免疫磁珠-环介导等温扩增快速检测牛肉中的鼠伤寒沙门氏菌与金黄色葡萄球菌
2019-09-23吕观常彦磊石磊
吕观 常彦磊 石磊
（暨南大学食品安全与营养研究院，广东 广州 510632）
摘 要：建立免疫磁珠分离（immunomagnetic separation，IMS）联合环介导等温扩增（loop-mediated isothermal amplification，LAMP）技术检测牛肉中鼠伤寒沙门氏菌与金黄色葡萄球菌的方法。用生物素标记的鼠伤寒沙门氏菌抗体和生物素标记的金黄色葡萄球菌菌体蛋白抗体对链霉亲和素磁珠进行功能化，从牛肉中捕获和分离目标致病菌。结果表明：经优化后，每毫克磁珠与10 ?L鼠伤寒沙门氏菌抗体偶联，400 ?L鼠伤寒沙门氏菌免疫磁珠在45 min内对104 CFU/mL鼠伤寒沙门氏菌的捕获率为52.16%;每毫克磁珠与6 ?L金黄色葡萄球菌抗体偶联，300 ?L金黄色葡萄球菌免疫磁珠在30 min内对104 CFU/mL金黄色葡萄球菌的捕获率为56.80%;建立的IMS-LAMP方法特异性高，对牛肉中鼠伤寒沙门氏菌的检测灵敏度为1.2×103 CFU/mL，对金黄色葡萄球菌的检测灵敏度为4.4×104 CFU/mL;富集5 h后，鼠伤寒沙门氏菌的检测限可至1.2 CFU/mL，富集7 h后，金黄色葡萄球菌的检测限可降至4.4 CFU/mL。建立的IMS-LAMP方法用时短，灵敏度高，操作简单，可以有效检测牛肉中的鼠伤寒沙门氏菌和金黄色葡萄球菌。
关键词：鼠伤寒沙门氏菌;金黄色葡萄球菌;免疫磁珠;环介导等温扩增;牛肉
Rapid Detection of Salmonella typhimurium and Staphylococcus aureus in Beef by Immunomagnetic Separation Combined with Loop-Mediated IsothermaL Amplification Method
L? Guan， CHANG Yanlei， SHI Lei*
（Institute of Food Safety and Nutrition， Jinan University， Guangzhou 510632， China）
Abstract： A method combining immunomagnetic separation （IMS） and loop-mediated isothermal amplification （LAMP） was developed to detect Salmonella typhimurium and Staphylococcus aureus in beef. Streptavidin magnetic beads were functionalized with biotin-labeled Salmonella typhimurium antibodies and biotin-labeled Staphylococcus aureus protein antibodies to capture and isolate the target pathogen from beef. After optimization， 400 ?L of immunomagnetic beads （IMBs） conjugated with 10 ?L/mg of anti-Salmonella typhimurium antibody presented a capture efficiency of 52.16% for 104 CFU/mL
of Salmonella typhimurium within 45 min， and 300 ?L of IMBs conjugated with 6 ?L/mg of anti-Staphylococcus aureus antibody presented a capture efficiency of 56.80% for 104 CFU/mL of Staphylococcus aureus within 30 min. The proposed IMS-LAMP had a high specificity. When applied on beef， the detection limit was about 1.2 × 103 CFU/mL for Salmonella typhimurium and 4.4 × 104 CFU/mL for Staphylococcus aureus in beef. After 5 and 7 h of enrichment， the detection limit of Salmonella typhimurium and Staphylococcus aureus was improved to 1.2 and 4.4 CFU/mL， respectively. Hence， the IMS-LAMP assay provides a rapid， simple， and highly sensitive method for the detection of Salmonella typhimurium and Staphylococcus aureus in beef.
Keywords： Salmonella typhimurium; Staphylococcus aureus; immunomagnetic separation; loop-mediated isothermal amplification; beef
DOI：10.7506/rlyj1001-8123-20190612-124
中圖分类号：TS207.4 文献标志码：A 文章编号：1001-8123（2019）07-0042-07
引文格式：
吕观， 常彦磊， 石磊. 免疫磁珠-环介导等温扩增快速检测牛肉中的鼠伤寒沙门氏菌与金黄色葡萄球菌[J]. 肉类研究， 2019， 33（7）： 42-48. DOI：10.7506/rlyj1001-8123-20190612-124. http：//www.rlyj.net.cn
L? Guan， CHANG Yanlei， SHI Lei. Rapid detection of Salmonella typhimurium and Staphylococcus aureus in beef by immunomagnetic separation combined with loop-mediated isothermal amplification method[J]. Meat Research， 2019， 33（7）： 42-48. DOI：10.7506/rlyj1001-8123-20190612-124. http：//www.rlyj.net.cn
目前，98.5%食源性疾病的起因是微生物污染，而沙门氏菌和金黄色葡萄球菌就是2 种市面上常见的食源性致病菌[1]。沙门氏菌属于兼性厌氧革兰氏阴性菌，是造成人类肠胃炎爆发的主要原因之一[2]。金黄色葡萄球菌属于革兰氏阳性菌，能产生多种肠毒素，引发人类皮肤和软组织感染，导致败血症和肺炎等疾病[3-4]。这2 种病菌常存在于生肉[5]、鸡蛋[6]、水果[7]和蔬菜[8]中，人类食用被这2 种病菌污染的食品会引发一系列的食品安全问题，严重威胁人类的生命健康。
官方的食品安全机构对这2 种食源性致病菌的检测仍采用国家标准，主要包括预富集、选择性富集、选择性琼脂分离结合菌落的生物化学表征最终确认[9-10]。传统方法的优点是操作简便、价格便宜、设备简单，但需要5～10 d不等，对人员的专业经验要求高、灵敏性差、无法快速检测、在等待测试结果的过程中可能会对经济生产活动产生强烈的负面影响，故市场上急需一种快速、准确的检测方法[11-12]。
免疫磁珠分离（immunomagnetic separation，IMS）技术是目前一种运用广泛的前处理方法，能够缩短微生物检测的增菌时间、消除食品基质的影响、实现微生物致病菌的快速富集[13]。该方法利用磁珠上的抗体与食品基质中的抗原发生特异性结合后，在磁力的吸附下，将致病菌分离出来[14]。环介导等温扩增（loop-mediated isothermal amplification，LAMP）是由Notomi等[15]提出的一种新型恒温核酸扩增技术，该技术利用4～6 条特异性引物和一种具有链置换活性的DNA聚合酶对核酸进行扩增，有效避免了对温度和仪器的要求，其特异性强、灵敏度高、实验步骤简单、不需要专业的技术人员，适用于食源性致病菌的快速检测[16]。本研究将IMS技术与LAMP技术相结合，针对牛肉中的鼠伤寒沙门氏菌和金黄色葡萄球菌2 种食源性致病菌，利用免疫磁珠富集致病菌，同时选择鼠伤寒沙门氏菌的invA基因和金黄色葡萄球菌的nuc基因作为靶基因构建实时荧光LAMP体系，进而建立准确、快速检测牛肉中鼠伤寒沙门氏菌与金黄色葡萄球菌的IMS-LAMP方法。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
鼠伤寒沙门氏菌（Salmonella typhimurium）ATCC14028、金黄色葡萄球菌（Staphylococcus aureus）ATCC25923、蜡样芽胞杆菌（Bacillus cereus）CMCC63303、阪崎肠杆菌（Enterobacter sakazakii）ATCC29544、大肠杆菌O157：H7（Escherichia coli O157：H7）ATCC35150、单核细胞增生李斯特菌（Listeria monocytogenes）ATCC19115和副溶血性弧菌（Vibrio parahaemolyticus）ATCC17802 广州环凯微生物科技有限公司。
链霉亲和素磁珠（500 nm） 上海羧菲生物医药科技有限公司;生物素标记的沙门氏菌抗体、生物素标记的金黄色葡萄球菌菌体蛋白抗体 北京博奥森生物技术有限公司;营养肉汤培养基、营养琼脂培养基 广东环凯微生物科技有限公司;磷酸盐缓冲液（phosphate buffered saline，PBS） 美国HyClone公司;吐温-20 天津市大茂化学试剂厂;Bst DNA聚合酶 纽英伦生物技术（北京）有限公司;细菌基因组DNA提取试剂盒 天根生化科技（北京）有限公司;甜菜碱、dNTPs、MgSO4·7H2O 美国Sigma公司;SYTO-9荧光染料 英潍捷基（上海）贸易有限公司;引物 生工生物工程（上海）股份有限公司。
1.2 仪器与设备
7500荧光定量PCR仪 美国ABI（Applied Biosystem）公司;HS-3垂直混合仪 宁波新芝生物科技股份有限公司;奥磁?多功能磁分离器 上海奥润微纳新材料科技有限公司;微量移液枪（0.1～1.0 mL） 塞默飞世尔科技有限公司。
1.3 方法
1.3.1 菌种的培养
将甘油保存的鼠伤寒沙门氏菌和金黄色葡萄球菌分别在营养琼脂培养基平板上划线培养，37 ℃恒温培养18～24 h;用接种环挑取各自单个典型单菌落于营养肉汤培养基中，在37 ℃、150 r/min的摇床中培养18～24 h;取1 mL培养好的鼠伤寒沙门氏菌菌液和金黄色葡萄球菌菌液于試管中，分别加入9 mL磷酸盐吐温缓冲液（PBST，0.01 moL/L PBS，pH 7.2，体积分数0.05%的吐温-20）进行10 倍梯度稀释，用营养琼脂培养基培养计数。
1.3.2 免疫磁珠捕获率的计算
按照下式计算免疫磁珠捕获率[17]。
式中：CE为捕获率/%;C0为总菌落数/（CFU/mL）;
Ca为磁分离后上清液中的菌落数/（CFU/mL）。
1.3.3 免疫磁珠富集条件优化
1.3.3.1 免疫磁珠的制备
吸取50 ?L的500 nm链霉亲和素磁珠（20 mg/mL）于1.5 mL灭菌离心管中，颠倒混匀PBS中的链霉亲和素磁珠，洗涤磁珠，在磁力架上进行磁场吸附，弃上清液;将磁珠重悬于1 mL 0.01 mol/L PBST，加入适量的含生物素标记的鼠伤寒沙门氏菌抗体和金黄色葡萄球菌的多克隆抗体，在垂直混匀仪上轻柔振荡，在室温下孵育45 min;再进行磁场吸附，弃去上清液;加入0.01 mol/L PBST（每次1 mL）洗涤磁珠3 次，每次5 min，磁场吸附，弃去上清液;最后将磁珠重悬在1 mL含有0.02 g/100 mL Na3N和0.1 g/100 mL牛血清白蛋白（bovine serum albumin，BSA）的PBST中，用于后续实验，免疫磁珠保存于4 ℃冰箱。
1.3.3.2 磁珠与抗体投料比的确定
吸取50 ?L的500 nm链霉亲和素磁珠（20 mg/mL）于1.5 mL灭菌离心管中，颠倒混匀PBS中的链霉亲和素磁珠，洗涤磁珠，在磁力架上进行磁场吸附，弃上清液;将磁珠重悬于1 mL 0.01 mol/L PBST，分别加入2、6、10、20、30、40、50、60 ?L含生物素标记的鼠伤寒沙门氏菌抗体和金黄色葡萄球菌的多克隆抗体，其磁珠与抗体的投料比分别100∶0.2、100∶0.6、100∶1.0、100∶2.0、100∶3.0、100∶4.0、100∶5.0、100∶6.0（m/m），在垂直混匀仪上轻柔振荡，在室温下孵育45 min;再进行磁场吸附，弃去上清液;加入0.01 mol/L PBST（每次1 mL）洗涤磁珠3 次，每次5 min，磁场吸附，弃去上清液;最后将磁珠重悬在1 mL含有0.02 g/100 mL Na3N和0.1 g/100 mL BSA的PBST中。
分别投入制备好的免疫磁珠300 ?L混匀，将其置于磁力架上5 min使磁珠充分吸附后，将上清液移除;分别取1 mL 104 CFU/mL的鼠伤寒沙门氏菌菌液和金黄色葡萄球菌菌液于已加免疫磁珠的1.5 mL离心管中，垂直混匀仪上室温孵育45 min后，将其置于磁力架上5 min使磁珠充分吸附后，将上清液移至新的离心管中，取100 ?L上清液涂于营养琼脂平板，37 ℃过夜培养后观察结果，进行菌落计数并计算吸附效率，每个样品3 个平行。
1.3.3.3 免疫磁珠最适添加量的确定
分别投入制备好的免疫磁珠50、100、200、300、400、500、600 ?L于1.5 mL离心管中，将其置于磁力架上5 min使磁珠充分吸附后，将上清液移除;分别取1 mL 104 CFU/mL的鼠伤寒沙门氏菌菌液和金黄色葡萄球菌菌液于已加免疫磁珠的1.5 mL离心管中，混匀;在垂直混匀仪上室温孵育45 min后，将其置于磁力架上5 min使磁珠充分吸附后，将上清液移至新的离心管中;取100 ?L上清液涂于营养琼脂平板，37 ℃过夜培养后观察结果，进行菌落计数并计算吸附效率，每个样品3 个平行。
1.3.3.4 免疫磁珠与菌液最佳反应时间的确定
分别取1 mL 104 CFU/mL的鼠伤寒沙门氏菌菌液和金黄色葡萄球菌菌液于1.5 mL离心管中，分别投入已经确定的免疫磁珠最适加入量，混匀;在垂直混匀仪上分别室温孵育5、15、30、45、60 min后，将其置于磁力架上5 min使磁珠充分吸附后，将上清液移至新的离心管中;取100 ?L上清液涂于营养琼脂平板，37 ℃过夜培养后观察结果，进行菌落计数并计算吸附效率，每个样品3 个平行。
1.3.3.5 免疫磁珠的使用
投入适量制备好的免疫磁珠，混匀，将其置于磁力架上5 min使磁珠充分吸附后，将上清液移除;取1 mL菌液于已加免疫磁珠的1.5 mL离心管中，在垂直混匀仪上室温孵育最适时间后，将其置于磁力架上5 min使磁珠充分吸附后，将上清液移除，重复洗涤3 次，加入1 mL 0.01 mol/L PBS振荡重悬磁珠，得到的致病菌-磁珠复合物用于后续的LAMP检测。
1.3.4 LAMP检测体系
1.3.4.1 DNA模板制备及引物的合成
样品中的鼠伤寒沙门氏菌与金黄色葡萄球菌经过各自的免疫磁珠富集分离后，参照DNA提取试剂盒的说明书制备DNA模板，-20 ℃保存。选取鼠伤寒沙门氏菌的invA基因和金黄色葡萄球菌的nuc基因设计引物，引物由生工生物工程（上海）股份有限公司合成，引物序列如表1所示。
1.3.4.2 LAMP反应体系
LAMP反应体系为25 μL，各成分为：外引物（F3和B3）各0.2 μmol/L、内引物（FIP和BIP）各1.6 μmol/L、
环引物（LoopF和LoopB）各0.8 μmol/L、dNTPs浓度1.4 mmol/L、甜菜碱浓度0.8 mmol/L、Mg2+浓度8.0 mmol/L、SYTO-9荧光染料0.5 μL、Bst DNA聚合酶8 U、DNA模板2 μL，超纯水补充体积至25 μL，加石蜡油进行密封。LAMP反应在7500荧光定量聚合酶链式反应（polymerase chain reaction，PCR）仪上进行反应。反應程序为：63 ℃、30 s，预变性;63 ℃、15 s，63 ℃、45 s，共45 个循环，每个循环结束后收集荧光信号。
1.3.5 IMS-LAMP方法的特异性检测
利用本研究建立的鼠伤寒沙门氏菌IMS-LAMP法和金黄色葡萄球菌IMS-LAMP法对鼠伤寒沙门氏菌、金黄色葡萄球菌、蜡样芽胞杆菌、阪崎肠杆菌、大肠杆菌O157：H7、单核细胞增生李斯特菌和副溶血性弧菌进行检测，菌液浓度均为104 CFU/mL，根据曲线结果判定该方法的特异性。
1.3.6 人工污染牛肉中鼠伤寒沙门氏菌和金黄色葡萄球菌的检测
实验所用牛肉从当地市场获取，并通过国标法
（GB 4789.4—2016《食品安全国家标准 食品微生物学检验 沙门氏菌检验》和GB 4789.10—2016《食品安全国家标准 食品微生物学检验 金黄色葡萄球菌检验》）鉴定出不含沙门氏菌和金黄色葡萄球菌。将过夜培养的鼠伤寒沙門氏菌和金黄色葡萄球菌进行梯度稀释，培养后进行平板计数;各取1 mL已知菌液浓度的鼠伤寒沙门氏菌和金黄色葡萄球菌菌液，加入到25 g牛肉样品中，每个样品均与225 mL的营养肉汤混合，样品均质化后，使2 种致病菌的浓度为100～105 CFU/mL;没有添加致病菌的牛肉样品作为阴性对照，用本研究建立的2 种菌的IMS-LAMP法进行检测，确认该方法的灵敏度。对于人为添加浓度为100CFU/mL致病菌的牛肉样品，在增菌培养1、3、5、7 h后，用IMS-LAMP法进行检测。
1.4 数据处理
利用7500荧光定量PCR仪自带的分析软件对LAMP的扩增结果进行扩增曲线和循环阈（circulation threshold，Ct）
值的分析。若Ct值≤35，且扩增曲线为“S”形曲线，则为阳性扩增;若35
2 结果与分析
2.1 免疫磁珠投料比的确定
用不同体积的鼠伤寒沙门氏菌抗体和金黄色葡萄球菌多克隆抗体分别与1 mg的磁珠偶联，制备不同投料比的免疫磁珠。由图1可知，鼠伤寒沙门氏菌和金黄色葡萄球菌的捕获率随着抗体的增加而增加，鼠伤寒沙门氏菌的捕获率在投料比为100∶1.0时达到最大，为52.60%，金黄色葡萄球菌的捕获率在投料比为100∶0.6时达到最大，为50.87%。继续增加抗体，2 种菌的捕获率没有明显提高，甚至抗体加入过多，2 种菌的捕获率有所降低，如投料比为100∶3.0时，鼠伤寒沙门氏菌的捕获率为48.65%，金黄色葡萄球菌的捕获率为48.78%。故后续实验中，鼠伤寒沙门氏菌免疫磁珠选取100∶1.0为最佳投料比，金黄色葡萄球菌免疫磁珠选取100∶0.6为最佳投料比，即每毫克磁珠的鼠伤寒沙门氏菌抗体偶联量为10 ?L，金黄色葡萄球菌抗体偶联量为6 ?L。
2.2 免疫磁珠的最适添加量
由图2可知：鼠伤寒沙门氏菌免疫磁珠添加量为50、100、200、300、400、500、600 ?L的捕获率分别为18.77%、17.74%、35.99%、38.56%、51.93%、51.41%和49.36%，金黄色葡萄球菌免疫磁珠添加量为50、100、200、300、400、500、600 ?L的捕获率分别为11.34%、15.07%、43.58%、54.33%、53.88%、53.28%和52.69%;随着免疫磁珠添加量的增加，2 种菌的捕获率逐渐升高，鼠伤寒沙门氏菌免疫磁珠添加量高于400 ?L，其捕获率逐渐趋于平稳;金黄色葡萄球菌免疫磁珠添加量高于300 ?L，其捕获率逐渐趋于平稳;继续增加免疫磁珠，则会出现非特异性反应，使免疫磁珠的捕获率下降，影响实验效果。故1 mL的反应体系中，鼠伤寒沙门氏菌免疫磁珠的最适添加量为400 ?L，金黄色葡萄球菌免疫磁珠的最适添加量为300 ?L。
2.3 免疫磁珠与菌液的最佳反应时间
由图3可知：免疫磁珠与菌液孵育5 min和15 min时，鼠伤寒沙门氏菌的捕获率为16.91%和26.26%，金黄色葡萄球菌的捕获率为32.00%和48.40%，说明15 min内，免疫磁珠未能与细菌充分结合;鼠伤寒沙门氏菌免疫磁珠的捕获率在45 min达到最大值52.16%，金黄色葡萄球菌免疫磁珠的捕获率在30 min达到最大值56.80%。但孵育时间过长不利于反应的进行，不仅会使富集到的细菌在长时间的孵育振荡过程中脱落、降低捕获率，也增加了实验时间，不利于细菌的快速检测。故鼠伤寒沙门氏菌免疫磁珠的最佳孵育时间为45 min，金黄色葡萄球菌免疫磁珠的最佳孵育时间为30 min。
2.4 IMS-LAMP方法的特异性
由图4可知，对鼠伤寒沙门氏菌与6 株非鼠伤寒沙门氏菌进行检测，结果表明，只有鼠伤寒沙门氏菌和阳性质粒有明显的扩增曲线，而非鼠伤寒沙门氏菌与阴性对照没有扩增信号检出，说明本方法对鼠伤寒沙门氏菌有较好的检测特异性。
由图5可知，对金黄色葡萄球菌与6 株非金黄色葡萄球菌进行检测，只有金黄色葡萄球菌和其阳性质粒有明显的扩增曲线，而非金黄色葡萄球菌与阴性对照没有扩增信号检出，说明本方法对金黄色葡萄球菌有较好的检测特异性。
2.5 人工污染牛肉中鼠伤寒沙门氏菌和金黄色葡萄球菌的检测结果
对实际样品进行检测，每个梯度进行3 次平行检测，若3 次全为阳性，则阳性率为100.00%，2 次为阳性，则阳性率为66.67%，1 次为33.33%。由表2可知，当鼠伤寒沙门氏菌菌液浓度降至1.2×102 CFU/mL时，检测阳性率从100.00%降为33.33%，该浓度下3 次检测中只有1 次检测到鼠伤寒沙门氏菌，后续浓度的阳性率为0%，说明该方法对牛肉中鼠伤寒沙门氏菌的检测灵敏度为1.2×103 CFU/mL。对于鼠伤寒沙门氏菌菌液浓度1.2×100 CFU/mL的样品，增菌5 h即可全部检出。
由表3可知，当金黄色葡萄球菌菌液浓度降至4.4×103 CFU/mL时，检测阳性率从100.00%降为66.67%，该浓度下3 次检测中有2 次检测到金黄色葡萄球菌，后续浓度阳性率为0%，说明该方法对牛肉中金黄色葡萄球菌的检测灵敏度为4.4×104 CFU/mL。对于金黄色葡萄球菌菌液浓度4.4×100 CFU/mL的样品，增菌7 h即可全部检出。
3 讨 论
近年来，免疫磁珠技术在食品样品目标微生物的分离和浓缩过程中发挥了越来越重要的作用，这一过程比传统的离心或过滤方法更有效[19]。传统免疫磁珠将抗体固定到磁珠上，采用共价偶联法，利用磁珠表面特殊的活化基团，如羧基和氨基等，与抗体蛋白上的氨基或羧基基团共价偶联。该方法虽然简单，但吸附抗体易受pH值、单分散性等微小条件变化的影响，且所用磁珠需要过夜活化和偶联[20-21]。链霉亲和素-生物素系统具有良好的反应特异性和较高的亲和力，链霉亲和素是一种四聚体蛋白，利用氢键和范德华力结合4 个生物素分子[22]。磁珠的粒径是影响免疫磁珠捕获性能的重要因素，诸多研究表明，纳米磁珠比微米磁珠能更好地捕获微生物[23-25]。本研究所用的500 nm鏈霉亲和素磁珠能与生物素化的鼠伤寒沙门氏菌和金黄色葡萄球菌抗体高效结合，把生物素化抗体紧密地固定在磁珠上。经过体系优化，对于1 mL的反应体系，鼠伤寒沙门氏菌免疫磁珠的最佳投料比为100∶1.0，最适添加量为400 ?L，最佳孵育时间为45 min;金黄色葡萄球菌免疫磁珠的最佳投料比为100∶0.6，最适添加量为300 ?L，最佳孵育时间为30 min。
核酸等温扩增技术可在等温条件下对目标核酸进行检测，相比传统的PCR技术，不再需要昂贵的热循环装置，而LAMP技术就是一种高灵敏度的核酸等温扩增技术，该方法额外利用2 条环引物，大大缩短了反应时间[26-27]。现在，利用LAMP反应产物可与荧光染料结合的特点，在反应体系中加入不同的荧光染料，可以实现对LAMP反应的实时检测，避免肉眼观察误差[28-30]。本研究将IMS技术与LAMP技术相结合建立鼠伤寒沙门氏菌与金黄色葡萄球菌IMS-LAMP检测方法，方法特异性好，对于牛肉中鼠伤寒沙门氏菌的检测灵敏度为
1.2×103 CFU/mL，增菌5 h后，检测限可达1.2 CFU/mL。金黄色葡萄球菌的灵敏度为4.4×104 CFU/mL，增菌7 h后，检测限可达4.4 CFU/mL。该方法利用IMS技术对2 种致病菌进行浓缩吸附（<1 h），简化样品的处理过程，并用LAMP技术快速确认（<45 min），可以在1 个工作日内完成样品分析。因而，本研究建立的IMS-LAMP方法可作为检测鼠伤寒沙门氏菌和金黄色葡萄球菌的重要方法，对于被这2 种病菌污染的牛肉样品，可在食用前进行快速、简单和低成本的检测，降低食源性疾病发生的风险，具有潜在的应用价值。
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