一株高效硫氧化菌的筛选及其对S2-离子氧化途径的推测

张林义 宋晨 徐瑶瑶 王嘉宁 王进 岳正波 刘晓玲

（1. 合肥工业大学资源与环境工程学院，合肥 230009；2. 中国环境科学研究院，北京 100012；3. 南京领先环保技术股份有限公司，南京 210029）

黑臭水体是我国目前突出的水环境问题［1-2］。黑臭成因复杂，现有研究认为可能是因为水体纳入了超出自身净化能力的有机污染物，这些污染物的降解严重消耗了水体中的溶解氧，致使水体呈现严重缺氧或厌氧状态，这导致污染物进一步分解或转化为致黑致臭的物质［3-4］。已有研究表明S2-离子是影响水体变黑的主要污染物［5-7］，它与水体中的重金属离子结合生成的FeS、MnS、CuS等金属硫化物累积并引起了水体变黑［7-8］。因此，将黑臭水体中的S2-离子氧化成为溶解态的SO42-离子是消除水体变黑的有效途径［8］。

S2-离子转化为SO42-的过程在天然水体中主要是由土著微生物完成［9］。然而，这种生物氧化过程在黑臭水体中由于S2-离子的累积及水体的严重缺氧而导致极其缓慢甚至受到阻断［10-11］。硫氧化菌是一类可以将单质硫或还原性硫化物氧化为稳定的SO42-离子的功能微生物［12-13］。目前，硫氧化菌已被用于处理有毒有害污染物、含硫危险废气、含重金属污泥和铜矿溶出等方面［14-17］。近年来，微生物菌剂亦见于黑臭水体处理的报道［18-19］。如将戈登氏菌（Gordonia）、假单胞菌（Pseudomonas）与放线菌（Actinomyces）等单菌或菌群用于化学需氧量（Chemical oxygen demand，COD）、氨 氮（NH3-N）、总磷（Total phosphorus，TP）和重金属离子等污染物的去除［20-22］。然而，这些微生物菌剂多以非硫氧化菌为主，较少涉及黑臭水体富含的关键污染物S2-的去除研究。

本研究从北京黑臭东沙河的泥水混合物中筛选分离出一株土著硫氧化菌。通过考察菌株的生长特性，对其对S2-离子的氧化特性，以及整个生物氧化过程中S2-赋存形态的变化，分析菌株的硫氧化能力。在此基础上，结合高通量测序技术研究菌株的硫氧化功能基因，进一步探讨菌株对S2-离子的主要生物氧化途径，以期为黑臭水体的有效治理提供微生物菌源。

1 材料与方法

1.1 材料

1.1.1 微生物样品采集 本研究菌株来源于北京市的黑臭水体东沙河［7］，样品采集方法参考前人文献描述［23］。为保证菌源多样性，采样时进行多点布置，底泥与水样分别采集。其中，水样为河流表层水样，采样后通过10 μm滤膜过滤去除悬浮颗粒及藻类等杂质，并收集于无菌聚乙烯瓶中；底泥采用抓泥斗自水下0.5-1.0 m处采集，剔除石块和动植物残体等杂质后密封于无菌自封袋中。所有样品在采集后均立即储存在放置有冰袋的保温箱中，确保样品低温、密封保存。在样品采集结束后，将其立即带回实验室开展后续菌株的富集与分离实验。采用底泥与水样等比例均匀混合的方式获取微生物富集分离培养样本。

1.1.2 培养基及含S2-人工废水 （1）富集培养基［24-25］：Na2S·9H2O 0.162 g/L，可溶性淀粉 2.00 g/L，KNO30.100 g/L，K2HPO40.050 g/L，NaCl 0.050 g/L，MgSO4·7H2O 0.050 g/L，FeSO40.001 g/L，营养琼脂20.0 g/L。（2）分离纯化培养基［24-25］：Na2S·9H2O 0.162 g/L，KNO30.100 g/L，K2HPO40.050 g/L，NaCl 0.050 g/L，MgSO4·7H2O 0.050 g/L，FeSO40.001 g/L，营养琼脂 20.0 g/L，葡萄糖 20.0 g/L，蛋白胨 10.0 g/L，酵母浸膏粉 5.00 g/L。（3）液体培养基［16］：葡萄糖20.0 g/L，蛋白胨 10.0 g/L，酵母浸膏粉 5.00 g/L。（4）含S2-人工废水［26］：C6H12O62.50 g/L，K2HPO40.40 g/L，NH4Cl 1.00 g/L，Na2S·9H2O 0.15 g/L。

1.2 方法

1.2.1 菌株的富集与分离 将采集的东沙河微生物样品充分混合均匀后，取5 mL按照1:100的比例稀释于质量浓度为5%的无菌NaCl溶液中，将稀释后的样品接种于富集培养基上，在25℃恒温的条件下培养2-3 d。当富集培养基上菌落生长较多时，用接种环挑取长势较好的单菌落，在分离纯化培养基上进行划线，继续在25℃恒温条件下培养2-3 d。重复这一步骤对菌株进行分离纯化，直至获得所有菌落形态一致，且显微镜观察各菌体细胞形态一致的平板，即为分离获得具有硫氧化功能的单菌株。

1.2.2 单菌株种子液的制备 在无菌条件下，挑取纯化后的单菌落，接种于含有100 mL灭菌后的液体培养基的锥形瓶中，在转速120 r/min和恒温25℃的培养箱中培养2 d后，即获得单菌株种子液。后续实验取种子液按照5%（体积比）接种于无菌液体培养基中，在转速120 r/min和恒温25℃的培养箱中培养2 d进行分批次培养，获得实验用菌体。

1.2.3 菌株的16S rRNA测序鉴定 取足量培养发酵后的菌液，将其在4℃和8 000 r/min条件下离心8 min，并用超纯水清洗3次，获得16S rRNA测序用菌体。样品总DNA抽提采用生工生物工程（上海）股份有限公司的Ezup柱式细菌基因组DNA抽提试剂盒SK8255。实验操作遵照试剂盒说明书。样品PCR扩增以菌株总DNA为模板，扩增设计引物序列分别为27F（AGTTTGATCMTGGCTCAG）和1492R（GGTTACCTTGTTACGACTT），扩增长度为1 500 bp。将扩增产物交由生工生物工程（上海）股份有限公司进行测序，将测序获得的碱基序列结果通过美国国家生物信息中心（National center for biotechnology information，NCBI）中的Blast程序与数据库GenBank中的核苷酸序列进行同源性分析，构建系统发育树。

1.2.4 菌株的生长曲线及S2-氧化最适条件 将制备所得的单菌株实验用菌体接入装有200 mL含S2-人工废水的锥形瓶中，在120 r/min的转速条件下进行生物氧化反应48 h。通过改变唯一变量考察各生长条件对菌株生长量及菌株氧化S2-离子的影响。设计的变量分别为：温度（5、15、20、25、30和35℃）；初始pH值（4、5、6、7和8）；初始葡萄糖浓度（0.01、0.10、1.00、2.50和5.00 g/L）以及初始菌浓度（0.01、0.10、0.50、1.00和2.50 g/L）。通过单因素实验，确定温度、初始pH值、初始葡萄糖浓度和初始菌浓度的最适条件。反应过程中细菌生长量通过OD600值表示。在最适条件下，重新接种扩培后的种子液于相同的实验条件下考察菌株的生长曲线和S2-氧化曲线。

1.2.5 菌株对S2-离子的生物氧化途径分析

1.2.5.1 菌株对S2-离子的生物氧化过程 菌株对S2-离子的生物氧化过程实验在2组容积为5 L的生化反应装置中进行。其中，一组为实验组；另一组为对照组。每组反应装置设置3组平行实验。在反应装置中，实验组按照1 g/L的接种量将菌株接入含S2-人工废水中，对照组不添加菌株，用以比较空气中氧气对S2-氧化的影响。硫氧化过程于最适条件下进行。在整个反应过程中定时取样，测定水样中S2-、S0、S2O32-、S4O62-、SO32-和SO42-的质量浓度。

1.2.5.2 菌株的基因组制备与测序 取足量培养发酵后的菌液，将其在4℃和8 000 r/min条件下离心8 min，并用超纯水清洗3次，获得基因组测序用菌体。采用的E.Z.N.A.® DNA Kit试剂盒（美国Omega公司）进行样品总DNA的抽提；而PE文库的构建利用TruSeqTMDNA Sample Prep Kit试剂盒（美国Illumina公司）。桥式PCR的建立利用HiSeq PE Cluster Kit v4 cBot试剂盒（美国Illumina公司）。Illumina Hiseq测序过程委托上海美吉生物医药科技有限公司完成。

1.2.5.3 菌株的基因组组装与注释 测序获得的Reads中包含Illumina Hiseq原始测序过程中产生的质量较低的Reads。因此，需要将测序之后获得的Reads进行质量剪切以去除这些低质量Reads。将处理后的Reads使用IDBA-UD软件拼接组装优化序列，统计长度不小于500 bp的contigs，获得最优组装结果［27］。菌株的基因预测采用Glimmer 3.02软件进行［28］，之后分别在Nr、Genes、String和Go等数据库blastp比对所预测基因的蛋白序列，获得预测基因的全部注释信息。

1.2.6 分析测试方法 采用分光光度法测定S2-和S0的质量浓度。而，SO32-和SO42-的质量浓度采用离子色谱仪（CIC-D120，青岛盛翰）测定。采用高效液相色谱法（LC-10AD，岛津液相）测定S4O62-浓度。通过细菌计数法［29］测定菌株生长量，并以OD600值表示。

2 结果

2.1 菌株的筛选与鉴定

以硫化钠作为唯一硫源从北京市黑臭水体东沙河的泥水混合微生物样本中筛选高效硫氧化菌，通过分别开展富集培养和分离纯化实验获得了一株对S2-离子具有高效氧化能力的硫氧化单菌株。菌株在分离纯化培养基上进行25℃恒温培养后，菌落为灰色半透明光滑圆形，边缘整齐，质地光滑湿润，直径为2-4 mm，中央凸起。菌株在含S2-离子浓度为20.63 mg/L的培养基中对S2-的氧化率可达到57.0%。

将分离获得的菌株进行16S rRNA测序鉴定，并将获得的菌株序列通过NCBI中的Blast程序与GenBank数据库中已知菌株的序列进行比对，结果显示所获得的菌株与多株Citrobacter菌属已命名纯培养菌株序列同源性高达99%以上。选取其中9条序列与筛选获得的菌株序列通过Mega7软件共同构建系统发育树（图1）。因此，初步确定该菌株属于柠檬酸杆菌属，将其命名为Citrobactersp.sp1。

图1 菌株sp1系统发育树

2.2 菌株sp1的生长及硫氧化特性

2.2.1 温度对菌株sp1生长及硫氧化率的影响 如图2-A所示，在生物氧化反应48 h后，S2-离子的氧化率随着温度的升高显著增加随后则保持稳定。在温度较低时，菌株sp1对S2-离子的氧化率较低，在5℃时为10%；随着温度的升高，S2-氧化率呈显著上升趋势，并在30℃时达到最高值，即91.7%。然而，温度对菌株sp1生长量的影响与S2-氧化率不同。随着温度的升高，菌株sp1的生长量逐渐升高并在30℃时达到最高值，即0.869，但当温度继续升高至35℃时，菌株sp1生长量反而出现明显下降，为0.409。由此可见，菌株sp1对温度的变化较为敏感。30℃的温度最适合菌株sp1的生长及发挥硫氧化的功能。

2.2.2 初始pH对菌株sp1生长及硫氧化率的影响 如图2-B所示，在生物氧化反应48 h后，S2-离子的氧化率和菌株sp1的生长量均随着初始pH的升高显著增加随后降低。在初始pH较低时，菌株sp1对S2-离子的氧化率和菌株sp1的生长量较低，在初始pH为4时分别为48.4%和0.123；随着初始pH从强酸性改变为中性，S2-氧化率和菌株sp1生长量呈显著上升趋势，并在初始pH为7时分别达到最高值，即91.4%和0.823；随着初始pH从中性改变为弱碱性，S2-氧化率和菌株sp1生长量反而出现下降，分别为83.1%和0.624。由此可见，菌株sp1对初始pH的变化较为敏感。当初始pH为7时，最适合菌株sp1的生长及发挥硫氧化的功能。

2.2.3 初始葡萄糖浓度对菌株sp1生长及硫氧化率的影响 如图2-C所示，在生物氧化反应48 h后，S2-离子的氧化率随着初始葡萄糖浓度的升高显著增加随后保持稳定。在初始葡萄糖浓度较低时，菌株对S2-氧化率较低，在初始葡萄糖浓度0.01 g/L时为4.5%；随着初始葡萄糖浓度的升高，S2-氧化率呈显著上升趋势，并在初始葡萄糖浓度为1.00 g/L时达到最高值，为91.6%。初始葡萄糖浓度对菌株sp1的生长量及S2-氧化率的影响相似，随着初始葡萄糖浓度的升高，菌株sp1的生长量逐渐升高，并在初始葡萄糖浓度为1.00 g/L时达到最高值，为0.846。但是，继续增加初始葡萄糖浓度，菌株sp1的生长量及S2-氧化率均无明显变化。因此，初始葡萄糖浓度为1.00 g/L时，最适合菌株sp1的生长及发挥硫氧化的功能。

2.2.4 初始菌浓度对菌株sp1生长及硫氧化率的影响 如图2-D所示，在生物氧化反应48 h后，S2-离

子的氧化率随着初始菌浓度的升高显著增加随后保持稳定。在初始菌浓度较低时，菌株sp1对S2-离子的氧化率较低，在初始菌浓度0.01 g/L时为5.2%；随着初始菌浓度的升高S2-氧化率呈显著上升趋势，并在初始菌浓度为0.50 g/L时达到最高值，即91.7%。初始菌浓度对菌株sp1生长量的影响与S2-氧化率不同。随着初始菌浓度的升高，菌株sp1的生长量逐渐升高并在初始菌浓度为1.00 g/L时达到最高值，为0.849。但是，当初始菌浓度继续升高至2.50 g/L时，菌株sp1生长量反而出现明显下降，为0.544。因此，综合考虑菌株sp1的生长与硫氧化功能的发挥，初始菌浓度为1.00 g/L时，最适合菌株sp1的生长及发挥硫氧化的功能。

2.2.5 菌株sp1的生长曲线与S2-氧化曲线 将菌株sp1在最适条件下培养60 h，并定时测定细菌生长量和剩余S2-浓度，绘制菌株的生长曲线和S2-氧化曲线，结果如图3所示。在接种菌株后的0-4 h，细菌生长量基本维持在较低水平，此阶段为菌株生长的延滞期。从接种后的第4小时开始，细菌生长量开始显著上升，并在第20 h达到一个最高值。因此，4-20 h为菌株生长的对数生长期。在菌株生长的延滞期和对数生长期，S2-的剩余浓度迅速下降，此时S2-氧化率达到90%以上。从第20小时开始，细菌生长量保持在一个稳定状态，但在第42小时开始迅速下降，可见菌株接种后的20-42 h为菌株生长的稳定期；而，从42 h开始菌株进入衰亡期。在菌株生长的稳定期，S2-剩余浓度仍缓慢下降，并在42 h达到最低值，为0.60 mg/L，此时S2-氧化率可达97.1%。之后，S2-的剩余浓度在菌株sp1的衰亡期保持基本稳定的状态。上述结果表明，菌株sp1对S2-的生物氧化过程主要发生在菌株接种后的0-20 h，即菌株生长的延滞期和对数生长期。

图2 温度、初始pH、初始葡萄糖浓度及初始菌浓度对菌株sp1生长及S2-氧化率的影响

图3 菌株sp1的生长曲线和S2-氧化曲线

2.3 菌株sp1对S2-的生物氧化过程及硫氧化代谢途径

2.3.1 菌株sp1对S2-的生物氧化过程 在S2-离子的生物氧化过程中，可能出现的无机硫离子主要包括6种：S2-、S0、SO32-、S2O32-、S4O62-和SO42-。将菌株sp1在最适条件下培养60 h并定时测定各赋存形态的硫离子的浓度变化，获得在硫氧化过程中不同存在形态无机硫离子的变化曲线，结果如图4所示。

图4-A显示在添加了Citrobactersp.sp1的实验组中，S2-离子的氧化过程产生了S0、SO32-、S2O32-、和SO42-这5种无机硫的存在形态，且各种形态的无机硫离子浓度在整个生物氧化过程中均呈现明显的变化趋势。S2-离子浓度从0 h开始显著下降，至18 h下降速率变缓，直至第 60 h达到最低值，为0.21 mg/L；而，在第60 h，S2-的氧化率达到99%。S0离子浓度在0-60 h中呈现波浪状的变化趋势，说明S0离子在整个氧化过程中存在动态的生成和消耗过程。SO32-离子浓度在生物氧化过程的第0.5 h存在一个峰值，为8.0 mg/L；之后，变化趋势保持平缓。这说明在反应初期SO32-大量生成，随后快速消耗；继续延长氧化过程，SO32-的生成与消耗保持较为稳定的平衡状态。S2O32-离子和S4O62-离子的浓度均呈现先上升后下降的变化趋势。其中，S4O62-离子浓度的最高值与达到最高值的时间均高于S2O32-离子。S4O6 2-离子浓度在反应的第30 h达到35.2 mg/L的最高值；S2O32-离子浓度在反应的第6 h达到7.89 mg/L的最高值。这表明S4O62-和S2O32-这两种离子在反应前期，生成速率均要高于消耗速率。SO42-离子浓度在整个生物氧化过程中呈不断上升趋势，并在第60 h达到最大值，为14.97 mg/L。图4-B显示在未添加菌株sp1的对照组中，S2-离子浓度在整个氧化过程呈现较缓慢的下降趋势；同时，其他形态的无机硫离子仅检测到SO42-离子，且在反应60 h后浓度仅为0.23 mg/L。这说明空气中的氧气对硫离子的氧化作用并不明显。

以上结果表明，相对于对照组，Citrobactersp.sp1的添加显著促进了S2-离子向SO42-离子转化的过程。这一过程伴随着其他价态中间产物的产生，是一个从非稳定态逐步转化到稳定态的过程。在整个氧化过程中检测到S0，SO32-，S2O32-和S4O62-这4种中间态离子的出现，它们的浓度都呈现出明显的变化趋势，这说明Citrobactersp.sp1对S2-离子的氧化是一个复杂的生物过程，涉及到多种硫离子之间的相互转化。

图4 各存在形态无机硫的浓度变化

2.3.2 硫离子氧化功能基因及硫氧化代谢途径 采用高通量测序技术对菌株Citrobactersp.sp1进行测序，并将基因组测序结果与现有文献报道，公共数据库NCBI中基因功能预测以及公共数据库KEGG中有关硫氧化代谢途径中相关基因的描述进行比较，获得Citrobactersp.sp1菌株的硫氧化功能基因，如表1所示。从表1可见，菌株sp1中共检测出44种与无机硫生物氧化过程相关的功能基因，这表明菌株Citrobactersp.sp1对S2-的代谢通路较为完整。

同时，菌株Citrobactersp.sp1具有将S2-氧化为SO42-的相关硫氧化功能基因。这些功能基因包括编码硫醌氧化还原酶（Sulfide：quinone oxidoreductase，SQR）的hdrA基因，编码黄素细胞色素c硫化氢脱氢酶（Flavocytochrome c，FCC）的fcc基因，编码亚硫酸盐还原酶（Sulfite reductase，SRN）的cysIJ基因，编码异二硫化物还原酶（Hetero disulfide reductases，HDR）的hdrBC基因，编码亚硫酸盐氧化酶（Sulfite oxidase，SO）的sox基因簇，编码磷酸腺苷磷酰硫酸还原酶（Phosphoadenosine phosphosulfate reductase，PAPS）的paps基因，编码硫代硫酸盐醌氧化还原酶（Thiosulfate quinone oxidoreductase，TQO）的soxVW基因，以及编码连四硫酸盐水解酶（Tetrathionate hydrolase，TTH）的tetH基因。因此，推断菌株sp1同时具有PSO与S4I这两条硫氧化代谢途径，如图5所示。

3 讨论

硫氧化菌在自然界中广泛存在，已有多个类群被分离和鉴定。本研究分离筛选得到的菌株具有柠檬酸杆菌菌落特征［30］，经16S rRNA测序鉴定为柠檬酸杆菌属，命名为Citrobactersp.sp1。近年来，对于柠檬酸杆菌属微生物的代谢功能研究主要集中于降解三硝基苯酚、吸附重金属及保护电极等方面［31-33］，对于硫氧化功能的研究鲜有报道。而菌株sp1有高效硫氧化能力，在含20.63 mg/L S2-离子的培养基中对S2-氧化率可达到57.0%。

菌株sp1对温度及初始pH较为敏感，其最适温度及初始pH分别为30℃和7；适当升高初始葡糖糖浓度及初始菌浓度可以使菌株sp1的硫氧化率和生长量显著增加，但过高的初始菌浓度会导致菌株活性降低。这与前人的研究结果相似。Peter和Roger［34］研究亦发现，过高的微生物浓度可引起废水的生物处理效率下降，甚至导致微生物活性的明显降低。因此，菌株sp1的最适初始葡萄糖浓度及初始菌浓度分别为1.00 g/L和1.00 g/L。在最适条件下培养菌株sp1，可使S2-氧化率在第42 h达到最高值，为97.1%。其中，菌株sp1对S2-的生物氧化过程主要发生在菌株接种后的0-20 h，即菌株生长的延滞期和对数生长期，在第20 h时S2-氧化率已达到90%。现有研究表明，国内外学者分离得到的硫氧化菌对无机硫离子的氧化反应时间较长。如陈小红［35］分离得到的硫氧化菌株需在接种后60 h达到最高氧化率。庞博文［36］分离得到的硫氧化菌株需在接种后52 h达到最高氧化率。Jaffer等［37］分离得到的硫氧化菌株需在接种后96 h达到最高氧化率。

表1 菌株sp1基因组中无机硫生物氧化过程相关基因

图5 菌株sp1对S2-的生物氧化主要途径

无机硫代谢途径分析是近年硫氧化菌研究的热点，它有助于认识和掌握菌株对无机硫离子的氧化机理［38］。不同种属的菌株具有不同的硫氧化代谢途径［39］；而同一种菌株亦可存在多条硫氧化代谢途径［40］。因此，研究菌株的硫代谢途径有助于识别菌株对不同无机硫离子的氧化能力，也为菌株硫氧化技术开发提供理论参考。前人研究表明，硫氧化菌氧化无机硫主要存在两条代谢途径，分别是副球菌硫氧化（Paracoccus sulfur oxidation，PSO）途径和连四硫酸盐介导的硫代硫酸盐代谢（S4 intermediate，S4I）途径［41］。PSO和S4I这两条代谢途径存在共同的硫氧化过程，包括从S2-离子向S0离子的转化，从S2-离子和S0离子向SO32-离子的转化和SO32-离子向SO42-离子的转化。其中，S2-离子向S0离子的转化主要涉及到的酶有硫醌氧化还原酶SQR和FCC［41］。S2-离子向SO32-离子的转化主要涉及到的酶为SRN［42］；S0离子向SO32-离子的转化主要涉及到的酶为HDR［43］。SO32-离子向SO42-离子的转化存在直接氧化和间接氧化这两种途径，分别涉及到SO［44］和PAPS［45］。S4I途径中还单独存在经由S2O32-离子到S4O62-再转化为SO32-离子的代谢途径，主要涉及到的酶有TQO和TTH［43，46-47］。

为了研究菌株Citrobactersp.sp1的S2-氧化途径，对菌株sp1进行了生物氧化过程实验及基因预测。从图4可见，Citrobactersp.sp1的添加显著促进了S2-离子向SO42-离子转化的过程；在整个氧化过程中，S0，SO32-，S2O32-和S4O62-这4种中间态无机硫离子的浓度都呈现出明显的变化趋势。从表1可见，菌株sp1具有hdrA、fcc、cysIJ、hdrBC、sox簇、paps、soxVW和tetH基因。此外，测序结果虽未检测出编码SQR的sqr基因，但hdrA基因编码SQR的作用已被证实［40］。因此，菌株Citrobactersp.sp1可能同时通过PSO与S4I这两条代谢途径将S2-氧化为SO42-。此外，PSO途径中可能包含SO32-离子的直接氧化途径与间接氧化途径。代谢途径中涉及到S0，SO32-，S2O32-，S4O62-这4种中间态无机硫离子。在PSO代谢途径中，主要涉及到S2-，S0，SO32-，S2O32-和SO42-这5种无机硫离子。一部分S2-作为电子供体在SQR和FCC的共同作用下氧化为S0［41］，生成的S0继续在grx基因的调控下被硫醇基团R-SH活化为硫烷硫原子R-S-SH，接着R-S-SH在HDR的作用下氧化为SO32-并重新生成R-SH［43］；而另一部分S2-则作为电子供体在SRN作用下直接氧化为SO32-离子［42］，中间产物SO32-通过直接氧化途径和间接氧化途径氧化为SO42-，其中，直接氧化途径由SO调控［45］，间接氧化途径由PAPS-APS调控［45］；此外，在此途径中，S0与SO32-自发亦可反应生成S2O32-，而S2O32-在TST的作用下发生歧化反应重新释放出S0和SO32-［46］。在S4I代谢途径中，主要涉及到S2O32-，S4O62-和SO42-这3种无机硫离子。一部分S2O32-在TQO的作用下转化为S4O62-［48-49］；接着S4O62-在TTH的作用下被氧化为SO42-［46-47］。

4 结论

本研究从北京市东沙河黑臭水体中筛选分离获得一株能高效氧化S2-离子的菌株，经鉴定，该菌株属于柠檬酸杆菌属（Citrobacter），命名为Citrobactersp.sp1。在温度25℃初始pH值7.0，初始葡萄糖浓度1.00 g/L，和初始菌浓度1.00 g/L的最适生长条件下，菌株sp1对S2-的氧化率最高可达97.1%。同时，在菌株对S2-的生物氧化过程中产生了S0、S2O32-、SO32-、S4O62-和SO42-这5种存在形态的无机硫离子。通过高通量测序技术推测菌株sp1具有完整的代谢通路，可能通过PSO途径和S4I途径将非稳定态的S2-离子逐步转化为稳定态的SO42-离子。