植物与病原物互作中的细胞程序化死亡

孔 琼， 杨红玉， 王云月， 霍 达， 胡海林， 刘振华， 秦丽娟

（1.云南农业大学植物保护学院，生物多样性与病害控制教育部重点实验室，昆明 650201；2.红河学院生物系，蒙自 661100；3.昆明学院生命科学与技术系，昆明 650214）

细胞程序化死亡（programmed cell death，PCD）是指动、植物特定或局部细胞在一定的发育时期或外界作用下，为了自身发育或抵抗外界不良环境，在自身基因控制下采取的主动有序的死亡方式。PCD在导管分化、胚柄退化、单性花形成等［1］生物体的正常生长发育及植物抗病反应等生命活动中是不可缺少的组成部分。由病原物侵染引起的PCD现象早在20世纪20年代就有报道［2］，此后许多学者对植物与病原菌互作中的PCD进行了广泛和深入的研究，本文主要就植物PCD概念、检测方法、植物与病原互作中PCD及调控机理等方面进行综述。

1 植物PCD、坏死及过敏反应

植物－病原物互作过程中可产生细胞程序化死亡和坏死两种反应，前者是植物对病原物侵染等外界刺激发生的主动抗性反应，后者是一种被动过程，其诱因主要表现为诱导因子的激烈程度，区别在于细胞形态变化、细胞膜的完整性、是否有凋亡小体产生等。

过敏反应（hypersensitive reaction，HR）是植物－病原物非亲和互作过程中发生的一种快速抗病反应，常在病原物侵染点周围出现植物组织的迅速死亡，限制病原物的进一步扩展，产生局部抗性，同时还可诱导植物启动基础防御机制，防止病原物的进一步侵染。许多研究表明，HR是一种主动反应，通常被认为是PCD的表现形式［3－6］。

2 PCD特征及检测方法

研究表明，植物PCD与动物细胞凋亡有很多相似特征［6－8］，即形态表现为细胞质和细胞核浓缩、染色质边缘化，随后由膜包围DNA片段而形成凋亡小体，线粒体产生空泡和解体，液泡裂解或融合，内质网膨大，形成自体吞噬泡；生化表现为核DNA被诱导产生核酸内切酶降解断裂成带有3′－OH末端和大小不同的寡聚核小体片段，并于琼脂糖凝胶电泳后可观察到180～200bp倍增的DNA“梯形”条带；遗传上表现为需要特定基因的转录和蛋白质合成，并可被特定基因的表达所抑制。植物PCD一般根据细胞的形态学、生物化学和分子生物学特点进行检测。形态学是鉴定PCD最直接的方法，通过苔盼蓝（trypan blue）或伊文思蓝（evans blue）等对细胞或组织染色后，借助光学显微镜观察细胞形态变化；也可用 DAPI（4，6－diamidino－2－phenylindole即4，6－二脒基－2－苯基吲哚）、PI（propidium iodide，碘化丙啶）、EB（ethidium bromide，溴化乙锭）、AO（acridine orange，吖啶橙）等荧光染料染色观察细胞核的变化、液泡解体或凋亡小体的形成等，为植物PCD过程提供细胞学证据。生理生化法主要检测PCD过程中的系列生化变化，可利用琼脂糖凝胶电泳、彗星电泳、流式细胞计数、原位DNA标记检测（TUNEL法）和酶联免疫等方法检测DNA断裂及半胱氨酸酶活性等。分子生物学法主要用来监测与PCD有关的特定基因转录或表达变化，以确定寄主植物或病原菌是否发生PCD。与PCD有关的基因包括稻瘟菌自噬基因MgATG8、拟南芥执行细胞死亡的AtMC9、直接调控细胞程序化死亡的基因VASCULAR－RELATED NACDOMAIN6 或 抗 凋亡基因BI－1［9－12］等。

3 植物与病原互作中的PCD

据文献报道真菌、细菌、病毒和线虫植物病原都能引起寄主植物出现PCD，并且其中一些病原物的胞内或胞外代谢产物也能造成植物呈现PCD。

3.1 真菌引起的PCD

早在1923年，Allen［2］将小麦秆锈菌（Puccinia graminis f.sp.tritici）渗透到小麦体内，寄主细胞表现细胞核形状改变、液泡消失等现象，因此作者推测该菌可能释放了一种引起寄主细胞改变的物质，然后寄主细胞也释放一种物质杀死真菌，最后造成寄主发生PCD。白志英［13］对小麦与叶锈菌（P.reconditaf.sp.tritici）互作过程中小麦叶肉细胞进行观察，发现在小麦与叶锈菌不亲和互作过程中发生的HR属于PCD。有研究者［14］根据TUNEL染色发现，豇豆受到锈菌侵染时发生HR的早期事件之一是细胞质停止流动，并伴随着原生质体分解和核酸内切酶解裂。近期在椭圆葡萄孢［Botrytis elliptica（Berk.）Cooke］与百合叶片互作研究中发现，该菌能诱导百合叶片细胞出现典型的PCD特征，即原生质浓缩、DNA片段化和NO、H2O2累积等，并发现该过程由磷酸激酶途径所介导［15］。有研究报道小麦白粉菌（Blumeria graminis f.sp.tritici）与小麦根系互作过程中也出现PCD，并且ROS和Ca2＋参与了该过程［16］。表明PCD在植物－病原真菌互作过程中普遍存在。

3.2 细菌引起的PCD

Barlow［17］于1982年报道了由细菌引起的PCD最初的一个特征是寄主细胞膜透性增强。Wakabayashi［18］等人研究发现被丁 香 假 单 胞菌 （Pseudomonas syringae Van hall）无毒株侵染的莴苣叶片中线粒体出现肿胀，类似于动物细胞凋亡，并伴随有细胞质空泡化和浓缩等现象；而当用一株无毒丁香假单胞菌（P.syringae）菌株与拟南芥叶片互作时，也发现有类似细胞凋亡小体的形成［19］。

3.3 病毒引起的PCD

当含N基因的烟草受到烟草花叶病毒（Tobacco mosaic virus，TMV）侵染时，可引起烟草出现PCD现象［20］。研究发现，在PCD发生时，烟草细胞的液泡降解，液泡蛋白酶（vacuolar processing enzymes，VPEs）抑制剂通过抑制这一过程而阻碍PCD的发生。在液泡降解后，细胞中的细胞质和许多细胞器仍然存在，说明细胞中的液泡与细胞质组分的降解无关。但在TMV与番茄互作的研究［21］中发现，在番茄的非接种部位如根尖和茎尖出现了典型的PCD特征，即细胞核的TUNEL检测呈阳性；DNA电泳检测出梯形条带；线粒体结构破坏；液泡膜和质膜收缩和降解等，说明被病毒局部侵染的叶片可诱发同株植物的根尖和茎尖获得系统性PCD反应。

3.4 线虫引起的PCD

关于线虫引起的植物PCD现象，研究报道较少。厉艳［22］在研究松材线虫与松树互作时，发现在松材线虫侵染早期，寄主植物薄壁细胞出现PCD，具体表现为细胞核凝缩变形，染色质浓缩并在核膜下呈新月形聚集，细胞核断裂并形成碎片，形态不规整，分散分布直至最后瓦解。同时还发现当用线虫接种松苗后，在线虫未到达的茎段组织细胞中也出现了不同程度的PCD，研究者认为皮层薄壁细胞发生PCD的数量和程度随着时间的推移和线虫在松苗体内不断扩散分布而逐步增加。该研究首次确认了松树线虫病发生过程中伴随着寄主细胞的PCD。

3.5 毒素和激发子引起的PCD

一些病原真菌产生的毒素也会引起寄主植物发生PCD现象，研究较多的是链格孢（Alternaria）、灰葡萄孢（Botrytis）和马铃薯疮痂病菌［Streptomyces scabiei（ex Thaxter）Lambert et Loria］。当将一定浓度的毒素渗透到植物叶片、悬浮培养的细胞或原生质体中时，可观察到植物PCD现象，如线粒体跨膜势能的降低；DNA梯形条带；细胞核分裂，但质膜和液泡膜仍保持完整；TUNEL反应阳性和凋亡小体产 生［7－8，23］。Elena 等［24］发 现 烟 草 赤 星 病 菌 ［A.alternata（Fr.：Fr.）Keissler］分泌的 AT 毒素与烟草叶片互作中存在典型的PCD现象，并且ROS信号转导途径在诱导PCD中起着重要作用。

另外，植物病原真菌产生的寡糖、糖蛋白、四烯酸、蛋白质和多肽等分子，作为激发子可诱发寄主植物发生防卫反应和细胞死亡。其中用隐地疫霉（Phytophthora cryptogea Pethybridge et Lofferty）分泌的隐地蛋白（cryptogein）处理烟草细胞，观察到PCD的发生，细胞质浓缩，细胞核浓缩裂解，DNA片段化及凋亡小体形成等［25］。Sasabe等［26］发现致病疫霉［P.infestans（Montagne）de Bary］分泌的elicitin INF1可以诱导烟草悬浮细胞发生死亡并检测到DNA片段化，处理后的1～3h内PAL（phenylalanine ammonla－lyase）防卫基因表达且 H2O2累积；有学者［27］研究表明，当用灰霉菌（Botrytis cinerea Pers.ex Fr.）的激发子处理拟南芥悬浮细胞时，其细胞在死亡的同时伴有H2O2和茉莉酸的产生，同时苯丙氨酸解氨酶（PAL）、查尔酮异构酶（chalcone isomerase，CHI）、查尔酮合成酶（chalcone synthase，CHS）的活性增强。而Erin和 Alex［28］则发现嗜腐菌能诱导拟南芥出现HR反应。同时细菌hpr基因编码的蛋白激发子Harpin也可以诱导烟草悬浮细胞［29］出现典型的PCD现象。

4 PCD的调控机理

4.1 信号转导

4.1.1 活性氧

活性氧簇（reactive oxygen species，ROS）被认为与植物过敏性反应和系统获得抗性相关，是调控防卫反应的重要因子［30］。在病原物与寄主互作而发生PCD的早期，植物通过消耗分子氧而瞬时产生ROS，即发生氧爆发［31］，这种氧爆发往往存在于抗性植物，常见的ROS包括超氧阴离子（O－2）、羟自由基（OH－）和过氧化氢（H2O2）等。大量研究发现，凡能影响ROS代谢进而调节细胞内ROS水平的因素均与植物PCD有关。Mittler［32］等发现，用丁香假单胞菌菜豆致病变种（Pseudomonas syringae pv.phaseolicola Young）和烟草花叶病毒（TMV）分别感染烟草叶片时，在低氧条件下PCD的发生受到抑制，同时抗坏血酸过氧化物酶（ascorbate peroxidase，APX）和Cu－Zn超氧化物歧化酶（Cu－Zn SOD）等转录增加，膜脂过氧化也同时增加，表明在HR反应过程中的确存在活性氧的生成。当将反义过氧化氢酶（catalase，CAT）和反义APX基因转入烟草植株后，转基因植物的CAT和APX含量下降，同时观察到在病原菌侵染下转基因植株较野生型更容易发生PCD，证明了病菌诱发的PCD与ROS有关［33］。

NO也属于ROS中的一类，在HR中同时参与PCD和系统获得抗性［34］。当用疫霉菌接种马铃薯叶片时，空白对照的叶片中叶绿素含量明显下降，而经NO发生剂硝普钠（sodium nitroprusside，SNP）处理的叶片叶绿素浓度无明显变化，且明显地减轻感病所导致的细胞膜离子渗漏及细胞核DNA的断裂［35］。Delledonne［36］等人研究发现接种无毒大豆假单胞菌［P.syringae pv.maculicola（McCulloch）Young，Dye et Wilkie］能诱导大豆产生PCD现象，并伴随 NO产生，NOS抑制剂（nitro L arginine methyl ester，L－NAME）能抑制拟南芥过敏性细胞死亡。在NO或无毒病原菌介导的过敏性细胞死亡中，半胱氨酸蛋白酶抑制子AtCYS1能被诱导，并且该基因的过量表达又会抑制拟南芥悬浮细胞和转基因烟草中病原体和活性氧引起的细胞死亡，表明半胱氨酸蛋白酶和其抑制子在由NO介导的PCD中起着关键作用［37］。

4.1.2 水杨酸（salicylic acid，SA）

SA是植物抗病防卫反应的一种重要信号分子，同时也参与植物PCD调控。有研究显示，当用TMV处理烟草时，侵染点周围细胞中的SA含量急剧上升［38］，ROS也协同增加，导致了PCD和获得了系统防卫。SA积累能清除下游ROS自由基，同时有助于增加植物与病原物识别过程中产生的大量ROS［30］。外源SA既可诱导由大豆细菌性斑点病菌（P.syringae pv.glycinea）引起的R基因控制的大豆细胞培养中死亡［14］，又可调控臭氧（O3）胁迫诱导的HR细胞死亡［39］。水杨酸水解酶基因（NahG）产物可降低细胞内源SA含量，含有NahG基因的烟草和拟南芥在病毒侵染和臭氧胁迫下不表现HR，而其相应的野生型植株则表现HR，表明SA对植物 PCD 有重要调控作用［40－41］。

4.1.3 Ca2＋

Ca2＋是一种胞内信号分子，广泛分布于植物细胞壁、细胞核、内质网、线粒体及细胞质中，该信号主要发生于ROS产生的下游［42］。已有研究报道，Ca2＋参与了多种植物PCD过程，如壳聚糖诱导的大豆细胞PCD［43］，马铃薯疮痂病菌［Streptomyces scabiei（ex Thaxter）Lambert et Loria］分泌的thaxtomin A毒素引起的拟南芥PCD与Ca2＋的细胞内流增加相关［44］。液泡破裂是许多植物发生PCD的重要表现，其膜破坏则与细胞Ca2＋浓度有关。植物细胞在病原菌侵染后，Ca2＋内流，从而增加了胞内钙水平，结果引起液泡破裂；细胞质流动变慢，并且减速的胞质流在液泡崩溃前停止，而该过程可被钙螯合剂和钙离子通道阻断剂如冈田酸（okadaic acid，OA）所抑制。

4.2 相关蛋白酶

细胞解体是PCD的最终环节，已知该过程由很多蛋白水解酶共同协作完成。已在植物中发现多种与动物细胞凋亡功能相似的半胱氨酸蛋白酶类，如VPEs（液泡蛋白酶）、metacaspases（胱天蛋白酶）和saspases（丝 氨 酸 内 肽 酶 ）等［45－46］。 研 究 发 现，在TMV感染的烟草叶片发生PCD过程时，VPEs表现出类似caspase－1的活性；当用TMV感染VPEs发生沉默的烟草时，被感染叶片上没有可见的损伤，而类caspase－1活性的减少量则与VPEs的减少量成正比关系［20］，表明液泡蛋白酶（VPEs）参与了由TMV引起的PCD。Watanabe和Lam［47］研究发现，AtMCP1b和AtMCP2b（metacaspases类）的活性能够被半胱氨酸酶抑制剂（zVAD－fmk）所抑制，且两者的表达激活了植物PCD过程。同时在灰霉菌（B.cinerea）诱导的番茄细胞死亡中，发现LeMCA1（metacaspase类）的转录水平迅速提高，而LeMCA1转录水平在由喜树碱（camptothecin）或伏马菌素（fumonisin B1）诱导的悬浮细胞死亡过程中却保持不变［48］，表明不是所有的细胞死亡过程都伴随着同一种酶的转录增强。有研究表明具有caspase活性的saspase－1和saspase－2可被caspases酶特异性抑制剂 Ac－VAD－CMK（caspase－1抑制剂）所抑制，并可以水解多种caspases酶的特异性底物。这两种酶在由维多利亚旋孢腔菌（Cochliobolus victoriae Nelson）产生的Victorin毒素诱导燕麦产生PCD过程中起重要作用，其原因有可能是由于saspase被释放到细胞外液，从而激活了PCD［49］。

4.3 相关基因

与PCD直接相关的基因报道较少，目前研究较为深入的有大麦mlo基因，拟南芥AtMYB30转录因子等［51－52］。大麦mlo基因赋予植物广谱高效抗病性［50］，对大麦抗白粉病的作用尤为突出。研究认为，mlo基因在植物细胞凋亡过程中起负调控作用，在其隐性功能丧失的突变品种中，白粉病侵染的细胞不发生过敏性反应，而是以局部细胞壁沉积加厚的方式来抵抗病原菌，即对初期侵染的病原菌具有强烈的结构抗性，导致病原菌不能成功侵染大麦表皮细胞［51］。Fabienne等［52］从拟南芥中克隆了与PCD相关的AtMYB30转录因子，并发现AtMYB30的过量表达能加速和增强对病原菌的抗性，在病原菌入 侵 时 诱 导 类 似 HR 的 反应。Liu等［53］对RRP46（rRNA加工蛋白）转录因子的功能进行了研究，发现大麦与白粉菌互作中，该转录因子引发了病原菌侵染的寄主细胞死亡中RNA加工和降解。另外从番茄中获得的抗病基因PTO编码一类丝／苏氨酸蛋白酶，将其PTI序列导入烟草后能加速产生HR［54］，表明该基因参与了PCD的发生过程。

5 结语

目前关于植物与病原互作过程PCD的许多机制仍不清楚，但有关植物和真菌细胞凋亡或死亡的相关基因、活性氧信号传导、与细胞死亡有关的分子互作机制等方面已有较多研究，并得到了许多有意义的结果，从细胞学和分子生物学角度揭示了病害发生机制和植物的抗病机理，对病害的有效控制和抗病品种选育具有重要的实际应用意义。

［1］ 翟中和，王喜忠，丁明孝.细胞生物学［M］.北京：高等教育出版社，2000：465.

［2］ Allen R.A cytological study of infection of Baart and Kanred wheats by Puccinia graminis tritici［J］.Journal of Agricultural Research，1923，23：131－151.

［3］ Lam E.Controlled cell death，plant survival and development［J］.Nature Reviews in Molecular Cell Biology，2004，5：305－315.

［4］ Li J，Zhang Z G，Ji R，et al.Hydrogen peroxide regulates elicitor PB90－induced cell death and defense in non－heading Chinese cabbage［J］.Physiological and Molecular Plant Pathology，2006，67：220－230.

［5］ Sasabe M，Takeuchi K，Kamoun S，et al.Independent pathways leading to apoptotic cell death，oxidative burst and defense gene expression in response to elicitin in tobacco cell suspension culture［J］.European Journal of Biochemistry，2000，267：5005－5013.

［6］ Van Breusegem F，Dat J F.Reactive oxygen species in plant cell death［J］.Plant Physiology，2006，141：384－390.

［7］ De Jong A J，Yakimova E T，Kapchina V M，et al.A critical role for ethylene in hydrogen peroxide release during programmed cell death in tomato suspension cells［J］.Planta，2002，214：537－545.

［8］ Van Baarlen P，Staats M，van Kan J A L.Induction of programmed cell death in lily by the fungal pathogen Botrytis elliptica［J］.Molecular Plant Pathology，2004，5（6）：559－574.

［9］ Veneault－Fourrey C，Barooah M，Egan M，et al.Autophagic fungal cell death is necessary for infection by the rice blast fungus［J］.Science，2006，312：580－583.

［10］ Courtois－Moreau C，Pesquet E，Sjodin A，et al.A unique program for cell death in xylem fibers of Populus stem［J］.The Plant Journal，2009，58：260－274.

［11］ Ohashi－Ito K，Oda Y，Fukuda H.Arabidopsis VASCULARRELATED NAC－DOMAIN6directly regulates the genes that govern programmed cell death and secondary wall formation during xylem differentiation［J］.The Plant Cell，2010，22：3461－3473.

［12］ Imani J，Baltruschat H，Stein E，et al.Expression of barley BAX Inhibitor－1in carrots confers resistance to Botrytis cinerea［J］.Molecular Plant Pathology，2006，7：279－284.

［13］ 白志英.小麦与叶锈菌互作中细胞程序性死亡的研究［D］.保定：河北农业大学硕士论文，2002.

［14］ Shirasu K，Nakajima H，Rajasekhar V K，et al.Salicylic acid potentiates an agonist－dependent gain control that amplifies pathogen signals in the activation of defense mechanisms［J］.Plant Cell，1997，9：1－10.

［15］ Peter Van Baarlen，Martijn Staats，Vankan J A L.Induction of programmed cell death in lily by the fungal pathogen Botrytis elliptica［J］.Molecular Plant Pathology，2004，5（6）：559－574.

［16］ 邓祥宜.淹水胁迫及白粉病菌诱导小麦根细胞程序化死亡的研究［D］.武汉：华中农业大学，2009.

［17］ Barlow P W.Cell death－an integral part of plant development［M］∥Jackson M B，Grout B，Mackenzie I A，（eds.）.Growth Regulators in Plant Senescence.Wantage：British Plant Growth Regulator Group，1982：27－45.

［18］ Wakabayashi T，Karbowski M.Structural changes of mitochondria related to apoptosis［J］.Biological Signals and Receptors，2001，10：26－56.

［19］ Levine A，Pennell R I，Alvarez M E，et al.Calcium－mediated apoptosis in a plant hypersensitive disease resistance response［J］.Current Biology，1996，6：427－437.

［20］ Hatsugai N，Kuroyanagi M，Yamada K，et al.A plant vacuolar protease，VPE，mediates virus－induced hypersensitive cell death［J］.Science，2004，305：855－858.

［21］ 周树敏，刘文娜，孔令安，等.TMV－番茄互作中的系统性PCD反应［J］.中国科学C辑（生命科学），2008，38（9）：825－835.

［22］ 厉艳.松树线虫病早期寄主薄壁细胞死亡方式的研究［D］.南京：南京林业大学，2004.

［23］ Curtis M J，Wolpert T J.The victorin－induced mitochondrial permeability transition precedes cell shrinkage and biochemical markers of cell death，and shrinkage occurs without loss of membrane integrity［J］.Plant Journal，2004，38：244－255.

［24］ Yakimova E T，Yordanova Z P，Slavov S，et al.Alternaria alternata at toxin induces programmed cell death in tobacco［J］.Journal of Phytopathology，2009，157：592－601.

［25］ Dang J L，Dietrich R A，Richberg M H.Don′t have no mercy：cell death programs in plant cell［J］.Cell，1996，8：1793－1807.

［26］ Sasabe M，Takeuchi K，Kamoun S，et al.Independent pathways leading to apoptotic cell death，oxidative burst and defense gene expression in response to elicitin in tobacco cell suspension culture［J］.European Journal of Biochemistry，2000，267：5005－5013.

［27］ Repka V，Irma Fischerova，Katarina Silharova.Biological activity of the elicitor released from mycelium of a grapevine isolate of the necrotrophic fungus Botrytis cinerea［J］.Vitis，2001，40（4）：205－212.

［28］ Eri M Govrin，Alex Levine.The hypersensitive response facilitates plant infection by the necrotrophic pathogen Botrytis cinerea［J］.Current Biology，2000，10（13）：751－757.

［29］ 刘爱新，李多川，王金生，等.HarpinXoo诱导烟草过敏性细胞死亡的特征及有关基因表达［J］.中国农业科学，2005，38（12）：2446－2450.

［30］ Nandini P S，Hans J L J，Jens D J，et al.Roles of reactive oxygen species in interactions between plants and pathogens［J］.European Journal of Plant Pathology，2008，121：267－280.

［31］ Bolwell G P，Daudi A.Reactive oxygen species in plant－pathogen interactions［J］.Signaling and Communication in Plants，2009：113－133.

［32］ Mittler R，Shulaev V，Seskar M.Inhibition of programmed cell death in tobacco plants during apathogen－induced hypersensitive response at low oxygen pressure［J］.Plant Cell，1996，8：1991－2001.

［33］ 于明革，杨洪强，赵福庚，等.植物细胞编程性死亡的调控［J］.植物生理学通讯，2002，38（5）：493－499.

［34］ Neill S，Bright J，Desikan R，et al.Nitric oxide evolution and perception［J］.Journal of Experimental Botany，2008，59：25－35.

［35］ Laxalt A M，Beligni M V，Lamattina L.Nitric oxide preserves the level of chlorophyll in potato leaves infected by Phytophora infestans［J］.European Journal of Plant Pathology，1997，73：643－651.

［36］ Delledonne M，Xia Y，Dixon R A，et al.Nitric oxide functions as a signal in plant disease resistance［J］.Nature，1998，394：585－588.

［37］ Beatrice Belenghi，Filippo Acconcia，Maurizio Trovato，et al.AtCYS1，a cystatin fromArabidopsis thaliana，suppresses hypersensitive cell death［J］.European Journal of Biochemistry，2003，270：2593－2604.

［38］ Enyedi A J，Yalpani N，Silverman P，et al.Localization，conjugation，and function of salicylic acid in tobacco during the hypersensitive reaction to Tobacco mosaic virus［J］.Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of A－merica，1992，89：2480－2484.

［39］ Rao M V，Jee H I，Creelman R A，et al.Jasmonic acid signaling modulates Ozone－induced hypersensitive cell death［J］.Plant Cell，2000，12（9）：1633－1646.

［40］ Lorrain S，Vailleau F，BalaguéC，et al.Lesion mimic mutants：Keys for deciphering cell death and defense pathways in plants［J］.Trends in Plant Science，2003，8：263－271.

［41］ Shah J.The salicylic acid loop in plant defense［J］.Current O－pinion in Plant Biology，2003，6：365－371.

［42］ Grant M，Brown I，Adams S，et al.The RPM1 plant disease resistance gene facilitates a rapid and sustained increase in cytosolic calcium that is necessary for the oxidative burst and hypersensitive cell death［J］.The Plant Journal，2000，23：441－450.

［43］ Anna Zuppini，Barbara Baldan，Renato Millioni，et al.Chitosan induces Ca2＋－mediated programmed cell death in soybean cells［J］.New Phytologist，2004，161（2）：557－568.

［44］ Errakhi R，Dauphin A，Meimoun P，et al.An early Ca2＋influx is a prerequisite to thaxtomin A－induced cell death in Arabidopsis thaliana［J］.Journal of Experimental Botany，2008，59（15）：4259－4270.

［45］ Rotari V I，He R，Gallois P.Death by proteases in plants：whodunit［J］.Physiology Plantarum，2005，123：376－385.

［46］ Sanmartín M，Jaroszewski L，Raikhel N V，et al.Caspases regulating death since the origin of life［J］.Plant Physiology，2005，137：841－847.

［47］ Watanabe N，Lam E.Two Arabidopsis metacaspases AtMCP1band AtMCP2bare arginine／lysine－specific cysteine proteases and activate apoptosis－like cell death in yeast［J］.Journal of Biological Chemistry，2005，280：14691－14699.

［48］ Hoeberichts F A，ten Have A，Woltering E J.A tomato metacaspase gene is upregulated during programmed cell death in Botrytis cinerea－infected leaves［J］.Planta，2003，217：517－522.

［49］ Coffeen W C，Wolpert T J.Purification and characterization of serine proteases that exhibit caspase－like activity and are associated with programmed cell death in Avena sativa［J］.Plant Cell，2004，16：857－873.

［50］ Baker S J，Newton A C，Gurr S J.Cellular characteristic of temporary partial breakdown of mlo－resistance in barley to powdery mildew［J］.Physiological of Molecular Plant Pathology，2000，56：1－11.

［51］ Christoph P，Thomas L.Be fruitful and multiply：gene amplification inducing pathogen resistance［J］.Trends in Plant Science，2005，10（6）：257－260.

［52］ Fabienne V，Xavier D，Mauriee T，et al.AR2R3－MYB gene，AtMYB30，acts as appositive regulator of the hypersensitive cell death program in plants in response to pathogen attack［J］.Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，2002，99：10179－10184.

［53］ Liu Xi，Matthew J Moscou，Yan Meng，et al.Transcriptbased cloning of RRP46，a regulator of rRNA processing and R gene－independent cell death in barley－powdery mildew interactions［J］.The Plant Cell，2009，21：3280－3295.

［54］ Guido S，Mark D A，Gregory B.Thr38and Ser198are Pto autophosphorylation sites required for the AvrPto－Pto－mediated hypersensitive response［J］.European Molecular Biology Organization Journal，2000，19（10）：2257－2269.