心肌梗死大鼠模型制备方法的研究

心肌梗死是冠状动脉闭塞，血流中断，使部分心肌因严重的持久性缺血而发生局部坏死。人类疾病动物模型是指生物医学研究过程中所建立起来的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象及相关实验材料。一个好的疾病动物模型须尽可能满足与人类疾病比较的“三性”特征，即发病机理同源性、行为表象一致性、药物治疗预见性，同时具有创建易行性，重现性与经济性的特点。而心肌梗死大鼠模型是研究人类急性心肌梗死的通用路径。在大学生创新创业训练计划项目实施中需要教师在模型建立上给予学生教学指导，这样更有利于科研工作的实施。鉴于此，以下针对该方法进行深入探讨。

1 材料与方法

1.1 仪器和药品

生物安全柜（SW-CJ-1F型，苏净安泰空气技术有限公司）、生理信号采集处理系统（RM6240B/C型，成都仪器厂）、动物呼吸机（HX-300S型，成都泰盟软件有限公司）、狗兔二用解剖台，手术灯、电子秤、双凹夹、三通阀、灌胃器、止血带、大鼠固定用泡沫砖、大头针、固定线、注射器、针头、手术刀、眼科剪、蚊式止血钳、开睑器、培养皿、缝针、非吸收性外科缝线、无菌纱布、无菌棉球、一次性使用灭菌橡胶外科手套、生理盐水、20%乌拉坦（0.5 mL/100 mg，上海山浦化工有限公司）[1]。

1.2 实验动物

10只清洁大鼠均由牡丹江医学院实验动物中心提供，雌雄随机，2.5月龄，体质量为200～250 g。

1.3 实验方法

1.3.1 大鼠的捉拿、麻醉和固定 先用右手提起大鼠尾后部，旋转至晕，随后将其置于电子秤上称重，读取数值。用注射器抽取事先配置好的麻醉药物备用。麻醉时用右手提起大鼠尾巴将其置于鼠笼盖或其他粗糙表面上，使其后肢悬空，仅允许其前肢着地，在大鼠向前挣扎爬行时，左手握拳，用左手拇指和食指抓紧大鼠双耳和头颈部的被毛。手背向下，使大鼠仰卧位固定于左手中，并确保大鼠头部向下倾斜。本实验采用腹腔注射，穿刺部位选择在下腹部左侧，该部位无重要器官。麻醉前使其腹部向上，将注射器针头与腹中线成45度角，在选定的部位刺入腹腔，刺入时需与腹部皮肤呈20°角。如针头与腹腔内小肠接触，一般小肠会自动避开，故腹腔注射较为安全。刺入腹腔时，术者会有阻力突然减小的感觉，再抽回针栓，确定针头未刺入小肠、膀胱或血管后，缓慢注入药物。若采用20%乌拉坦0.5 mL/100 mg苏醒较慢，而采用1%戊巴比妥0.4 mL/100 mg则苏醒较快。固定前先用医用胶带将大鼠固定，用泡沫砖固定于狗兔二用解剖台上，然后将四只大头钉分别固定于泡沫砖的两个侧面，作为大鼠的手术台。将大鼠仰卧位固定于泡沫砖上，四肢用固定线分别系于泡沫砖侧面的四只大头钉上。头部用固定线系住大鼠门齿固定于泡沫砖顶端大头钉上[2]。

1.3.2 系统连接 首先启动计算机和生理信号采集处理系统硬件部分，然后进入实验系统RM6240软件操作界面。设置好实验参数后打开心电图实时测量选择第一通道检测。将正、负和接地电极插入大鼠双侧下肢和一侧上肢皮下固定。启动动物呼吸机调整呼吸频率、潮气量和呼吸比等设置参数（事先将灌胃器、三通阀、动物呼吸机的乳胶管连接在一起），使用灌胃器进行气管插管。

1.3.3 手术操作 调整潮气量数值为6，避免因潮气量过大导致开胸后肺泡遮挡心脏外观，在第四肋间隙距胸骨柄0.5 cm处，纵向切开1 cm备皮，然后距胸骨柄0.5 cm处钝性分离肋间隙1 cm，不能刺穿壁层胸膜，用蚊式止血钳在壁层胸膜中间处刺穿壁层胸膜，将开睑器置于第三肋间即可观察到心脏结构，于左心耳和心大静脉间结扎。完成后，肋间缝合一针，肋间肌不予缝合，被毛缝合两针[3-5]。术者在操作熟练情况下于十分钟内即可完成手术，从而提高实验模型的存活率。

2 造模结果和检测方法

判断急性心肌梗死模型成功建立的检测方法包括心电图、血清生物标志物或超声心动图等，每一种方法都有其重要的诊断意义。此次研究采用观察模型复制过程中动物体征和心电图相结合的方法作为检测急性心肌梗死模型成功建立的标准。结果显示，结扎冠状动脉左前降支后，左室前壁心肌组织变苍白，收缩减弱。生理信号采集处理系统软件系统显示心电图R波振幅增加，ST段升高。这些结果表明，急性心肌梗死模型建立成功[6-9]。

3 讨论

以上针对心肌梗死大鼠模型建立的方法进行了深入探讨，此次研究在RM6240系列生理信号采集处理系统和HX-300动物呼吸机辅助下，无需对大鼠进行气管插管术，成功建立了急性心肌梗死模型，并提高了模型制备的成功率和存活率。该模型的建立可以为后续进行急性心肌梗死的基础研究提供有力的平台。今后可以依据此模型获得基础实验数据，明确在急性心肌梗死模型中发生显著变化的指标，以期寻找出具有临床诊断价值的新的生物标志物，探讨其在临床诊断方面应用的前景以及与急性心肌梗死发生机制的关系[10-12]。