基质金属蛋白酶-2与2型糖尿病血管病变关系的研究进展

涂晶晶 唐 灵 (桂林医学院附属医院老年内科，广西 桂林 541001)

糖尿病(DM)已经成为继肿瘤、心血管病变之后第三大严重威胁人类健康的慢性疾病。糖尿病血管病变是糖尿病的主要并发症，且是糖尿病致残致死的主要原因之一。其大血管病变性质为动脉粥样硬化，主要累及主动脉、冠状动脉等大血管;而微血管病变是糖尿病特有的慢性血管并发症，主要表现为肾脏、视网膜等微血管病变。糖尿病血管病变机制与防治研究已成为近年来研究的热点。2型糖尿病(T2DM)的广泛代谢异常引起血管基底膜的结构和功能发生改变，从而使其降解与重构机制失常，在这些病理生理过程中，细胞外基质(ECM)作为血管壁的主要成分发挥重要作用。而基质金属蛋白酶(MMPs)是ECM代谢中的关键酶之一，与糖尿病血管病变的发生发展有着密切联系。因此，现将MMP-2及其与糖尿病大、微血管的关系综述如下。

1 MMP-2概述

1.1 MMP-2的结构和特点 MMP-2是Zn2+依赖的MMPs家族的重要成员之一，属于明胶酶类/Ⅳ型胶原酶。主要来源于巨噬细胞、所有的成纤维细胞、血管内皮细胞、平滑肌细胞、泡沫细胞、中性粒细胞、免疫细胞和肿瘤细胞等〔1〕，能特异性与ECM成分相结合并降解细胞外基质，参与炎性反应、缺血缺氧损伤、心血管和癌症等生理和病理过程〔2〕。

MMP-2酶原的相对分子质量为72×103，有活性的MMP-2的相对分子质量为66×103，其基因位于人类染色体16q13-q21，由13个外显子和12个内含子组成，结构基因总长约27 kb，分子量为72 kU，又称72 kU 胶原酶〔3〕。MMP-2由5个结构域组成:①信号肽域:位于氨基末端，主要是使分泌的酶进入内质网及转运到细胞外;②前肽域:内含一个半胱氨酸残基，对MMP-2酶原形式的维持起重要作用，在活化后此残基即被水解;③催化域:包含锌离子结合位点，含3个重复的Ⅱ型纤维素序列，这些序列使MMP-2更易于和底物结合;④“铰链区”:用于连接催化域和羧基末端域;⑤血红素结合蛋白样或纤维结合素样的羧基末端域:可结合其他的蛋白质，可能与改变MMP-2的活性及底物特异性有关〔4〕。

MMP-2具有MMPs的共同特性:①能降解一种或多种细胞外基质;②以无活性的酶原形式存在，在细胞膜或细胞外被激活，激活后才能降解基质成分;③活性中心有一个锌离子，与依地酸钙钠类的螯合剂结合后活性被抑制;④与其他MMPs有相似的氨基酸序列;⑤能被特异性组织型基质金属蛋白酶抑制物(TIMP)所抑制，但仍保留对抗抑制剂抑制的作用〔5〕。

1.2 MMP-2的调节机制 MMP-2只有被激活之后才能发挥降解基质及非基质的作用。其表达和活性受到3方面严密调控:转录水平的调控、酶原的激活、内源性抑制剂对其的抑制。

1.2.1 转录水平 MMP-2在正常人组织中低水平表达，炎性因子、激素和生长因子等因素可影响其转录及表达。白介素-1(IL-1)、白介素-12(IL-12)、表皮生长因子(EGF)、血小板衍生生长因子(PDGF)、转化生长因子-α(TGF-α)、肿瘤坏死因子-α(TNF-α)、氧化低密度脂蛋白(ox-LDL)均能上调MMP-2的表达〔6，7〕。转化生长因子 β(TGFβ)、干扰素 γ、类固醇激素(包括糖皮质激素)和视黄醛则下调MMP-2的表达〔8〕。蛋白激酶C(PKC)、ras和src作为MMPs生长调控因子的介质，也能调节MMP-2的产生。早期有报道〔9〕，脂多糖(LPS)是最强烈的MMP-2活性诱导剂，其增加MMP-2的活性与另一转录因子核因子κB(NF-κB)有关，NF-κB抑制剂可抑制 LPS增加内皮细胞MMP-2活性的作用。在人类某些细胞的表面还存在能诱导MMPs表达的糖蛋白，命名为细胞外基质金属蛋白酶诱导物，该诱导物可以通过p38促分裂原活化蛋白激酶通路发挥作用，增加成纤维细胞MMP-2的表达。

1.2.2 酶原的激活 MMP-2 mRNA经翻译、修饰后以酶原形式(pro MMP-2)分泌入细胞外基质中，必须经水解去除前肽区才能被活化发挥作用。普遍认为是由组织型及尿激酶型纤溶酶原激活因子启动的瀑布式酶联激活途径而导致间质降解。与其他MMPs不同，MMP-2的激活不依赖于纤溶酶，而是在细胞表面由MT1-MMP催化。Mclennan等〔10〕研究发现，高糖培养基中人系膜细胞MT1-MMP基因表达下降，尽管MMP-2基因表达增加2倍，但其活性却下降35%。此外，还可通过磷酸化及过氧亚硝酸盐阴离子氧化等方式对MMP-2进行修饰。

1.2.3 内源性抑制剂对其的抑制 MMPs活性也可以被内源性基质金属蛋白酶组织抑制剂(TIMPs)进行调节。TIMPs是一类小分子蛋白，接近23×103，目前发现其家族有4名成员:TIMP-1、TIMP-2、TIMP-3 和 TIMP-4。它们与 MMPs以 1∶1紧密结合从而抑制MMPs的活性。一般TIMPs对MMPs没有高度的选择性，只是TIMP-2多随MMP-2表达而表达。TIMP-2对MMP-2具有特异的双重阻滞性，它既可以与激活的MMP-2结合使其失活，又可以与MMP-2共价结合，阻止其与细胞表面接触从而抑制其活性〔11〕。

2 MMP-2与2型糖尿病大血管病变

动脉粥样硬化(AS)是大血管病变的主要病理特征。AS的形成和斑块的破裂与细胞外基质的破坏和重构有密切关系，而基质金属蛋白酶(MMPs)又是降解ECM的重要酶类。

正常情况下血管壁内皮细胞与基底膜紧密结合，形成高选择性的血管屏障，内皮细胞不分泌MMP-2。当AS发生后，细胞因子、局部缺氧、氧化低密度脂蛋白、血小板活化因子等可诱导内皮细胞分泌MMP-2。血液循环中的单核细胞与内皮细胞黏附，在血管壁中迁移、吞噬脂质后，在演化为巨噬源性泡沫细胞的过程中分泌大量MMP-2。在平滑肌细胞泡沫化的过程中，也可分泌大量MMP-2。血管壁的机械牵张力可以通过还原型烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸的介导而增加MMP-2 mRNA表达和其酶原释放〔12〕，血流动力学的不稳定、血管壁侧压力和切应力的变化，也是导致MMP-2分泌的重要原因〔13〕。

AS的形成与发展过程也是ECM重建的过程，在这些过程中MMP-2发挥了重要的作用。大量研究发现，MMP-2主要从3个方面影响AS斑块的形成和破裂:①通过降解ECM，使血管中层平滑肌细胞(SMC)突破周围组织屏障及由蛋白多糖和胶原构成的致密网孔，从中膜移行至内膜并进行增殖，分泌更多的ECM，形成AS斑块;②破坏斑块表面纤维帽成分，削弱其抵抗应力的作用，使斑块易于破裂，继发血栓形成和机化，导致损害进展和斑块扩大〔14〕;③破坏细胞与基质间的相互作用，促进可溶性Fas配体和膜结合型肿瘤坏死因子-α(TNF-α)的释放，诱导血管平滑肌细胞发生凋亡，从而加速AS的发展〔15〕。

Sluijter等〔16〕对取自150例颈动脉内膜切除术患者的AS斑块进行染色分析发现，MMP-2水平显著增高。免疫组化分析显示颈动脉内膜复合性斑块中MMP-2含量增多〔17，18〕。Kuzuya等〔19〕发现MMP-2基因缺陷小鼠AS斑块负荷和SMCs明显减少。这些实验均表明MMP-2与AS的形成显著相关。

3 MMP-2与2型糖尿病微血管病变

糖尿病肾病(DN)是糖尿病最常见的微血管并发症之一，其主要病理学表现为ECM降解、合成失调和重塑导致的肾小球硬化和肾小管间质纤维化，Ⅳ型胶原是肾小球基底膜(GBM)和细胞外基质(ECM)的主要成分，为肾小球的结构支架，而MMP-2能特异性降解IV型胶原及明胶，是降解系膜基质最主要酶之一。

DN早期的表现为微量蛋白尿。MMP-2可能通过两种机制导致肾小球损伤或蛋白尿:(1)诱导系膜细胞由静止表型转变为炎症表型，出现快速增殖，表达新型蛋白，合成ECM增多，导致系膜基质堆积;(2)可降解基底膜，破坏细胞与基质的正常连接，致肾小球正常结构破坏，影响肾小球ECM的重塑。

DN时MMP-2活性和蛋白表达降低的机制尚未完全明确，可能与下列因素有关:(1)高糖作用:高糖可直接抑制肾脏MMPs的表达和活化，同时还上调 TIMPs的表达〔20〕;(3)细胞因子的调节:DN发生发展过程中多种细胞因子参与调节MMP-2的表达及活性，如高糖使肾脏TGF-β1表达上调，TGF-β1既可下调MMP-2的转录，又能通过促进TIMPs的表达、抑制PA的表达和激活，从而抑制MMP-2的活化〔21〕;糖尿病时系膜细胞分泌的过多的胰岛素样生长因子-1(IGF-1)，而IGF-1通过下调MMP-2的活性而减弱它对ECM的降解能力〔22〕;(2)蛋白质非酶促糖基化作用:持续高血糖状态下体内形成的糖基化终产物(AGEs)，不仅对蛋白水解酶的敏感性降低，同时还能抑制MMP-2的合成及活性;另外，AGEs与其受体结合后诱导多种细胞因子、生长因子的合成、释放，如TGF-β、IL-1等，从而影响MMP-2的基因转录;(4)其他:如血管紧张素Ⅱ(AngⅡ)在刺激ECM的合成的同时，还使MMP-2与TIMP-2表达比例失衡，MMP-2活性降低〔23〕;另外，DM时存在明显的氧化应激，而ECM的氧化使其对MMP-2的降解不敏感。

Wu等〔24〕，用Northern杂交法对糖尿病大鼠模型进行研究发现，糖尿病大鼠早期肾脏未发生特征性的结构改变之前，肾脏ECM成分就已发生了合成增加而降解减少，而在ECM成分改变之前肾脏组织中MMP-2表达水平已下降，TIMP-1表达水平增高。Derosa等〔25〕在T2DM患者的研究中也得出了相同的结果，并且发现MMP-2和TIMP-2水平也显著增高。Del Prete等〔26〕报道DN肾小球硬化与MMP-2密切相关，在16例2型糖尿病患者的肾活检标本中用RT-PCR的方法均未检测到MMP-2的基因表达，而对照组10例活检标本中均可见MMP-2表达;与对照组相比，T2DM患者Ⅳ型胶原的分泌也明显增多。从而认为MMP-2表达下调不仅是糖尿病的分子机制现象，而且是DN的标志。

4 展望

综上所述，MMP-2在糖尿病大、微血管病变的发生、发展中起到了至关重要的作用。随着对MMP-2研究的深入，有可能将MMP-2作为糖尿病血管病变患者临床常规非侵入性监测指标，成为糖尿病血管并发症的良好预测因子，从而为糖尿病血管病变的早期诊断提供新的思路，为糖尿病血管发症的预防及治疗提供新的理论依据。

1 Gillian M，Hideaki N.Progress in matrix metalloproteinase research〔J〕.Mole Aspects Medi，2008;29(5):290-308.

2 Rath T，Roderfeld M，Graf J，et al.Matrix metalloproteinases in inflammatory bowel disease-from basic research to clinical significance〔J〕.Z Gastroenterol，2009;47(8):758-69.

3 李广波，林瑞霞.基质金属蛋白酶-2与肾小球硬化关系的研究新进展〔J〕.中国当代儿科杂志，2008;10(2):269-72.

4 Chow AK，Cena J，Schulz R.Acute actions and novel targets of matrix metalloproteinases in the heart and vasculature〔J〕.Br J Pharmacology，2007;152(2):189-205.

5 Johnson J L.Matrix metalloproteinase:influence on smooth muscle cells and atheros clerotic plaque stability〔J〕.Expert Rev Cardiovasc Ther，2007;5(2):265-82.

6 Hozumi A，Nishimura Y，Nishiuma T，et al.Induction of MMP-9 in normal human bronchial epithelial cells by TNF-α via NF-kB-mediated pathway〔J〕.Lung Cell Mol Physiol，2001;281(6):1444.

7 Mengshol JA，Vincenti MP，Brinckerhoff CE，et al.IL-1 induces collagenase-3(MMP-13)promoter activity in stably transfected chondrocytic cells:requirement for Runx-2 and activation by p38 MAPK and JNK pathways〔J〕.Nucleic Acids Res，2001;29(21):4361-72.

8 Galboiz Y，Shapiro S，Lahat N，et al.Matrix metalloproteinases and their tissue inhibitors as markers of disease subtype and response to interferonβ therapy in relapsing and secondary-progressive multiple sclerosis patients〔J〕.A nn Neurol，2001;50(4):443-51.

9 Langholz O，Rockel D，Mauch C，et al.Collagen and collagenase gene expression in three-dimentional collagen lattices are differentially regulated by alpha 1 beta 1 and alpha 2 beta1 integrin〔J〕.J Cell Biol，1995;131:1903-15.

10 Mclennan SV，Martell SY，Yue DK.High glucose concentration inhibit the expression of membrane type metalloproteinase by mesangial cells possible role in mesangium accumulation〔J〕.Diabetologia，2003;43(5):642-8.

11 Rapti M，Knaüper V，Murphy G，et al.Characterization of the A loop Region of TIMP-2:involvement in Pro-MMP-2 activation〔J〕.J Biol Chem，2006;281(33):23386-94.

12 Grote K，Flach I，Luchtefeld M，et al.Mechanical stretch enhances mRNA expression and proenzyme release of matrix metalloproteinase-2(MMP-2)via NAD(P)H oxidase-derived reactive oxygen species〔J〕.Circ Res，2003;92(11):e80-6.

13 Ishikawa Y，Asuwa N，Ishii T，et al.Collagen alteration in vascular remodeling by hemodynamic factors〔J〕.Virchows Arch，2000;437(2):138-48.

14 Morishige K，Shimokawa H，Matsumoto Y，et al.Overexpression of matalloproteinase-9 promotes intravascular thrombus in porcine coronary arteries in vivo〔J〕.Cardiovasc Res，2003;57:572-85.

15 Moreno PR，Murcia AM，et al.Coronary composition and macrophage lnfiltration in atherectomy specimens from patients with diabetes mellitus〔J〕.Circulation，2000;102(18):2180-4.

16 Sluijter JP，Pulskens WP，Schoneveld AH，et al.Matrix metalloproteinase 2 is associated with stable and matrix metalloporteinases 8 and 9 with vulnerable carotid atherosclerotic lesions:a study in human endarterectomy specimen pointing to a role for different extracellular matrix metalloproteinase inducer glycosylation forms〔J〕.Stroke，2006;37(1):235-9.

17 Leclercq A，Houard X，Loyau S，et al.Topology of protease activities reflects atherothrombotic plaque complexity〔J〕.Atherosclerosis，2007;191(1):1-10.

18 Choudhary S，Higgins CL，Chen IY，et al.Quantitation and localization of matrix metallo proteinases and their inhibitors in human carotid endarterectomy tissues〔J〕.Arterioscler Thromb Vasc Biol，2006;26(10):2351-8.

19 Kuzuya M，Nakamura K，Sasaki T，et al.Effect of MMP-2 deficiency on atherosclerotic lesion formation in apoE-deficient mice〔J〕.Arterioscler Thromb Vasc Biol，2006;26(5):1120-5.

20 Mclennan SV，Fisher E，Martell SY，et al.Effects of glucose on matrix metalloproteinase and plasmin activities in mesangial cells:possible role in diabetic nephropathy〔J〕.Kidney Int，2000;58(suppl 77):81-7.

21 Singh R，Song RH，Alavi N，et al.High glucose decreases matrix metalloproteinase-2 activity in rat mesangial cells via transforming growth factor-β1〔J〕.Exp Nephrol，2001;9(4):249-57.

22 Lupia E，Elliot SJ，Lenz O，et al.IGF-1 decreases collagen degradation in diabetic NOD mesangial cells:implications for diabetic nephropathy〔J〕.Diabetes，1999;48(8):1638-44.

23 苏彦君，马文秀，林琼真，等.Vaksartan对糖尿病肾病肾保护作用的实验研究〔J〕.中国中西医结合肾病杂志，2003;4(4):196-8.

24 Wu K，Setty SM，Mauer SM，et al.Altered kidney matrix gene expression in early stages of experimental diabetes〔J〕.Acta Anat Base，1997;158(3):155-65.

25 Derosa G，D`Angelo A，Tinelli C，et al.Evaluation of metalloproteinase 2 and 9 levels and their inhibitors in diabetic and healthy subjects〔J〕.Diabetes Metab，2007;33(2):129-34.

26 Del Prete D.Down-regulation of glomerular matrix metal metallopropteinase-2 gene in human NIDDM〔J〕.Diabetologia，1997;40(12):1449-54.