同源序列介导的断裂点诱导复制机制(MMBIR) 和复制叉停滞与模板交换机制(FoSTeS)[20,21]。 例如染色体17p13.3微缺失，主要覆盖PAFAH1B1(LIS1)和YWHAE基因 ， 可导致以面容畸形和无脑回等为特征的Miller-Dieker综合征[22](图1B) 。而CHARGE综合征 (OMIM #214800)，可因整个CHD7基因或部分基因的缺失引起，表现为心血管异常，虹膜缺损和面部不对称等先天异常[23]。

2 CNV导致临床表型的分子机制解释

2.1 剂量效应 染色体微缺失或微扩增引起临床表型最常见的机制是改变该区域剂量敏感基因(dosage-sensitive gene)的拷贝数[24,25](图2A)。当剂量敏感基因发生缺失时，仅有一个等位基因编码蛋白质引起编码的总蛋白质减少50%，导致出现临床表型，称为单倍剂量不足(haploinsufficiency)，即编码的蛋白量减少，不足以维持该蛋白的正常功能[7]。相反，当基因发生扩增，基因表达水平增高，合成更多蛋白，导致蛋白构成总量增加。已知的导致基因组病的剂量敏感基因包括：Rubinstein-Taybi综合征的CREBBP基因[26]、Angelman 综合征的UBE3A基因[27]、Alagille 综合征的JAG1基因[28]、Rett 综合征的MECP2 基因[29]、Sotos 综合征的NSD1基因[30]、Smith-Magenis综合征的RAI1基因[31]和CHARGE综合征的CHD7基因[24]等。与单基因病不同，基因组缺失或扩增区域可包含多个剂量敏感基因(图1B)。

剂量敏感基因在扩增时也可能有表型[32]。同一基因的缺失或扩增可能引起不同的基因组病。如外周髓鞘蛋白22(PMP22)剂量改变导致两种周围神经疾病，腓骨肌萎缩症(CMT1A)和遗传性压力敏感性周围神经病(HNPP)。PMP22基因所在区域的1.4 Mb的杂合扩增(PMP22过表达)导致CMT1A，而该区域的杂合缺失(低表达或单倍剂量不足)则导致HNPP[33]。

2.2 位置效应 此类的特点是已明确致病基因，但检测不到致病基因的突变或CNV，而与疾病表型相关的染色体结构异常发生在致病基因之外[34](图2B)。染色体的缺失、易位等导致调控元件破坏或与转录基因分离，从而使其调控的基因表达异常，是该类遗传病发生的根本原因[35]。CNV断裂点引起的位置效应，甚至可发生在受影响基因的上游或下游1 Mb之外。染色体11p13区域的PAX6基因的单倍剂量不足可导致虹膜缺损(Aniridia,MIM106210) 和眼发育异常[36]。在该基因编码区没有突变的病例中，通过体外转录调控研究，证实了散布在PAX6反方向的ELP4基因内含子的调控元件，可通过组织特异性的顺式调控作用，影响PAX6基因表达[34]。在2例11p13缺失病例中发现，缺失位于PAX6基因3′远程调控元件11 kb之远[35]。染色体Xp21.2区域剂量敏感基因NR0B1缺失导致编码的DAX1蛋白质减少，引起先天性肾上腺发育不全。Smyk等[37]描述1例21岁患者(46,XY)，具原发闭经，不成熟子宫，生殖器发育不良，肾上腺功能不全等。此例患者核型为46,XY，在NR0B1基因上游11 kb发现一处257 kb的缺失，导致位置效应，出现类似NR0B1 扩增的结果，引起性发育不全和女性表型。

注：OMIM：在线人类孟德尔遗传数据库编号；PMID:PubMed唯一标识码；1)CHARGE：虹膜缺损，心脏缺陷，后鼻孔闭锁，生长发育迟滞，生殖器异常，耳异常；2)WAGR：Wilms瘤，虹膜缺损，生殖器异常，智力发育迟缓

2.4 暴露隐性基因(unmasking recessive allele)或功能性多态性(functional polymorphism)染色体缺失，伴半合子同源臂的隐性突变表达，或者其表达与该同源臂的某功能性多态性相关(图2E)。Sotos 综合征是染色体5q35连续缺失综合征(NSD1等基因)，该缺失区域的血浆凝血因子12 (FⅫ)的活性取决于另外一个同源臂的功能性多态。即5q35缺失一个同源臂后，另外一个同源臂上的FⅫ基因野生型不影响该因子活性，但变异型则导致FⅫ活性降低[41]。

另外，在1例8号染色体发生杂合性缺失(absence of heterozygosity，AOH)的区域，同时伴有52 kb的纯合缺失，该缺失区域覆盖VPS13B基因的外显子4-14，导致Cohen综合征(OMIM#216550)[42]。

图1 再发的和非再发的基因组重排举例

注 图1A显示再发的基因组重排：以22q11.2 DiGeorge综合征区域CNV为例。其CNV片段大小在不同患者中一致，绿色区域表示2种大小的扩增，红色区域表示2种大小的缺失。中间显示22号染色体，LCR区域，以及该区域已知的致病基因TBX1；缺失/扩增位于2个LCR间。图1B显示非再发的基因组重排：以17p13.3区域缺失为例。从上到下依次为：17号染色体示意图，aCGH检测到不同患者的17p13.3区域缺失分布和该区域基因以及基因编码方向。不同患者中17p13.3缺失的长度、范围，以及区域覆盖的基因均不相同。但每例患者的CNV至少包含一个剂量敏感基因。黄色阴影区域为Miller-Dieker微缺失综合征关键区域，下划线标记的为PAFAH1B1(LIS1)和YWHAE剂量敏感基因

图2 CNV导致临床表型的常见机制示意图

注 横线表示基因组，虚线表示缺失/扩增区域，长方框表示基因的外显子，方括号为CNV覆盖的区域。A：基因剂量效应，即该区域基因拷贝数缺失或扩增导致该基因表达剂量改变，引起相应的表型；B:位置效应，致病基因本身的拷贝数无异常，而调控该基因的区域发生拷贝数改变，引起该基因功能异常；C：基因破坏，基因组重排的断裂点破坏了基因的完整性，导致该基因的功能丧失；D：基因融合，CNV的断裂点形成新的融合基因，产生功能获得性突变；E：暴露隐性基因或功能性多态，染色体缺失的半合子伴隐性突变表达，或者表达取决于同源臂的功能性多态。

该图摘自Lupski JR, Stankiewicz P.PLoSGenetics,2005,1:e49

3 芯片报告结果中关于临床意义的分类以及CMA的临床应用中的注意事项

临床诊断检测出来的CNVs可能是致病性的，直接导致患者临床症状；也可能是良性的，存在于正常人群，与患者表型不相关。芯片报告用致病性CNV、良性CNV等对其临床相关性进行具体的限定。另外，“CNV”不提示相关剂量，必需用拷贝数缺失(deletion)或拷贝数扩增(duplication)对CNV进行具体的界定。

3.1 CMA报告中CNV的临床意义界定 根据指南[13]，遗传学实验室的报告中将所有CNV分为三类主要的临床意义界定[43,44]，并在报告中采用统一的术语来命名这些分类，以便于进行准确无误的交流。报告中描述每个CNV的位置、大小、缺失或扩增情况。其中染色体位置包括染色体编号和细胞遗传学显带定位信息；CNV的大小，特定的基因组线性坐标；CNV发生机制的剂量效应，如拷贝数缺失或扩增，单拷贝缺失，串联重复等。而对于良性CNV，尤其是常见的多态性，一般不报告。报告中的每个CNV均应该有关于临床意义的清楚阐述，在报告中对支持这些阐述的证据进行总结，并提供相应的参考文献。

3.1.1 致病性(Pathogenic) 致病性CNV已经在多篇发表的同行评议论文中记录为有临床意义，即使其外显率和表现度不稳定。这一类包括大片段的CNV，虽然其在患者中发现的片段大小与文献报道不完全一致，但重叠区域中包含临床意义明确的片段，致病性CNV的致病性本质是毋庸置疑的。除了已明确的细胞遗传学异常之外，此分类尚包含大部分细胞遗传学可见的改变(3～5 Mb或以上)，但如果该区域缺乏明确定义的综合征，则其结果的解释需要慎重。

3.1.2 临床意义未明(uncertain clinical significance) CNV的临床意义未明，可能为致病性，也可能是良性，即尚没有足够的证据或标准证实其临床意义。其结果的解释很具有挑战性，不同临床实验室之间的解释结果可能并不相同[45,46]。通过对父母亲的进一步检测可帮助明确，如果该CNV来自其没有表型的父母亲，则良性的可能性大，而如果是新发的，则致病性的可能更大。

3.1.3 良性(Benign) 该CNV已经在多篇已发表的同行评议论文中或公共数据库中被认为是良性，特别是当其CNV性质已经研究得很透彻(如唾液淀粉酶基因的CNV[47])，或该CNV代表常见的多态性。必需注意的是，有些区域的拷贝数增加为良性，但该区域的缺失则可能具有临床意义。

3.2 CMA临床应用中的注意事项 ACMG在其2011年发布的针对CMA结果分析的指南[13]中，在对CNV进行系统评估和临床解释、对CNV临床意义的分类建议、报告的撰写和对报告特殊发现的解释等方面，进行了较为详细的阐述。我们在本文中给出了常见的重复发生的和非重复发生的常见基因组病(表1，2)。对再发的，临床常见的缺失/扩增综合征，以及涉及低拷贝重复序列的关键区域可进行明确诊断和精确定位。以下这些网络资源可供参考，但需要时刻关注不断更新的文献报道。实时更新的在线数据库资源包括：

多伦多基因组变异数据库(DGV), http://projects.tcag.ca/variation；

CNV疾病数据库(DECIPHER), https://decipher.sanger.ac.uk/information；

基因型与表型数据库(dbGaP)，http://www.ncbi.nlm.nih.gov/gap；

基因组结构变异数据库(dbVAR), http://www.ncbi.nlm.nih.gov/dbvar/；

OMIM, http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Omim；

欧洲细胞遗传学家协会注册的不平衡染色体畸变数据库(ECARUCA),http://www.ecaruca.net。

3.2.1 CNV的片段大小 虽然一般认为CNV片段越大诊断越可靠，而小片段的CNV可信度不高，但大片段的CNV可以是良性[48～50]，而很小的CNV也有可能有临床意义。因此，对于在临床病例中发现的CNV的解释，需要结合芯片类型，以及充分的临床随访结果和经验，而不是假设认为有临床意义。

3.2.2 CNV区域覆盖的基因 在分析CNV的临床意义时，主要考虑CNV覆盖区域内的结构情况，即其中是否存在功能基因。这是到目前为止最为相关的解释，也是广泛受关注的问题。如果认为某临床表型与该CNV区域内的某个或某些基因的缺失或扩增有关，那么需要从OMIM以及PubMed数据库中获得该基因是否与该疾病表型存在剂量效应关系的证据。由于受探针密度和覆盖度的局限，难以对CNV断裂点进行精细定位，因此CNV精确的大小需要进一步采用其他方法进行明确。临床CMA报告中一般会列出CNV中相关的具体基因。对于大片段的CNV，尤其是那些临床意义已经非常明确的CNV，一般给出相关综合征的名称和(或)该区域最关键的基因。对于临床意义未明的CNV，会将CNV覆盖的所有RefSeq基因名称放在报告中。在报告中一般不提供CNV相关的链接，因为链接内容可能为医生提供不客观的内容，尤其是当基因组版本发生变化时。当报告中仅有一个或几个基因，一般会全部列出，以便于直观分析该CNV区域的基因情况。对于<300 kb的CNV，如果与疾病相关，必须包含具体基因。如果CNV区域内没有编码基因，尤其是<500 kb的CNV，一般不会写进报告中。但当该CNV片段较大，或者临近已知疾病相关区域时应该考虑其临床意义。

需要注意的是，如果CNV区域内的基因没有与该疾病相关的报道，不能仅仅根据基因功能预测、模式生物功能或体外细胞株研究，推论该CNV为致病性。

另外，鉴于CMA技术上的高通量，可能会检测到一些额外的信息，如血亲关系、成年罹患的疾病或肿瘤相关的信息等。对这些数据的处理和解读需要等待医学伦理学领域的深入探讨。

4 CMA芯片检测的局限性

ACMG在2013年更新的应用指南[13]中指出，尽管CMA已成为检测染色体CNV的有效工具，但并不适用于所有的一线检测。传统的核型分析更适合检测常见疑似非整倍体，如21三体、18三体或性染色体非整倍病例。而对于临床怀疑Williams综合征、DGS等已明确染色体区域的病例，则采用MLPA的方法进行检测更为经济有效。同时，该指南也指出了CMA芯片检测的局限性[51]。

对于目前使用的大多数平台来说，局限于其检测原理，尚无法检测到平衡染色体重排。当然，即便是核型分析检测到的“平衡”染色体重排，如果出现了缺失或扩增，或断裂点附近的拷贝数变化，CMA仍然可以检测到。而真正的“平衡”易位导致的疾病比较罕见。

一般用于临床诊断芯片的探针主要覆盖已知疾病的区域，并有一定密度的基因组骨架(back-bone)覆盖，一些芯片的探针可覆盖已知致病基因的具体外显子。因此，芯片检出结果取决于芯片本身的探针分布，如果该区域没有探针分布，则该区域的CNV当然检测不到。目前，很多临床实验室采用不同的检测技术平台，设计各自不同的检测芯片进行CMA检测，其目的是检测已知疾病区域的CNV和较大的CNV区域。一些平台能够检测AOH，可为单亲二体和常染色体隐性遗传病的诊断提供线索。2010年，细胞分子遗传学芯片国际标准(The International Standard Cytogenomic Array, ISCA)联合会对33个已发表的共21 698个病例的CMA检测结果进行分析、评估，其结论是，常规核型分析的分辨率最高可达3～5 Mb，如果剔除唐氏综合征，核型分析检测发育异常的阳性率约3%[8]，FISH的阳性检出率为2.4%～2.6%，而CMA的平均诊断率为12.2%，比传统的核型分析高近10%[52，53]。早期的CMA检测是基于BAC克隆的芯片，靶向已知重复发生的微缺失或微扩增综合征，端粒或着丝粒周围,基因组分辨率约为1 Mb[54,55]，在核型分析未发现异常患儿中的诊断率为7%～11%[56～58]。之后的临床CMA芯片包括了更多的探针，能够检测到常见区域以外的微缺失或微扩增等致病性基因组不平衡改变。目前的CMA芯片足以检测到100 kb的CNV，甚至更小的CNV，核型分析未见异常的DD患儿的芯片诊断率可达11%～15%[59～61]。

CMA可能会漏检低水平嵌合体的非平衡重排和非整倍体。CMA检测嵌合体的敏感度受很多因素的影响，如使用的检测平台本身因素，样本类型和DNA质量，芯片数据本身的质量，拷贝数变化的程度，不平衡片段的大小等。因此，对于多少比例以上的嵌合体能检测到并没有定论。一般情况下，20%的嵌合体可以可靠地检测出来。

对于发现的一些临床意义未明的CNVs，其中大部分可以通过对父母的检测得以明确，但是医生必须详细了解父母亲的临床表型和发育过程，分析可能的轻微的临床表型。有时为了进一步明确染色体重排的结构和嵌合体的水平，还需要结合核型分析和FISH技术。

总之，CMA检测已成为目前临床检测DD、ASD和MCA的首选诊断方法。通过结合传统的染色体分析技术，应用规范化的、设计合理的高分辨率CMA检测技术，将有助于染色体疾病的有效诊断。CMA检测结果的解读需要该领域专业人员对数据进行鉴定、解释，并需要综合考虑一些社会、宗教和法律等方面的因素，检测结果最终需要由临床医生参照患者及其家系的临床表型对结果进行逐一解读。

[1] Lupski JR, Stankiewicz P.Genomic disorders: molecular mechanisms for rearrangements and conveyed phenotypes. PLoS Genet ,2005,1, e49

[2] Sebat J, Lakshmi B, Troge J, et al. Large-scale copy number polymorphism in the human genome. Science, 2004, 305(5683):525-528

[3] Redon R, Ishikawa S, Fitch KR, et al. Global variation in copy number in the human genome. Nature, 2006,444(7118):444-454

[4] Stankiewicz P, Beaudet AL.Use of array CGH in the evaluation of dysmorphology, malformations, developmental delay, and idiopathic mental retardation. Curr Opin Genet Dev, 2007,17(3):182-192

[5] Slavotinek AM. Novel microdeletion syndromes detected by chromosome microarrays.Hum Genet, 2008,124(1):1-17

[6] Stankiewicz P, Lupski JR. Structural variation in the human genome and its role in disease. Annu Rev Med, 2010,61:437-455

[7] Vissers LE, Stankiewicz P.Microdeletion and microduplication syndromes.Methods Mol Biol, 2012,838:29-75

[8] Shevell M, Ashwal S, Donley D, et al. Practice parameter: evaluation of the child with global developmental delay: report of the Quality Standards Subcommittee of the American Academy of Neurology and The Practice Committee of the Child Neurology Society. Neurology, 2003,60(3):367-380

[9] Newschaffer CJ, Croen LA, Daniels J, et al. The epidemiology of autism spectrum disorders. Annu Rev Public Health, 2007,28:235-258

[10] Miller DT, Adam MP, Aradhya S, et al. Consensus statement: chromosomal microarray is a first-tier clinical diagnostic test for individuals with developmental disabilities or congenital anomalies. Am J Hum Genet, 2010,86(5):749-764

[11] Hochstenbach R, van Binsbergen E, Engelen J, et al. Array analysis and karyotyping: workflow consequences based on a retrospective study of 36,325 patients with idiopathic developmental delay in the Netherlands. Eur J Med Genet, 2009,52(4):161-169

[12] Shen Y, Dies KA, Holm IA, et al. Clinical genetic testing for patients with autism spectrum disorders. Pediatrics,2010,125(4):727-735

[13] Manning M, Hudgins L. Array-based technology and recommendations for utilization in medical genetics practice for detection of chromosomal abnormalities. Genet Med, 2010,12(11):742-745

[14] Kearney HM, South ST, Wolff DJ, et al. American College of Medical Genetics recommendations for the design and performance expectations for clinical genomic copy number microarrays intended for use in the postnatal setting for detection of constitutional abnormalities. Genet Med, 2011,13(7):676-679

[15] Kearney HM, Thorland EC, Brown KK, et al. American College of Medical Genetics standards and guidelines for interpretation and reporting of postnatal constitutional copy number variants. Genet Med, 2011,13(7):680-685

[16] Eichler EE.Recent duplication, domain accretion and the dynamic mutation of the human genome. Trends Genet,2001,17(11):661-669

[17] Girirajan S, Rosenfeld JA, Coe BP, et al. Phenotypic heterogeneity of genomic disorders and rare copy-number variants. N Engl J Med, 2012,367(14):1321-1331

[18] Carelle-Calmels N1, Saugier-Veber P, Girard-Lemaire F, et al. Genetic compensation in a human genomic disorder. N Engl J Med, 2009,360(12):1211-1216

[19] Bi W, Probst FJ, Wiszniewska J, et al. Co-occurrence of recurrent duplications of the DiGeorge syndrome region on both chromosome 22 homologues due to inherited and de novo events. J Med Genet, 2012,49(11):681-688

[20] Lee JA, Carvalho CM, Lupski JR. A DNA replication mechanism for generating nonrecurrent rearrangements associated with genomic disorders. Cell, 2007,131(7):1235-1247

[21] Hastings PJ, Ira G, Lupski JR. A microhomology-mediated break-induced replication model for the origin of human copy number variation. PLoS Genet, 2009,5(1):e1000327

[22] Nagamani SC, Zhang F, Shchelochkov OA, et al. Microdeletions including YWHAE in the Miller-Dieker syndrome region on chromosome 17p13.3 result in facial dysmorphisms, growth restriction, and cognitive impairment. J Med Genet, 2009,46(12):825-833

[23] Vatta M, Niu Z, Lupski JR, et al. Evidence for replicative mechanism in a CHD7 rearrangement in a patient with CHARGE syndrome. Am J Med Genet A, 2013,161A(12):3182-3186

[24] Vissers LE, van Ravenswaaij CM, Admiraal R, et al. Mutations in a new member of the chromodomain gene family cause CHARGE syndrome. Nat Genet, 2004,36(9):955-957

[25] Stankiewicz P, Sen P, Bhatt SS, et al. Genomic and genic deletions of the FOX gene cluster on 16q24.1 and inactivating mutations of FOXF1 cause alveolar capillary dysplasia and other malformations. Am J Hum Genet, 2009,84(6):780-791

[26] Petrij F, Giles RH, Dauwerse HG, et al. Rubinstein-Taybi syndrome caused by mutations in the transcriptional co-activator CBP. Nature, 1995,376(6538):348-351

[27] Matsuura T, Sutcliffe JS, Fang P, et al. De novo truncating mutations in E6-AP ubiquitin-protein ligase gene (UBE3A) in Angelman syndrome. Nat Genet, 1997,15(1):74-77

[28] Li L, Krantz ID, Deng Y, et al. Alagille syndrome is caused by mutations in human Jagged1, which encodes a ligand for Notch1. Nat Genet, 1997,16(3):243-245

[29] Wan M, Lee SS, Zhang X, et al. Rett syndrome and beyond: recurrent spontaneous and familial MECP2 mutations at CpG hotspots. Am J Hum Genet, 1999,65(6):1520-1529

[30] Kurotaki N, Imaizumi K, Harada N, et al. Haploinsufficiency of NSD1 causes Sotos syndrome. Nat Genet,2002,30(4):365-366

[31] Slager RE, Newton TL, Vlangos CN, et al. Mutations in RAI1 associated with Smith-Magenis syndrome. Nat Genet, 2003,33(4):466-468

[32] Lupski JR, Stankiewicz P. Genomic disorders: molecular mechanisms for rearrangements and conveyed phenotypes. PLoS Genet, 2005,1(6):e49

[33] Swensen JJ, Keyser J, Coffin CM, Biegel JA, et al.Familial occurrence of schwannomas and malignant rhabdoid tumour associated with a duplication in SMARCB1.J Med Genet, 2009,46(1):68-72

[34] Kleinjan DA, van Heyningen V. Long-range control of gene expression: emerging mechanisms and disruption in disease. Am J Hum Genet, 2005,76(1):8-32

[35] Lauderdale JD, Wilensky JS, Oliver ER, et al. 3' deletions cause aniridia by preventing PAX6 gene expression. Proc Natl Acad Sci U S A,2000,97(25):13755-13759

[36] van Heyningen V, Williamson KA.PAX6 in sensory development. Hum Mol Genet, 2002,11(10):1161-1167

[37] Smyk M, Berg JS, Pursley A, et al. Male-to-female sex reversal associated with an approximately 250 kb deletion upstream of NR0B1 (DAX1). Hum Genet, 2007,122(1):63-70

[38] Rippey C, Walsh T, Gulsuner S, et al. Formation of chimeric genes by copy-number variation as a mutational mechanism in schizophrenia.Am J Hum Genet, 2013,93(4):697-710

[39] Bartnik M, Chun-Hui Tsai A, Xia Z, et al. Disruption of the SCN2A and SCN3A genes in a patient with mental retardation, neurobehavioral and psychiatric abnormalities, and a history of infantile seizures.Clin Genet, 2011,80(2):191-195

[40] Wisniowiecka-Kowalnik B, Nesteruk M, Peters SU, et al.Intragenic rearrangements in NRXN1 in three families with autism spectrum disorder, developmental delay, and speech delay.Am J Med Genet B Neuropsychiatr Genet, 2010,153B(5):983-993

[41] Kurotaki N, Shen JJ, Touyama M, et al.Phenotypic consequences of genetic variation at hemizygous alleles: Sotos syndrome is a contiguous gene syndrome incorporating coagulation factor twelve (FXII) deficiency.Genet Med,2005,7(7):479-483

[42] Wiszniewska J, Bi W, Shaw C, et al.Combined array CGH plus SNP genome analyses in a single assay for optimized clinical testing.Eur J Hum Genet, 2014,22(1):79-87

[43] Lee C, Iafrate AJ, Brothman AR. Copy number variations and clinical cytogenetic diagnosis of constitutional disorders. Nat Genet, 2007,39(S7):48-54

[44] Rodriguez-Revenga L, Mila M, Rosenberg C, et al. Structural variation in the human genome: the impact of copy number variants on clinical diagnosis. Genet Med, 2007,9(9):600-606

[45] Vos J, van Asperen CJ, Wijnen JT, et al. Disentangling the Babylonian speech confusion in genetic counseling: an analysis of the reliability and validity of the nomenclature for BRCA1/2 DNA-test results other than pathogenic. Genet Med, 2009,11(10):742-749

[46] Tsuchiya KD, Shaffer LG, Aradhya S, et al. Variability in interpreting and reporting copy number changes detected by array-based technology in clinical laboratories. Genet Med, 2009,11(12):866-873

[47] Perry GH, Dominy NJ, Claw KG, et al. Diet and the evolution of human amylase gene copy number variation. Nat Genet,2007,39(10):1256-1260

[48] Bateman MS, Mehta SG, Willatt L, et al. A de novo 4q34 interstitial deletion of at least 9.3 Mb with no discernible phenotypic effect. Am J Med Genet A, 2010,152A(7):1764-1769

[49] Itsara A, Cooper GM, Baker C, et al. Population analysis of large copy number variants and hotspots of human genetic disease. Am J Hum Genet, 2009,84(2):148-161

[50] Filges I, Röthlisberger B, Noppen C, et al. Familial 14.5 Mb interstitial deletion 13q21.1-13q21.33: clinical and array-CGH study of a benign phenotype in a three-generation family. Am J Med Genet A, 2009,149A(2):237-241

[51] South ST, Lee C, Lamb AN, et al. ACMG Standards and Guidelines for constitutional cytogenomic microarray analysis, including postnatal and prenatal applications: revision 2013. Genet Med, 2013,15(11):901-909

[52] Ravnan JB, Tepperberg JH, Papenhausen P, et al.Subtelomere FISH analysis of 11 688 cases: an evaluation of the frequency and pattern of subtelomere rearrangements in individuals with developmental disabilities.J Med Genet, 2006,43(6):478-489

[53] Ballif BC, Sulpizio SG, Lloyd RM, et al. The clinical utility of enhanced subtelomeric coverage in array CGH. Am J Med Genet A, 2007,143A(16):1850-1857

[54] Ylstra B, van den Ijssel P, Carvalho B, et al. BAC to the future! or oligonucleotides: a perspective for micro array comparative genomic hybridization (array CGH). Nucleic Acids Res, 2006,34(2):445-450

[55] Aradhya S, Cherry AM. Array-based comparative genomic hybridization: clinical contexts for targeted and whole-genome designs. Genet Med, 2007,9(9):553-539

[56] Rosenberg C, Knijnenburg J, Bakker E, et al. Array-CGH detection of micro rearrangements in mentally retarded individuals: clinical significance of imbalances present both in affected children and normal parents. J Med Genet, 2006,43(2):180-186

[57] Cheung SW, Shaw CA, Yu W, et al. Development and validation of a CGH microarray for clinical cytogenetic diagnosis. Genet Med, 2005,7(6):422-432

[58] Shevell MI, Bejjani BA, Srour M, et al. Array comparative genomic hybridization in global developmental delay. Am J Med Genet B Neuropsychiatr Genet, 2008,147B(7):1101-1108

[59] Friedman JM, Baross A, Delaney AD, et al. Oligonucleotide microarray analysis of genomic imbalance in children with mental retardation. Am J Hum Genet, 2006,79(3):500-513

[60] Vermeesch JR, Fiegler H, de Leeuw N, et al. Guidelines for molecular karyotyping in constitutional genetic diagnosis. Eur J Hum Genet, 2007,15(11):1105-1114

[61] Fan YS, Jayakar P, Zhu H, et al. Detection of pathogenic gene copy number variations in patients with mental retardation by genomewide oligonucleotide array comparative genomic hybridization. Hum Mutat, 2007,28(11):1124-1132

(本文编辑：张崇凡)

上海市重大出生缺陷的筛查诊断和防治体系建立

1 复旦大学附属儿科医院，儿童发育与疾病转化医学研究中心，上海市出生缺陷防治重点实验室 上海，201102； 2 美国贝勒医学院分子和人类遗传学系 休斯敦，77030

Cheung Sau W，E-mail：scheung@bcm.edu

10.3969/j.issn.1673-5501.2014.03.013

2014-05-03

2014-06-05)