大鼠鞘内置管术的研究进展*

徐昌顺 林 春

（1福建医科大学基础医学院疼痛研究室，福州350122）

大鼠鞘内置管术，即经脊椎（间隙）将微量导管置入大鼠蛛网膜下隙的技术。通过留置的微量导管将药物直接输注到蛛网膜下隙，以研究药物对脊髓的作用，并且无需考虑血脑屏障的影响[1,2]；同时还可以收集脑脊液用于中枢神经系统微环境的研究。该技术在神经科学、麻醉与镇痛、心血管调控脊髓机制以及药物脊髓作用的动物实验研究中具有重要的价值。自1976年，Yaksh等[3]首先建立大鼠鞘内置管模型以来，鞘内置管术有力地推动了药理学、疼痛治疗和脊髓功能学的研究和发展。但在实际应用过程中，关于置管部位、导管材质的选择、给药便利性和体外留置导管的保护固定方式等诸多方面仍面临许多未解决的问题，为此，国内外众多学者也对大鼠鞘内置管技术不断地设计与改进[4～7]，以期建立符合不同实验设计要求的大鼠鞘内置管模型。本文拟通过搜索万方数据库和PubMed、Ovid上相关文献，对大鼠鞘内置管术以上几个方面的研究进展作一综述，探讨分析大鼠鞘内置管术各种方法的优缺点，为研究者提供满足各自实验要求的大鼠鞘内置管模型。

一、置管部位

目前报道，大鼠鞘内置管多采用经颈部寰枕膜、经胸部以及经腰骶部三个部位穿刺置管。

1.经颈部寰枕膜置管术

1976年，Yaksh等[3]首先提出的经寰枕膜置管法，建立了大鼠鞘内置管的经典模型。该法操作步骤为：沿大鼠两耳中点连线上、下切开头颈部皮肤约2～3 cm，分离皮下脂肪、浅筋膜和颈部肌肉，暴露出寰枕后模。挑破寰枕后模，见有清亮脑脊液流出后，将备好的导管经此破口置入6～8 cm，一般可达腰膨大位置，固定导管，逐层缝合肌肉皮肤即可。该法的特点为解剖标志明确，易于掌握。然而，其缺点也非常显著：①早期死亡率高，有学者报道经颈部寰枕膜置管后数日内动物死亡率为3%～5%[8]；②鞘内导管行程较长，置管过程中可能伴随着脊髓损伤和鞘内出血，对脊髓损伤大，可引起术后的运动麻痹，Igawa等[8]报道大鼠寰枕膜鞘内置管后神经功能障碍发生率为10%～30%；③大鼠置管后引起体重降低，可能与手术后创面疼痛以及鞘内置管后不适感增加有关。此后虽有学者在此法上将导管材料及固定方式的进行了改进[9～12]，但是，仍无法避免经颈部寰枕膜插管的缺陷。

2.经胸部椎间隙穿刺置管术

1984年，Dib（1984年）和Yamamoto[4]利用Yaksh等人置管法，选择在T1水平穿刺置管或放置蛛网膜下隙电热刺激仪，用于鞘内实验研究，这是首次经胸部椎间隙穿刺置管的报道。尔后， Pooh等[13]报道了采用显微外科手术于大鼠胸段鞘内置管。即在显微镜下，选择大鼠胸段椎间隙穿刺置管，此法创伤小，保持正常脊柱解剖结构，对大鼠生理功能影响较小。与经寰枕膜鞘内置管相比，位置准确性较高，运动功能恢复较快，术后大鼠并发症的发生率及死亡率降低。但该手术操作过程复杂，插管过程中，仍然存在潜在的脊髓损伤与压迫的可能，并且需要特殊器材，因此其应用受到限制。

3.经腰骶部穿刺置管术

1984年，Bahar等[14]首先提出经手术剪除腰椎棘突和椎板，开放椎管，暴露脊髓后置入导管。该法虽然减少了导管在椎管内的行程，但由于存在下列缺点，应用受限制：①切口较大，感染机会较大；②缺损部位较大，可造成药液外溢，影响实验严谨性；③开放椎管加剧瘢痕形成，限制药液扩散，影响实验可靠性。随后有Martin（1984年）和Kopach等[5]改良Yaksh和Rudy的置管方法，采用经腰椎钻一小孔置入套管，减少创伤，缩短鞘内导管的长度，减少了脊髓压迫，降低并发症。1993年，中国学者杨建平等[15]在不破坏脊柱原有结构，仅在穿刺间隙刺破硬膜，从破口处置入微导管的方法使大鼠术后存活率和成功率大大提高。而1996年，Starkson等[16]提出用一套管针引导鞘内置管，置入的导管位置更为准确，可有效避免椎体、椎板过多破坏，减少神经损伤和术后死亡。2001年，Jasmina等[6]设计一头端开有凹槽的空心套管针经腰部刺入椎间隙，使导管经凹槽进入蛛网膜下隙。该凹槽可适应不同规格的导管，并且置管时导管着力点更靠近椎间隙开口处，便于导管的顺利置入。2005年，范隆等[17]采用的腰部置管法，利用5号钢针刺入L4-5间隙，将套有不锈钢导丝的婴儿硬膜外导管沿钢针的方向插入蛛网膜下隙，待导管置入蛛网膜下隙即拔出内芯完成鞘内置管。张磊等[18]使用20G静脉留置针代替传统PE-10导管，行腰部穿刺置管，具有操作简单、损伤小、术后恢复快等特点。邓亚南等[19]采用经皮腰骶部鞘内置管，进一步减少创伤，亦获得良好效果。2016年，Hou等[20]利用现有硬膜外穿刺针改良设计一种新的穿刺针，并利用“针内针”技术，行经腰部穿刺置管，成功率高，神经损伤少，但此法仍需切开腰骶部，暴露腰椎间隙，存在一定的创伤，而且初学者不易掌握此穿刺技巧。2017年，Mazur等[21]则在大鼠腰部L5-6椎间隙放置一不锈钢套管，类似建立人工隧道，再经此隧道插入导管到蛛网膜下隙，可实现重复多次的鞘内插管过程，简单、快速、稳健。但是，该不锈钢套管使蛛网膜下隙和外界连通，存在潜在的脑脊液外渗与感染可能。综上所述，经腰骶部置管相较于颈部置管，椎管内导管内行程短、脊髓损伤及肢体功能障碍发生率较小，以及逐渐增多的穿刺工具使置管更为容易操作，经腰骶部鞘内置管正受到研究者的青睐。

就上述三种部位鞘内置管的效果，国内学者吴世民等[22]比较经腰部与经颈部鞘内置管发现，颈部入路肢体障碍发生率为26.7%，显著高于经腰部(L3-4)椎间隙的发生率；章沿锋等[23]报道，与经寰枕膜鞘内置术比较，经胸段和经腰段鞘内置管椎管内导管行程短、术后大鼠并发症的发生率及死亡率降低，同时经腰骶部置管操作较简单，运动功能恢复较快，且置管位置准确性较高。当然，研究者可针对不同的实验设计要求，采用不同部位进行鞘内置管。

二、导管类型

几十年来，研究证实可通过大鼠鞘内置管给药来研究脊髓功能。但置入鞘内的导管类型本身可能对脊髓功能也有一定的影响。Yaksh等[3]首先报道的通过寰枕膜置入聚酰亚胺(PE-10)导管， Yaksh法使用的PE-10导管可于鞘内正常耐受4个月。其他文献[21,24]报道使用的PE-50、PE-0503、PE-0402等都属于聚酰亚胺材质。此类导管的共同特点是质地较硬、组织相容性较差，对脊髓有一定的影响，但相对较为便宜。而在1986年，Hebel等[25]解剖大鼠发现，大鼠胸段蛛网膜下隙腔径约为3.68 mm，此段脊髓平均直径为3.08 mm，因此，此段仅有0.60 mm的置管间隙。对于PE-50导管，其外径为1.10 mm，若经由颈部寰枕膜入路，势必对脊髓造成很大程度的压迫，损伤脊髓，所以，PE-50导管应更适用于经腰骶部鞘内置管[26]。

鉴于PE-10导管材质特性，选用其它可替代材质的导管材料逐渐被开发。Sakura等[10]经寰枕膜（改进Yaksh法），比较了不同类型导管在蛛网膜下隙的穿刺作用，结果表明，PU-32导管，对脊髓神经损伤最为轻微。使用聚氨酯(polyurethane)导管比聚酰亚胺(polyimide)导管对脊髓功能的影响更小。Tsang等[11]通过比较Microspinal导管与PE-10导管应用于Yaksh法鞘内置管中发现两组在死亡率上无差异，而Microspinal导管致残率明显低于PE-10导管，且术后6小时内的运动功能恢复也较快。这与邹望远等[27]研究结果一致，然而， Microspinal导管目前国内采购困难，材料不易获得，使用被限制。Caban等[28]研究表明，外径相似的导管，聚氨酯导管相较于聚酰亚胺导管对脊髓功能影响更小。国内学者杨建平等[15]用国产细导管经加工成头端直径0.33～0.4 mm置入大鼠椎管内，有过最长留置47天的报道；范隆等[17]则利用婴儿硬膜外导管拉制成鞘内导管，经腰部置入，因具有良好的组织适应性，术后大鼠均未出现明显的运动功能障碍，但加工拉制的导管外形不规则，并且容积较大，鞘内微量给药时不易精确控制剂量。师存伟[29]比较PE-10导管（聚酰亚胺导管）和PU-32导管（聚氨酯导管）对大鼠运动感觉功能和脊髓超微结构的影响得出，术后1～5 d各时点两组间比较网屏试验评分差异有统计学意义，与PE-10导管比较，PU-32导管组脊髓、神经根超微结构基本正常，PU-32导管对大鼠感觉运动功能和脊髓超微结构影响小，更适合作为鞘内置管的材料。宋宗斌等[30]利用改良Yaksh法置入Microspinal，PE-0503 ，PE-0402和自制硬膜外导管等四类导管，结果显示，管的外径、材料和形状可能对鞘内置管结果均产生影响。Microspinal导管及PE-0402管置管成功率高、并发症少，是大鼠鞘内置管较理想的材料。

综上表明，聚氨酯导管较聚酰亚胺导管对脊髓的影响更为轻微，但价格较高，且国内尚未上市，不易获得。通过Yaksh法行鞘内置管，即便是使用microspinal导管或PU-32导管，也会有一定数量的实验动物死亡或瘫痪，在腰部置管方法出现后，该方法应用已经不多。现在的腰部置管方法，可采用的导管材料有microspinal导管、PE-10导管和硬膜外导管拉伸自制导管。

三、导管固定方式

鞘内置管是进行脊髓相关功能研究的基本技术[1,2,21]。所以鞘内插管成功后，留置体外导管的妥善固定是后续实验进展的关键。最早报道的经典或后续改良的Yaksh法经寰枕膜插管成功后，导管末端经热熔或者不锈钢堵头封闭后直接游离放置体外，待需要鞘内给药时，即剪去末端部分，经由微量注射针施行给药。但此法存在如下缺点：①由于置管不适，未固定的导管极有可能被大鼠用前爪脱出。这在经腰骶部穿刺置管途径中更为明显，因为其椎管内导管行程较短，仅2～3 cm；② 鞘内导管直径均很细，微量注射器针头注射给药时不易穿入；③ 每次给药均需剪除一段导管，若进行长期反复鞘内给药，则导管逐渐缩短，不能保证后续实验进行；④游离导管直接暴露体外，虽然大鼠抗感染力强，对病菌耐受程度远高于人类，但几乎所有动物都不可避免的发生粪尿污染导管，可引起局部感染，甚至产生行为异常[4]。基于以上缺陷，后续学者不断进行导管固定方式的改进。针对导管脱出，谢翠微等[31]采用了在颅顶骨钻孔固定方法，但仍未解决方便给药、防止感染等问题。随着经腰骶部置管方法的展开，导管脱出的几率更大。Jasmina等[6]报道经L5-6椎间隙鞘内置管后4天内超过50%以上的大鼠鞘内导管脱出或体外部分被破坏，导致随后的测试无法进行。为此对导管加以改进，选择在导管上衔接上两个相连的小玻璃珠，将丝线缠绕于两玻璃珠之间固定于大鼠背部，有效防止了导管的脱出，之后又将导管从腰骶部经皮下隧道从颈部引出放置体外，进一步解决导管易脱出的问题。而这与Pogatzki等[32]采用胶水固定导管于筋膜上存在的问题一样，导管末端游离放置，给药、污染问题仍未解决。Milligan等[24]改进Starkson体外留置导管的固定方式。选择在大鼠背侧固定一金属套管底座，并将用以保护体外导管的自制cc套管安放于此底座上。该法优点是末端导管有金属套保护，导管不易被拖出，但大鼠生性好动，背部额外装置加重负担，可能对行为学产生一定影响，同时也没有解决方便给药的问题。Jasmina等[6]在导管末端辅以一金属保护头封闭导管，并固定在大鼠背侧。该优点是末端导管开口有金属堵头保护，方便多只饲养，可以一定程度上避免社会隔离综合征[33]。而后由我国学者章沿锋等[23]在Jasmina等基础上作出如下改进：①导管末端以金属罩保护，并固定于体侧，可防止其与笼子顶部的撞击和钩挂，且允许多只大鼠混合圈养，从而节约成本；② 将导管绕成环形固定于肌肉和筋膜上，可充分地缓解导管的张力，避免导管从椎管内脱出或位置改变。Xu等[34]则通过在外置导管上拉制两个相联的小球，将丝线固定于小球间隙，并缝合在大鼠背部皮肤上，末端放置于一金属固定器内，用以保护导管末端。这种设计仍然存在一些缺点。首先，应将大鼠放在单独的笼子中，否则它们将移除保护器或相互咬合。其次，保护器可以在12天后被老鼠咬、拉，并反复击中笼子顶部的杆。最后，当需要药物注射时，将保护器中的盘绕导管从出口取出并切断密封的尖端，微量注射器进行鞘内注射，注射后，再次密封导管的末端，并将导管的外部卷入保护器中，操作较为繁琐。杜世伟等[35]重点针对给药便利性及抗感染角度设计出采取橡皮囊封闭末端导管，并将整体放置于大鼠腰部皮下固定，可有效避免大鼠撕咬及感染，方便给药，而且可反复进行穿刺操作。但实验时需要局麻下切开后取出给药，干扰了正常生理过程 ，不可避免地对研究因素增加了额外的干扰。

综上所述，经颈部寰枕膜鞘内置管术在导管固定上较经腰骶部置管有一定优势，但因其并发症较多，越来越多的研究者更倾向于使用腰骶部置管。虽然在导管固定方式、给药便利性等方面的研究不断报道，但目前尚未有一种导管固定方式可以克服以上缺点，因此寻求一种牢靠固定、便利给药、抗破坏，抗感染的鞘内导管固定方式仍需要研究者的不断努力。

大鼠鞘内置管术的建立及改进，极大地促进了脊髓功能学的发展。本文检索了近些年文献报道的大鼠鞘内置管技术并做了简要回顾[20]（见表1）。但就目前，普遍采用的置管方法仍然为经腰骶部的穿刺置管，即麻醉后大鼠取俯卧位，腹下垫20 ml注射器，使腰骶部椎间隙充分暴露。消毒手术区域，铺无菌洞巾，沿大鼠脊柱L5-6穿刺间隙正中纵向切开2～3 cm，分离椎旁肌肉至椎板，利用尖端磨平的20号注射器针头于穿刺椎间隙缓慢钻入，待针进入蛛网膜下隙可见大鼠一过性甩尾或后肢抽动，此时置入准备好的PE-10导管，退出针头，缝合固定导管后，导管在皮下潜行至大鼠两耳部之间穿出皮肤固定，体外保留2～3 cm长度，10 μl无菌生理盐水冲洗导管后．加热封闭末端（见图1）。

目前报道的不同部位的鞘内置管技术各有优缺点，还不能做到互相的完全取代，而随着新的置管工具的设计，甚至专门针对大鼠鞘内置管针的出现，可大为简便经腰骶部置管操作，加上导管固定方式的不断改进，我们有理由相信，经腰骶部置管会被更广泛的使用，甚至最终取代经颈部寰枕膜置管。在导管类型方面，聚氨酯材质导管由于对脊髓功能影响小，而且随着销售渠道的多元化，使用也会越来广泛。但就目前，如何最优组合置管部位、导管材质及导管固定方式，方便快捷地建立大鼠鞘内置管，仍是相关研究科研工作者未来需要努力的方向。

表1 大鼠鞘内置管技术回顾

图1 大鼠鞘内插管