食物血糖应答测试方法研究进展

丁方莉，柳 嘉，林 静，高 铭，王 晴，苑 鹏，韩晓峰，陈 伟，段盛林，*

(1.中国食品发酵工业研究院有限公司，北京100015;2.功能主食创制与慢病营养干预北京市重点实验室，北京100015;3.中国医学科学院北京协和医院临床营养科，北京100730)

糖尿病作为与膳食营养关系最为密切的慢性病之一，其科学饮食控制一直广受关注。由于食物中碳水化合物是血糖的直接来源，因此控制血糖就要选择血糖应答较低的食物，即糖尿病人食用富含碳水化合物类的食物后血糖生成速度越慢，血糖生成水平越低，越有利于保持血糖的稳态，从而减少血糖波动［1］。

食物的血糖应答(Glycemic responses，GR)是指食物对血糖水平变化的影响［2］，通过观察食物餐后不同时间点(通常为0～2 h)血糖生成情况，可了解食物对血糖水平可能的影响情况。在一些研究中，为了深入探究食物的血糖应答情况，往往会观察并测试更长的时间。在以往GR研究的基础上，1981年Jenkins等［3］正式提出了血糖生成指数(Glycemic index，GI)的概念，通过比较健康受试者食用测试食物和参比食物2 h内的血糖水平，并计算得到食物GI值，可直观比较不同食物的餐后血糖应答情况。GR与GI均可以用来研究食物的血糖生成能力及强弱，且都可以采用人体测试方法进行研究。与GR不同的是，GI是通过标准统一的人体测试方法测定并计算得到的具体数值，可作为富含碳水化合物食物本身的属性，是食物的物理属性，而GR测试可采用不同的方法，且没有统一的标准，除了人体测试之外，动物模型和体外模拟消化的测试方法中也常应用到，且GR实验更多地是用来进行研究，而并非要通过测试得出具体的参数［2］。GI能较为真实地反映人体摄入食物后血糖的变化。大量研究结果表明，低GI饮食对糖尿病的血糖稳定以及糖尿病并发症有显著的改善作用［4－5］，糖尿病患者选择GI较低的食物更有助于保持血糖平稳，减缓疾病的进展［6］。

GI值是低GI饮食选择的一项重要参考指标。GI值的测试是通过人体测试进行的，通过监测健康受试者分别摄入含有25或50 g可利用碳水化合物的食物后2 h的血糖变化，以及食用相应可利用碳水化合物量的葡萄糖或白面包后的血糖变化，计算并经过科学统计得到的具体数值［7］，是目前国际上可标准化且可平行比较食物的血糖应答的测试方法。GI测试中一个食物样品至少需要10个志愿者进行3次以上的测试，试验过程繁琐，测试费用昂贵，而且影响因素较为复杂［8－9］。因此，除了人体测试之外，动物试验和体外消化模型也普遍应用于的食物血糖应答研究之中。动物模型可模拟食物在体内的血糖应答，是一种比较简捷的测定食物血糖应答的方法［10－11］。通过比较受试动物分别食用测试样品和等量葡萄糖后的血糖水平变化，从而得出测试食物的血糖应答情况，并可计算得到食物的GR值［12］。由于灌胃和取血操作会导致动物产生应激反应，因此动物试验在测试食物血糖应答时会产生偏差［13］。1992年，英国生理学家Englyst等［14－15］率先提出了快消化淀粉(Rapidly digestion starch，RDS)、慢消化淀粉(Slowly digestion starch，SDS)和抗性淀粉(Resistant starch，RS)的概念与测定方法，并建立了一套通过模拟人体口腔咀嚼、胃部消化和小肠消化的体外消化模型，用于预测食物的血糖应答，并可通过计算得到食物的预测血糖生成指数(Expected glycemic index，eGI)。通过体外消化模型研究食物的水解情况，可快速大量地进行原料筛选，且对GI值有一定的预测性。然而，体外模拟食物消化也会受很多因素的影响，如食物成分组成、样品预处理方法、消化体系温度、pH等。

食物的血糖应答测试是一项很复杂的工程，企业和相关研究学者对血糖应答测定方法的认知和了解程度仍旧很薄弱，对不同方法的注意事项和适用范围等仍认知较少。本文通过大量的文献检索，并结合实验室测试经验，对血糖应答相关的研究进行梳理和综述，旨在为企业的产品研发和学者的后续研究提供一定的帮助和指导。

1 人体测试

人体测试是最能反映食物真实血糖应答的方法，人体测试食物血糖应答通常采用GI测试的方法进行。此外，在研究一些含抗性淀粉食物的血糖应答时，会延长餐后血糖监测时间点，而在研究食物对糖尿病患者的血糖干预情况时，通常会监测更长时间。

1.1 GI测试方法

人体测试是目前国内外测定食品GI值的金标准方法。GI概念未被提出之前，学者们普遍认为碳水化合物的血糖应答仅与其复杂程度有关，简单的单糖和双糖可以迅速被人体消化利用，导致血糖升高;复杂的多糖则消化较慢。而实际上多糖如快消化淀粉的血糖应答远大于一些单双糖如果糖、半乳糖、蔗糖和海藻糖等［16］。

食物血糖应答测试最早是通过检测尿液中的葡萄糖含量，但由于非糖尿病患者尿液中也会有葡萄糖存在，因此早期通过检测尿液中葡萄糖含量测试食物血糖应答的研究大都存在假阳性的情况，而检测血液中葡萄糖含量才是更准确的［16］。

GI测试的方法标准化以前，受试者的禁食时间、血液样本间隔点、营养素的摄入剂量等都没有统一的标准，并且测试食物的成分也常常是不明确的［16］。经过专家学者多年来的努力，逐渐形成了GI测试的标准方法［17］。根据GI定义:分别测定受试者摄入葡萄糖和含等量可利用碳水化合物(Available carbohydrate，AC)的食物后15、30、45、60、90、120 min的血糖水平，绘制食物血糖应答曲线并计算曲线下面积，将葡萄糖或白面包在2 h内的血糖应答曲线AUC定义为100或71，其他食物的GI值则通过两者曲线下面积的比值乘以100即得该食物GI值。用公式表示为:GI=［含有等量AC的AUC/葡萄糖(或白面包)的AUC］×100(或71)。GI定义中AUC表示方法有两种:一种是总AUC(Total area under the curve，TAUC)，表示血糖曲线下总面积;另一种是计算增加的IAUC(Incremental area under the curve，IAUC)，表示在空腹血糖水平以上的曲线下面积，低于空腹血糖的面积不计算在内［18］。目前，国内外标准中计算GI值时以IAUC来计算，并根据梯形规则求得面积。

经过20多年的国际合作、研究和实践，澳大利亚形成了国家标准AS 4694－2007并通过澳大利亚GI基金会标注标识。国际标准化组织ISO发布的ISO 26642:2010是目前GI测试的国际通用标准，可用于产品GI测试、GI研究和国际实验室之间的数据比对。中国国家卫生健康委员会2019年6月发布了WS/T 652－2019《食物血糖生成指数测定方法》［19］，并对测试食物中可利用碳水化合物的摄入目标量做了适当调整。相关研究结果表明，摄入剂量为5、10、20、50 g葡萄糖的血糖应答呈非线性的正相关关系，而当摄入剂量大于50 g时，血糖应答与葡萄糖摄入剂量不成正相关，50 g葡萄糖引起的血糖应答反而要强于70～100 g［16］。此外，当摄入白面包中可利用碳水化合物剂量由0 g增长至20 g时，GI值组内变异系数由98%降至28%，而随着剂量从20 g增加至50 g，组内变异系数降低为26%，即20 g应作为人体GI测试可利用碳水化合物摄入的最低剂量［16］。

1.2 可利用碳水化合物与血糖应答

并非所有的食物都能通过人体测试研究血糖应答，只有对人体血糖波动有影响的食物，即含有可利用碳水化合物的食物才可以进行测试。可利用碳水化合物最早被学者定义为可以提供人体代谢所需要的葡萄糖或可为机体提供能量的碳水化合物。然而，除了小肠内吸收的单糖可为人体供能之外，一些不可利用碳水化合物在大肠内的发酵也可以产能，这种定义显然是不明确的。1998年，联合国粮食及农业组织(Food and Agriculture Organization of the United Nations，FAO)的一项碳水化合物报告定义可利用碳水化合物为可产生葡萄糖并被人体代谢利用的碳水化合物。然而，除了葡萄糖之外，果糖等单糖也可以被人体消化吸收，因此，该定义也存在局限性。在以往的研究基础上，AACC碳水化合物定义委员会定义可利用碳水化合物为:食物中可被人体消化形成单糖，而后被人体吸收且可被机体代谢的碳水化合物。常见的可利用碳水化合物种类如表1所示。

表1 常见的可利用碳水化合物Table 1 The common available carbohydrates

不可利用碳水化合物包括不可被人体消化的可溶性膳食纤维、不可溶性膳食纤维、抗性淀粉以及一些糖醇。不可利用碳水化合物不可被人体消化利用，也就不引起血糖升高，因此无法进行血糖应答测试。WS/T 652－2019《食物血糖生成指数测定方法》中给出了常见的不可利用碳水化合物种类，如表2所示。

表2 常见的不可利用碳水化合物Table 2 The common unavailable carbohydrates

膳食纤维等不可利用碳水化合物不可进行GI测试，但可以通过人体测试其对食物血糖应答的影响。在葡萄糖测试中加入瓜尔豆胶可显著降低葡萄糖的血糖应答，研究还表明制作白面包时加入12 g阿拉伯木聚糖纤维(12 g/75 g可利用碳水化合物)可使白面包GI值降至41［17］。此外，人体测试还可以用来研究含有消化酶抑制剂的功能原料如桑叶提取物、白芸豆提取物、阿卡波糖以及富含多酚类活性成分的植物提取物如沙棘提取物、甘蔗提取物等对血糖应答的降低效应［20－21］。

1.3 人体测试的影响因素

人体试验测定食物血糖应答受到多个因素的影响［22］，受试对象身体健康状况、受试者测试前用餐种类、运动情况、服药情况、参考食物等［16，23］。

受试对象在非健康状态下的血糖应答与正常状态下的血糖应答不同，这是由于在非健康状态下体内的激素水平会产生变化，进而影响食物在体内的消化吸收;受试者前天晚上食用富含抗性淀粉的食物后，会降低对随后一餐的血糖反应，即“第二餐效应”［24－25］;受试者如果服用了一些影响体内激素水平的药物，或者一些含有多酚黄酮类物质的药物时，也会影响碳水化合物在体内的消化过程［26］。除了影响碳水化合物消化利用的因素之外，血液流速也会影响食物血糖应答的测试。研究表明环境温度可直接影响血液流速，毛细血管血与人体静脉血相比，其流速受环境温度影响波动较小，因此测试结果更稳定［16］。此外，指尖采血的血糖应答曲线IAUC在不同食物之间差异更大，比静脉血更适合识别出血糖应答差异。此外，指尖采血的方式不仅简单便捷，还更易受控制，因此指尖采血的方式更适用于食物的血糖应答测试［16］。

2 动物测试

通过人体测试研究食物餐后血糖应答时，短时间内获得大量数据较为困难，因此探究能够预测血糖应答的动物模型具有重要意义。动物模型测试可通过比较受试动物进食食物后的血糖曲线下面积(AUC或者IAUC)与进食等量AC的葡萄糖血糖曲线下面积，将进食葡萄糖后的血糖曲线下面积定义为100，两者曲线下面积的比值乘以100，即可计算得到食物的具体GR值，有利于不同食物样品测试结果的直观对比［12］。

2.1 动物模型的选择和分组

用作GR测试的实验动物有羊、公鸡、猪、小鼠和大鼠等，而大鼠和小鼠由于模式化程度较高，是测试所选取的主要动物模型，其中Long evan大鼠、Sprague Dawley大鼠和ICR小鼠是应用最多的动物模型［27－28］。

由于取血会导致动物产生应激反应，因此动物模型不能比较同一个体分别摄食葡萄糖和测试样品后的血糖应答情况［29］。通常是将实验动物随机分组，对照组摄食葡萄糖，其他组摄食食物样品。为保证各组动物样本的均一性，可分别将每只受试动物称重，进行排序，将各个体重段的受试动物平均分配到各组，最后再剔除每组体重最高和最低两只小鼠的数据。

2.2 动物测试流程

不同学者采用动物模型测试食物GR值的研究方法略有不同(表3)。为了充分模拟食物在人体的消化过程，用于动物灌胃的样品需要事先进行熟化，如含有淀粉的碳水化合物样品，需要充分糊化后才可灌胃［10，21］。动物模型测试食物GR值时一般选择测定餐后2～3 h内血糖水平，少数的研究会至4 h［12］。研究结果显示，模型动物的血糖水平在餐后2 h后趋于平稳下降阶段［28，30］，因此选择餐后2、3或4 h研究食物GR值的结果差异不大。通常选择尾静脉取血的方法收集各个时间点的血样，然后采用血糖仪或葡萄糖试剂盒测定血糖水平。试剂盒测定血糖时需要将血样离心后取上清液测定，所需血样量较多，比较适用于大鼠模型。目前，实验动物资源已发展得非常丰富，动物模型的构建也比以往更加迅速、准确、可靠。然而GR测试需要收集动物7～8个时间点的血样，而动物在多次尾部取血后会产生应激反应，因此要想获得稳定的数据除了选择合适的动物模型外，还需要实验人员掌握专业的操作技巧。

表3 血糖应答测试的不同方法(动物模型)Table 3 Different of glycemic response methodology in animal model

人体GI测试通常需要进食含有50 g可利用碳水化合物样品，而成年男性质量为65 kg左右，根据动物模型的体重进行灌胃，灌胃剂量一般为0.72 g/kg·bw［10］。不同的研究使用的剂量不同，其中1.2、1.5和1.875 g/kg·bw是常用的灌胃剂量［35－36］。而对于不同种类的受试动物，灌胃剂量需要进行预实验后才可确定。

动物模型可模拟食物样品在体内的消化情况，适用于流食和粉剂样品的测试。而主食类测试样品如米饭、面条和杂粮等则需要粉碎至很细的粒度后才可以进行灌胃，这其中忽略了食物质构和颗粒度等因素对血糖应答的影响［23］，因此动物模型不能完全反映其真实消化吸收情况。

3 体外消化模拟

体外消化模型是在生物体外模拟人体胃肠道的消化环境，可用来预测食品营养吸收、生物成分有效利用、食品摄入安全评价等［37］。Englyst等［38］建立了一种体外模拟测试样品血糖应答的方法，通过口腔咀嚼、胃部消化和小肠消化模拟，测定淀粉在不同时间点的水解率，再通过比较样品体外水解率曲线下面积与参比样品的水解率曲线下面积，计算得出水解指数(Hydrolysis index，HI)，从而反映样品的血糖应答情况。Englyst等［14］采用此体外模型共测试了7种不同来源的淀粉类食物样品，发现不同样品的淀粉水解情况差异很大，白面包和煮熟的土豆体外水解率和水解速率均较高，而意大利面和扁豆的水解率和水解速率均较慢。定义参比样品的水解指数为100，还可计算得出样品的eGI值，并对GI有一定的预测性［39］。食物中复杂的组分可影响其血糖应答，测试不同食物样品时建立的消化模型也不尽相同，但均是为了使体外消化模型能更加准确地模拟该食物在体内的消化过程［40］。因此，体外测试的方法虽无法统一化，但是可以在体外消化的各步骤中给定一些标准化的原则［41］。

3.1 可利用碳水化合物的测定和计算

体外测试之前需要测定样品中可利用碳水化合物的含量，总碳水化合物减去膳食纤维、抗性淀粉以及不可利用糖醇的部分即为食物样品中的可利用碳水化合物。样品中含有的老化直链淀粉也需要测定并刨除［42］。老化直链淀粉可溶于强碱性溶液，测定其含量时需在0℃处理，从而避免高温对游离还原糖的破坏［14］。

3.2 口腔模拟消化

体内的口腔消化阶段主要是对食物进行机械破坏，并伴随着唾液淀粉酶的水解作用。有研究将样品糊化后略去口腔模拟这一步骤，直接进入胃部和小肠模拟消化阶段［38，43］，而绝大部分体外消化模型均进行口腔模拟消化。Granfeldt等［44］采用志愿者口腔咀嚼来进行口腔部分的处理，但人体口腔的个体差异也较大。Germaine等［45］研究了体外消化过程中口腔模拟部分机械剪碎与志愿者口腔咀嚼的不同，发现机械剪碎得到的结果平行性较好。后续的研究多采用猪提取的唾液淀粉酶代替口腔中酶的作用，并对样品进行敲打和剪碎来模拟牙齿的咀嚼［46］。不同的剪碎方法如切碎、筛分、剁碎、均质等处理后的样品粒度大小不同，消化过程也有不同，剪碎后样品的粒度越小，与酶的作用面积就越大，消化速率也就越快［22］。因此，口腔模拟阶段要遵循的一般性原则就是要确保在比较同一类样品的体外消化特性时，要保证样品剪切程度的一致性［41］。

3.3 胃部模拟消化

胃部模拟是通过加入猪胃蛋白酶，来模拟人体内的胃部消化过程。胃蛋白酶需事先溶解在p H为2左右的盐酸溶液中，来模拟胃部环境。此外，胃蛋白酶溶液中需加入一定量的瓜尔豆胶［14］。在消化过程中为避免淀粉类样品在糊化阶段老化，需要加入玻璃珠不断进行搅拌，而玻璃珠的持续振荡又会促进后续消化过程中一些抗酶消化淀粉的水解，导致淀粉水解率增加，因此在胃部模拟阶段加入瓜尔豆胶可提高消化体系的粘度，以降低玻璃珠的影响。加入胃蛋白酶溶液后，于37.0℃水浴振荡器中孵育30 min，孵育结束后加入NaOH中和溶液p H后方可进行下一步。Woolnough等［41］发现有无胃部模拟这一步骤对消化曲线的影响不大，然而，对于蛋白质含量较高的样品，淀粉与蛋白质之间的作用会影响淀粉的消化速率，例如谷类和豆类中的蛋白质限制了淀粉酶与淀粉的接触，会抑制淀粉的消化［47］;在面条制品中，面筋蛋白形成的粘弹性网络包裹着淀粉颗粒，在一定程度上阻碍了酶对淀粉的作用，而去蛋白的面条体外消化速度明显增加［22］。因此，标准化的体外消化模型应包括胃部消化过程。

3.4 小肠模拟消化

小肠模拟消化通过加入猪胰腺提取的胰酶和葡萄糖苷酶的混合酶溶液进行［32］，将胰酶替换为猪α－淀粉酶也是常见的模型［48］。由于体内的胰酶是混合酶，除含有胰淀粉酶外，还含有胰蛋白酶、胰脂肪酶等，仅用α－淀粉酶不能真实地模拟人体小肠部位的消化［49］。此外，若样品中含有蔗糖，还需要在混合酶溶液中加入蔗糖酶以水解蔗糖［50］。人体小肠内部pH约为6.8，为确保体外模拟能够更真实反映体内消化情况，小肠模拟部分所需要的消化酶需事先溶解在pH为6.8左右的缓冲液中［46］。样品中加入混合酶溶液后，混匀后立刻取样，作为小肠模拟消化零点，然后分别于30、60、90、120、150、180 min时取样品消化液，灭酶后测定葡萄糖含量［51］。由于加入混合酶的同时小肠模拟消化已经开始，为确保零点数据的准确性，可在加入小肠消化酶前取出消化液作为消化零点［52］。然后采用沸水浴进行灭酶，冷却至室温后测定葡萄糖含量［48］，此外，还可采用加入无水乙醇、无水乙醇+冰浴或无水乙醇+冰箱冷藏的方式灭酶［38］，加入无水乙醇进行灭酶需要保证加入的酶是过量的。Al－Rabadi等［40］采用冰浴5 min进行灭酶，操作简便但容易导致灭酶不彻底。

3.5 eGI值计算

食物样品中碳水化合物的水解率可通过测定消化液中葡萄糖或麦芽糖的含量进行计算，但由于样品中大都含有一些游离的葡萄糖，测定麦芽糖含量会导致实验结果偏低，因此通常选择测定葡萄糖含量［53］。葡萄糖含量可通过比色法和液相色谱法测定，Englyst等［14］发现2种方法测得的葡萄糖含量无明显差异。由于液相色谱法测试需要的时间较长，比色法与之相比具有方便快捷的优势。

水解率与时间的曲线可通过以下四种函数［44，54］来拟合(表4)，函数①和③适用于体外模拟消化过程中零点没有葡萄糖的食物样品，函数②和④适用于零点有葡萄糖的食物样品［55］。不同样品的体外水解曲线适用不同的拟合函数，在具体拟合过程中，需要根据样品的体外水解率曲线特点，选择最合适的拟合方程，以确保曲线下面积计算的准确性。对于不适合以上四种拟合函数的样品，可以直接采用多项式拟合的方式，通过多项式积分计算曲线下面积。以白面包为参考标准，定义白面包的HI为100，可根据下式计算测试样品的HI。

水解指数(HI)=(样品水解率曲线下面积/白面包水解率曲线下面积)×100

Goni等［51］通过比较体外模拟得出的HI值与体内测试得到的GI值，得出结论:GI=39.71+0.549HI，R2=0.894;而Ackerberg等［54］通过模拟得出了GI=0.862HI+8.198，R2=0.826的结论。根据eGI与HI的关系式，可计算得到样品的eGI值，而具体选择哪个公式须参考同类样品体内测试与体外测试结果的一致性来综合判断。

3.6 体外测试影响因素

影响体外消化的影响因素有很多，如食物的组成成分、淀粉的糊化程度、样品粒度、消化体系温度、pH和搅拌方式等均会影响体外消化结果［56－57］。食物中的蛋白质可将淀粉颗粒团簇嵌入纤维和蛋白质基质中，从而降低淀粉水解率;脂肪可降低淀粉凝胶化，阻碍淀粉酶与淀粉的结合，并对淀粉酶有一定的抑制作用;而食物中膳食纤维类物质通过抑制碳水化合物与消化酶的接触而降低其消化率，尤其是一些粘性纤维可通过增加消化体系的黏度，并限制消化酶的介入，从而使消化速率显著降低［58］。样品含有的生淀粉的糊化程度越高，淀粉颗粒之间的空隙越大，更有利于酶的消化作用［58］。样品粒度大小直接影响酶与底物间的作用面积，样品颗粒越小，消化速率越快。消化体系温度、p H以及搅拌方式均是通过影响酶促反应速率进而影响体外消化过程［59－60］。确定体外消化条件后，须提前用快消化淀粉和慢消化淀粉样品进行测试验证，快消化淀粉应在20 min内消化完全，慢消化样品应在120 min内消化完全。

表4 体外消化水解率曲线拟合函数Table 4 Hydrolysis rate curve fitting functions in in vitro digestion

体外消化模型与体内测试相比具有可复制性强、所需时间短和成本低等优势，可大量地进行原料的测试和筛选。由于测试样品复杂程度不一，难以将体外消化条件统一化，但一些标准化原则的提出可使体外消化模型更加地规范和实用化，从而使同类原料可以使用相同的体外消化模型，有利于产品研发期间的原料筛选和配方优化。

体外消化试验可以测试淀粉类碳水化合物的水解速度和程度，然而人体血糖应答是碳水化合物在体内消化及葡萄糖利用综合作用的结果;此外，还有一些因素如食物的食醋添加量、食物中脂肪和非淀粉多糖比例等会影响胃排空率以及小肠粘膜对葡萄糖的吸收率等，并不影响淀粉体外消化率的测定，但是会影响食物在体内的消化过程［22］。因此，体外消化模型尚不能完全反映食物在体内的真实血糖应答。

4 其它方法

除了以上测试血糖应答的方法，还可以通过计算的方式估算食物的GI值，从而预测食物在人体中可能产生的血糖应答情况。

4.1 食物GI加权法

在己知各种食物GI的前提下，运用食物加权法，可以计算膳食GI值，公式如下:

该公式只考虑了食物的碳水化合物种类和含量，而未考虑不同食物种类搭配、各种营养素之间的交互作用对GI值的影响，此外，实验室之间的测试误差和不同民族的食物制作差异也使得公布的国际数据应用受到很大的限制，因此，该公式的应用存在很大的局限性［61］。

粮食及农业组织(FAO)公布了一个估算膳食或饮食的GI/GL的模型，该模型通过使用通用表中数百种常见食品和饮料的平均GI和GL值，将饮食的GI估算为其组成产品的简单函数［62－63］。此模型不可估算复合膳食的GI值。此外，该模型还有两大局限之处:一是由于计算所用到的产品的GI值来源于食物GI通用表中的平均值，并不能代表实际产品的GI值;二是该模型没有适当考虑餐中非升糖成分(例如面包上的黄油)对GI的影响。

4.2 混合膳食营养素GI加权法

崔红梅等［64］应用葡萄糖氧化酶法测定了9种混合膳食的人体的血糖应答和血糖生成指数，并利用多元逐步回归分析了蛋白质、脂肪和膳食纤维含量对GI值的影响，结果显示，GI值与蛋白质(P，P＜0.01)和膳食纤维(Fi，P＜0.01)有显著的相关性。回归方程如下:

GI=80.52－0.696P－7.263Fi

刘静［61］从营养素对GI值的影响入手，以既往研究为基础，评估了产能营养素含量与膳食GI值的关系，将能量、蛋白质(P)、脂肪(F)、碳水化合物(C)和膳食纤维(DF)与GI进行回归分析，得到如下公式:

GI=53.85－9.06P－0.73F+12.40C－3.18DF

该公式可以根据食物中营养素的含量估算GI值，但没有涉及到具体营养素对GI值的影响。显然，不同的碳水化合物如葡萄糖、果糖、麦芽糊精和淀粉等的血糖应答差异很大，可溶性膳食纤维和不溶性膳食纤维对GI值的影响也不相同。因此该公式的使用受到很大限制。

根据产品配方中各营养素的含量和GI值，计算整个产品的GI值，虽然简单便捷，但需要明确食物中各复杂成分的GI值以及其准确的含量，并且忽略了一些产品的加工过程对GI值的影响，因此比较适合应用在产品研发设计时对配方组成进行宏观调整的阶段。

5 结论与展望

在低GI产品研发和食物血糖应答研究时，须根据具体情况结合使用不同的方法。人体测试更适合在产品研发完成时进行，最终检验并测试产品的血糖应答情况，并可用于GI声称和标识。动物试验适用于研究碳水化合物的血糖应答和一些功能因子对食物血糖应答的影响，从而进行原料筛选和产品预配方的优化。体外消化模型主要适用于可利用碳水化合物含量较高的原料测试和筛选，通过比较体外eGI值，从而大量快速地筛选原料。而GI加权法则可以在产品设计阶段使用，有利于配方的整体调整。在不同阶段结合使用不同的方法，可高效率地进行低GI产品的研发和食物的血糖应答研究。

食物的血糖应答与人体的健康息息相关，但血糖应答只是食物对人体影响的一个方面的体现。在评价食物中碳水化合物的生理特性时，将血糖应答与血糖负荷、胰岛素指数等概念相结合可以更系统地评价食物对人体内分泌与代谢系统的影响，也可以更合理地指导糖尿病人的膳食搭配。