EB病毒感染的免疫机制研究进展
2017-07-31刘璐瑶孙金峤王晓川
刘璐瑶 孙金峤 王晓川
·综述·
EB病毒感染的免疫机制研究进展
刘璐瑶 孙金峤 王晓川
1 EB病毒(EBV)的生物学特点
EBV，又称人类疱疹病毒4型，类似于其他疱疹病毒，EBV基因组为双链线性DNA分子，是第一个被发现与人类肿瘤有关的DNA病毒。EBV在全球范围内感染率>90%。EBV基因组具有高度的变异性，不同的变异体的致病力和分布不同。根据EBV核抗原(EBNA)，主要是EBNA2和EBNA3A、 -B、-C基因序列的不同，将EBV分为1型和2型[1]。在西方和东南亚等国家EBV 1型多见，在非洲EBV两型均多见[2]。
通过对病毒基因组进行遗传分析了解其致病力、分布与基因型的关系至关重要。目前，针对EBV基因组测序确定相关疾病的分布范围和地理基因组变异的研究很少。一项研究[3]发现，EBV基因组中发生变异主要是编码LMP1、EBNA2和EBNA3蛋白家族的基因，其次是BDLF3(编码糖蛋白gp150)、BLLF1(编码gp350/200)、BNLF2a(与免疫逃逸有关)、BZLF1和BRRF2等基因。
EBV的感染周期包括初始感染和潜伏感染。EBV主要通过唾液接触传播，首先感染上皮细胞和B细胞，形成初始感染，继而在B细胞内形成潜伏感染。在宿主的免疫力低下或者环境改变等情况下，EBV会被大量激活，进入裂解复制阶段，引起某些疾病(图1)。
1.1 初始感染阶段 病毒大量复制，促使一些促炎症细胞因子、生长因子和细胞信号分子产生，导致病毒传播和原发感染建立[4]。EBV基因组编码产生80多种基因产物(即刻早期、早期和晚期[5])，如重要的转录因子和DNA聚合酶催化亚基等，维持病毒的复制和产生病毒的结构成分。EBV早期编码的产物(如BNLF2a)能够维持病毒的复制和代谢等过程；晚期编码产物BCRF1等可能与免疫逃逸有关[2]。EBNA1是唯一一种EBV在裂解性感染和潜伏感染阶段共同表达的蛋白，上皮细胞EBV的裂解周期中，缺乏EBNA1将极大减少EBV基因的表达及其DNA增殖；缺乏白血病早幼粒细胞(PML)核体时，EBNA1不会促进裂解性感染，其主要通过介导PML核体的降解，抑制PML核体的抗病毒作用，促进EBV的复制[2]。EBV感染B细胞后短暂表达早期基因，对诱发和维持潜伏感染至关重要[6]。初始感染阶段促进了EBV的传播并引起原发感染，也对潜伏感染的建立起到了一定的作用。
1.2 潜伏感染阶段 EBV在体内长期存在且不被清除的一个重要原因是EBV维持潜伏感染状态。EBV通过gp350/200与B细胞表面的CR2相结合而进入B细胞，并诱导其分化为记忆性B细胞，形成长期潜伏感染[7]。在B细胞中，EBV很少发生复制，从而逃避了机体的免疫监视，并且还可以诱导B细胞分化为类淋巴母细胞系细胞。
潜伏感染阶段分为3期：①潜伏感染Ⅰ/Ⅱ期，主要表达EBNA1、LMP1和LMP2(A、B)；②潜伏感染Ⅲ期，主要表达EBNA2、EBNA3A、EBNA3B、EBNA3C和EBNA前导蛋白(EBNA-LP)；③潜伏感染0期，EBV蛋白的表达关闭，在浆细胞分化过程中，通过B细胞受体交联，EBV可能会重新活化、进入裂解复制阶段[8]。
EBNA1能够在转录水平诱导let-7a表达，抑制Dicer表达，抑制EBV重新活化进入裂解性感染阶段，维持EBV潜伏感染[9]。
LMP2A的表达阻抑了EBV的BZLF1和g350/220基因表达，有助于EBV在体内保持长期潜伏感染状态[4]；通过活化Ras、PI3K和Akt信号通路，促进B细胞存活和转化。LMP2B能够调节LMP2A的分布和功能，共同维持EBV的潜伏感染。LMP2蛋白也可以诱发免疫反应，控制EBV感染。
EBV要在宿主体内维持复制和增殖状态，需保证宿主细胞的存活状态，LMP1能够与CD40 分子竞争结合肿瘤坏死因子等相关因子，上调抗凋亡基因bcl-2的表达，抑制促凋亡基因bax的表达[10]。
EBV不仅可以在B细胞内形成潜伏感染，还可以在NK细胞和T细胞内形成潜伏感染[11]，引起慢性活动性EBV感染(CAEBV)等疾病。
1.3 再活化阶段 EBV感染后的记忆B细胞分化为浆细胞，发生细胞溶解时可诱发EBV再活化，从潜伏感染阶段进入裂解复制阶段[12]。EVA再活化的过程中，早期表达基因BZLF1和BRLF1发挥了重要作用[13]。BZLF1基因编码产生转录激活因子—ZEBRA 蛋白，在裂解期DNA复制过程中作为起始结合蛋白与EBV DNA裂解复制起始点结合，增强病毒早期基因的表达，触发再活化过程[14]。在裂解复制阶段ZEBRA蛋白还可激活BRLF1基因启动子，该基因编码产生Rta蛋白，与转录活化过程的TBP、TFIIB和CBP蛋白相互作用，激活病毒的转录过程[15]。细胞分化因子BLIMP1激活EBV的启动子-Zp和Rp蛋白，诱导上皮细胞中EBV再活化，进入裂解复制阶段[5]。
EBV的再活化经常会导致EBV颗粒的释放和宿主细胞的死亡，造成进一步感染[15]。这一过程与B细胞和上皮细胞的分化过程是紧密相关且极为复杂[13]。
2 EBV感染的临床类型
2.1 无症状EBV感染 EBV感染在儿童中多见，但是大多数儿童(尤其<10岁)感染后无症状[16]，这种现象可能与基因型有关，宿主免疫反应相关的基因存在多态性，比如IL-10启动子的多态性，转化生长因子β1和IL-1α基因的多态性等[17]。无症状EBV感染的宿主体内存在特异性CD8+T细胞，协助机体控制EBV感染，但是这群细胞的数量并不会明显扩增[18]。目前对无症状EBV感染的具体机制还不清楚，仍待进一步研究。
2.2 传染性单核细胞增多症(IM) 青春期人群初次感染EBV，有25%～75%表现为IM。IM是一种良性淋巴组织增生性疾病，主要表现为疲劳不适、发热、淋巴结病、咽炎和扁桃体炎等[19]。临床症状出现之前，CD4+T和CD8+T细胞不发生明显增殖[20]；临床症状出现时，EBV特异性CD8+T细胞大量增殖，伴有大量细胞因子(如淋巴毒素、TNFα、IL-1β和IL-6等)产生[21]。EBV特异性CD8+T细胞可有效控制EBV感染，宿主体内EBV的病毒载量与CD8+T细胞的数量呈负相关[22]。IM的临床表现主要是活化的CD8+T细胞扩增引起的，而不是单核细胞增多引起的[20]。
EBV感染后，特异性CD4+T细胞活化扩增，随着急性期症状消退，EBV细胞的数量短时间下降[23]。小鼠实验发现，如果缺少NK细胞，感染EBV后IM症状会加重，NK细胞可能限制CD8+T细胞过度增殖[24]。
IM发病机制还不明确，可能是部分青少年预先感染了与EBV有交叉免疫的其他病毒，机体接触EBV时，发生强烈的免疫应答反应[25]。治疗IM一般采取对症支持治疗，免疫功能正常的个体大多可以痊愈。
2.3 CAEBV 是儿童感染EBV的一个罕见表现，主要表现为IM样症状反复发作或持续数月以上，经常进展为危及生命的噬血细胞综合征(HLH)。CAEBV预后很差，病死率高达43%，通常会累及血液、消化、呼吸、神经和心血管等系统[26]。CAEBV具有明显的地域特点，在日本及其他东亚国家，EBV感染T细胞/NK细胞多见，此型预后较差；在西方国家，EBV感染B细胞多见，发病率和病死率较低[27]。
2.3.1 CAEBV的发生机制 CAEBV患者中EBV通常感染NK或T细胞，形成长期潜伏感染，表达EBNA1、LMP1和LMP2等；EBV刺激NK细胞或T细胞持续增殖，释放大量细胞因子，诱导巨噬细胞活化，产生噬血现象；NK细胞/T细胞大量增殖，可能出现NK细胞/T细胞淋巴瘤[17]。EBV特异性细胞毒T细胞(CTLs)能有效控制EBV引起的细胞过度增殖，在CAEBV患者体内，可能由于CD8+T细胞没有被活化、机体免疫功能低下诱发CAEBV[28]。
2.3.2 CAEBV诊断标准的进展 1988年，Straus[29]提出CAEBV的标准：①EBV感染症状持续>6个月，EBV抗体滴度异常(包括VCA-IgG≥1∶5 120，EA-IgG≥1∶640，EBNA抗体<1∶2)；②主要脏器受损的组织学标志，包括间质性肺炎、骨髓某成分的增生不良、视网膜炎、淋巴结炎、迁延性肺炎和脾肿大；③受损组织中EBV数量增加。2005年Okano等[28]提出的CAEBV的诊断建议指南中，不再强调病程>6个月，但强调EBV抗体(VCA-IgG≥1∶640和EA-IgG≥1∶160)及组织或外周血中EBV-DNA和RNA增高的诊断价值。CAEBV的诊断标准仍在不断更新，不同的CAEBV患者感染EBV后产生特异的血清免疫改变，诊断标准应该降低高滴度抗体的诊断价值，提高外周血单个核细胞中EBV滴度的价值[30]。Kawano等[31]发现CAEBV患者血浆中miR-BART 1-5p、2-5p、5和22的水平比一般IM患者及无症状EBV感染高，血浆中miR-BART的水平有助于诊断CAEBV。
2.3.3 CAEBV的治疗 CAEBV预后很差，尤其在出现严重并发症、发病年龄≥8岁、伴有肝功能损伤等情况下[32]。CAEBV T细胞型比NK细胞型预后更差，5年生存期更短[33]。治疗主要包括：抗病毒药物、化疗试剂、免疫调节药物、EBV特异性CTL的细胞治疗和造血干细胞移植等[2]。
异基因造血干细胞移植(allo-HSCT)是目前根治CAEBV的唯一方法，能够清除EBV感染的细胞，重建EBV特异性细胞免疫的功能。Kawa等[34]指出，患者状态比较稳定时，接受免疫化疗预处理后再进行HSCT(RIST降低强度调节allo-HSCT)可改善预后。CAEBV进展很快，数月或数年即发生多器官功能衰竭，早期诊断并进行allo-HSCT非常重要[35]。但是HSCT仍然存在风险，CAEBV患者发生移植相关并发症的风险较高[27]。
部分CAEBV患者血清中IL-6、TNF-α和IFN-γ等细胞因子的水平比较高，清除过多的细胞因子可能有助于控制CAEBV的临床症状[36]。对于不能进行HSCT的CAEBV患者的治疗亟待研究。
2.4 重症致死性EBV感染
2.4.1 HLH 是重症EBV感染患者死亡的原因之一。HLH是T细胞或者巨噬细胞过度活化、释放大量细胞因子引起的一种过度炎症状态；主要临床表现有发热、肝脾肿大、全血细胞减少、高甘油三酯血症、DIC和肝功能损害等[37]；如果不行HSCT病死率很高[38]。
EBV是诱发HLH的重要因素。在日本，EBV-HLH是最常见的类型，EBV感染B细胞后诱导CTLs和巨噬细胞增殖活化，产生过量的细胞因子[39]。EBV-HLH患者可能存在CMV等病毒共感染，影响HLH患者的临床表现[40]。
早期诊断、早期治疗对改善HLH患者的预后非常重要，利用基因检测、连续定量聚合酶链反应检测T细胞、NK细胞和B细胞中的EBV DNA含量可协助早期诊断HLH[41]。按照HLH-2004方案(包括地塞米松、环孢素A和依托泊苷)尽早开始治疗，可缓解临床症状，改善预后[42]。临床上还使用促凋亡化疗和免疫抑制药物联合治疗，靶向抑制T细胞的过度激活[43]。由于EBV主要感染B细胞，在HLH-2004方案上增加利妥昔单抗，靶向清除外周循环中B细胞的数量和EBV的浓度，可以降低该病的病死率[43]。
2.4.2 肝功能衰竭 是重症EBV感染的另一死亡原因。EBV感染可以累及多个器官，以肝脏为主，多是机体发生强烈的免疫应答而间接损伤肝细胞。尤其在免疫功能不全的宿主，经常会发生EBV感染相关的持续性或者坏死性肝炎[44]。EBV刺激机体表达高水平的甘油三酯和铁蛋白，分泌大量的细胞因子，浸润肝脏，引起急性肝功能损害[45]。免疫功能不全的急性肝炎患儿中44%可检测到CMV、EBV和HHV-6 DNA，这类病毒感染可能与急性肝炎有关[46]。一些严重的CAEBV患者，有时表现为持续性肝损害，在成人更多见，预后较差[47]。日本文献报告，CAEBV会爆发肝功能衰竭和全血细胞减少，引起全身多器官功能衰竭等[48]。
3 机体抵御EBV感染的免疫反应
3.1 T细胞 机体控制EBV感染主要依靠固有免疫和适应性免疫，其中CD8+T细胞发挥着重要作用，尤其是在早期裂解感染阶段[49]。潜伏感染阶段，体内EBNA3A、-B、-C等抗原特异性的T细胞扩增，可以抑制转化的B细胞的过度增殖和肿瘤的形成；某些骨髓抑制或者器官移植的患者中，T细胞功能受到抑制，容易发生EBV相关的移植后淋巴组织增生性疾病[50]。CD8+T细胞能有效控制EBV感染以及移植后淋巴组织增生性疾病。
3.1.1 CD8+T细胞 所有有核细胞都表达MHC-I类分子，CD8+T细胞通过识别MHC-Ⅰ类分子呈递的病毒抗原肽，靶向攻击EBV感染的细胞，发挥抗病毒的作用。感染初期，裂解期抗原刺激CD8+T细胞，裂解期抗原特异性CD8+T细胞占CD8+T细胞的2%在潜伏感染阶段占1%[51]，主要受到潜伏阶段的蛋白如EBNA1的刺激[52]。EBNA1蛋白含有甘氨酸-丙氨酸重复结构域，阻止转录，限制抗原的加工呈递，逃避机体的免疫应答[17]。
3.1.2 CD4+T细胞 EBV感染的B细胞广泛表达MHC-II类分子，激活CD4+T细胞。CD4+T细胞不仅可以协助B细胞产生抗体，中和抗原，还能够诱导和维持CD8+T细胞发挥细胞毒作用[53]。CD4+CTLs识别EBV裂解阶段和潜伏感染阶段的抗原，通过Fas/FasL之间的相互作用，杀伤感染的B细胞以及已转化的类淋巴母细胞系(LCLs)细胞[54, 55]。EBNA1常在感染后数月才刺激CD4+T细胞发生免疫应答，这也解释了抗EBNA1-IgG通常延迟出现[52]。
3.2 B细胞
3.2.1 抗体的产生 B细胞参与适应性免疫应答，产生特异性抗体；抗衣壳蛋白(VCA)IgM抗体在感染早期产生，维持数周到数月，之后不再出现；抗VCA IgG抗体；通常在感染后2～4个月达到峰值，随后下降，一直存在于体内[9]。B细胞还产生抗EBNA1 IgG抗体和gp350抗体，其中gp350抗体阻止EBV与B细胞CR2受体结合，限制EBV传播，防止重复感染[30]。
3.2.2 B细胞的转化 EBV诱导B细胞转化增殖为LCLs，分泌IL-6和IL-10等细胞因子，影响B细胞的生长分化：①IL-6作为LCLs自分泌的生长因子，诱导LCLs生长；②IL-10促进B细胞转化和LCLs增殖[50]。LMP1模拟CD40受体，发挥类肿瘤坏死因子受体的作用，激活NF-κB、MAPK、PI3K和JAK3/STAT等信号通路；LMP2可诱导B细胞转化[56]。
3.3 树突状细胞(DCs) 起源于骨髓造血干细胞，分为浆细胞性树突状细胞(pDCs)和经典的髓系树突状细胞(cDCs)。pDCs表达TLR7和TLR9两类模式识别受体，识别外源性核酸，产生大量的Ⅰ型IFN；cDCs可感知组织损伤，加工、呈递抗原给T细胞；TLR2和TLR3参与cDCs识别EBV的过程[57]。
pDCs借助 TLR7识别富含鸟苷或尿苷的病毒双链RNA以及小的咪唑并喹啉化合物，通过TLR9识别DNA中未经甲基化的CpG核苷酸序列，产生大量的Ⅰ型 IFN等[58]。一旦EBV进入细胞内，DNA发生甲基化，不能活化TLR9[59]。pDCs通过TLR9识别EBV还处于裂解复制阶段。在潜伏感染阶段，EBERs单链RNA可以作用于TLR7，产生Ⅰ型IFN(IFNα和β)[60]。pDCs分泌IFNα2、α14和IFNα、β，抑制B细胞转化[61]。pDCs还可活化NK细胞，机制为分泌IFNγ，限制B细胞转化；杀伤病毒感染的细胞，限制裂解复制阶段EBV的复制[62]。EBV特异性T细胞在控制EBV感染的过程中发挥重要作用，DCs呈递抗原给T细胞并活化T细胞，控制EBV感染。
潜伏感染阶段，EBV编码产生的EBERs与蛋白结合，形成蛋白复合物(La)并从细胞中释放出来，被cDCs上的TLR3受体识别， EBERs的双链RNA序列与TLR3形成发卡样结构，诱发cDCs分泌Ⅰ型IFN等促炎症细胞因子[63]。
3.4 NK细胞 作为淋巴细胞的一种，作用广泛，可杀伤肿瘤细胞或病毒感染的靶细胞，在免疫应答的不同环节都发挥作用[64]。NK细胞的前体细胞在骨髓中生长，随后迁移到次级淋巴器官(如扁桃体等)，在迁移过程中监视入侵的病原体和肿瘤细胞[65]。NK细胞主要有CD56+CD16-和CD56-CD16+两个亚群；前者主要位于外周淋巴组织，主要作用是合成分泌细胞因子，如在IL-12刺激下分泌IFN-γ；后者存在于外周血，主要发挥细胞毒作用，直接杀伤靶细胞[62]。
huNSG小鼠试验中发现缺乏NK细胞时，血清中EBV病毒滴度尤其是病毒DNA的水平升高[66]。缺乏NK细胞时，CD8+T细胞大量扩增，细胞因子产生过多，机体IM症状加重，EBV相关肿瘤的发生率增高[67]。儿童IM感染急性期，CD56-NKG2A+KIR-NK细胞数量扩增，靶向控制B细胞的感染，但这种NK细胞的数量随年龄增长逐渐减少，IM症状多发生在比较大的儿童、青少年和成人阶段[66]。
另外一类细胞群是不变的NKT细胞(iNKT细胞)，可抑制B细胞转化，缺乏该细胞群时机体对EBV的敏感性升高[68]。
3.5 固有免疫 固有免疫是机体抵御病原体入侵的第一道防线，是机体的天然免疫防御体系。固有免疫不但可抵御非特异性感染，还可启动和参与适应性免疫。EBV感染相关的免疫机制中，研究比较明确的是Toll样受体家族(TLRs)。
TLRs作为模式识别受体(PRRs)家族的一类，可识别EBV，引发固有免疫应答，控制病毒的感染。人类B细胞表面表达高水平的TLR-1、6、7、9、10受体，受到TLRs配体刺激，促进多种促炎症细胞因子(如IL1α、IL1β、IL-6、IL-8和TNFα等)产生[69]，在控制EBV感染的过程中发挥着类似固有免疫应答的作用。TLR9激活可降低EBV病毒蛋白和病原体载量，促使EBV从裂解复制阶段转变为潜伏感染阶段，有助于EBV逃避机体免疫监视，形成长期潜伏感染[70]。还可活化NF-κB等信号通路，产生多种抗病毒的细胞因子，如IFN-α和IFN-γ等[70]。
一方面，TLR9可以诱导产生促炎症细胞因子，激活机体的固有免疫应答，控制EBV感染；另一方面，EBV利用TLR9在B细胞中建立长期潜伏感染。目前TLR9在EBV感染机制不清。
EBV刺激TLR7后活化下游信号通路，促使B细胞活化和增殖[70]；随之，EBV诱导产生一系列负性调节因子，抑制TLR7通路中IFN-调节因子5(IRF-5)的抗病毒活性，建立持续的潜伏感染[71]。B细胞系通过视黄酸诱导型基因I(RIG-I)识别EBV合成的EBERs，激活干扰素调节因子3(IRF3)和NF-κB通路，诱导产生IL-6、IL-8、IFNs和IL-10等细胞因子[72]。单核细胞上的TLR2与EBV颗粒或者胞外EBV dUTP酶结合后活化，依赖MyD88激活NF-κB信号通路，产生大量的促炎症细胞因子(如TNF-α、IL-1β、IL-6、IL-10等)[50]。
4 EBV逃逸机体免疫防御的机制
EBV在B细胞内形成长期潜伏感染，其基因组通过感染转化B细胞得以传播。潜伏感染阶段，EBV限制性表达编码产物，逃避机体免疫系统的监视。EBV主要通过以下几方面逃避机体的免疫反应。
4.1 抑制固有免疫应答 EBV激活细胞表面的PRRs，识别病毒，或者被感染细胞表面的病原体相关分子模式(PAMPs)并引起级联反应，发挥抗病毒的作用。为了在体内建立潜伏感染模式，EBV采取一系列措施调节信号通路，降低其抗病毒能力。
4.1.1 抑制TLR信号通路 ①潜伏感染膜蛋白1(LMP1)：EBV编码产生的LMP1参与细胞转化、凋亡等过程，在EBV致病的各个阶段发挥重要作用。TLR9启动子基因-413至-403序列中包含有NF-κB的结合位点，NF-κB p65过度表达可抑制TLR9的启动子的活性。LMP1通过激活NF-κB，下调TLR9的表达[73]。LMP1抑制B细胞中TLR9 mRNA和蛋白质的表达，降低TLR9介导的IL-6、TNFα和IgG的产生。②BGLF-5：EBV编码产生的BGLF5蛋白具有碱性磷酸外切酶的活性，在裂解复制早期表达[74]。van Gene等[75]研究发现，BGLF5在裂解复制阶段诱导TLR mRNA的降解，下调TLR2和TLR9的表达。EBV降低模式识别受体(如TLRs)的水平，逃避宿主先天性免疫应答。
4.1.2 抑制NF-κB 信号通路 核转录因子NF-κB家族由NF-κB1、NF-κB2、p65、c-Rel和RelB组成。NF-κB通路分为经典和非经典途径，经典途径主要是通过IKB激酶将IKB蛋白磷酸化，降解IKB；非经典途径依赖IKK1，导致p52::RelB二聚物的异位[76]。IKK复合物包括IEE2、IKK2和调节亚基NEMO(IKKγ)，其中NEMO在NF-κB信号通路中起重要的介导作用。如果完全缺乏NEMO，将会抑制LMP1介导的NF-κB经典途径；抑制或者缺乏IKK2也会干扰这个过程，NEMO和IKK2在LMP1干扰NF-κB通路中发挥重要作用[77]。
TLR介导的NF-κB信号通路活化与翻译后修饰(如磷酸化和泛素化等)过程密切相关。EBV编码的裂解期蛋白会干扰这些修饰过程。BGLF4是EBV产生的蛋白激酶，影响NF-κB共刺激分子UXT与NF-κB的相互作用，抑制NF-κB的活性[78]。BPLF1是EBV裂解晚期表达的外壳蛋白，其N末端区域包含去泛素化酶活性的位点，将TLR级联反应通路的中间产物去泛素化，抑制B细胞内TLR介导的NF-κB活化，逃脱机体的固有免疫反应[79]。
4.2 干扰细胞免疫应答 由于CD8+T细胞识别病毒的过程需要MHC-Ⅰ类分子的参与，为了逃避EBV特异性CD8+T细胞的识别，EBV编码产生一系列蛋白下调MHC-Ⅰ类分子，干扰细胞免疫，逃避机体免疫系统的监视。
4.2.1 BGLF5的干扰 BGLF5不仅影响固有免疫应答，还可以干扰细胞免疫应答，具有内源性RNA酶的活性[80]，促使MHC-Ⅰ类分子mRNA的降解，使MHC-Ⅰ类分子水平降低[81]。BGLF5蛋白下调MHC-Ⅰ类分子的表达，干扰CD8+T细胞识别EBV抗原的能力。
4.2.2 BNLF2a抑制抗原肽的转运 BNLF2a是一种膜结合蛋白，有C末端的尾锚状结构和N末端胞浆内结构[82]。病毒抗原转运过程中，抗原相关转运体(TAP)运输抗原肽到内质网进行加工处理。BNLF2a借助其C端尾锚状结构整合到内质网上，N端结构强烈抑制TAP的功能，阻止TAP介导的抗原呈递两个特殊结构[82]，干扰CD8+T细胞对EBV的识别。BNLF2a表达有阶段特异性，主要影响裂解早期抗原蛋白的呈递[83]。
4.2.3 BILF1影响MHC-Ⅰ的表达 BILF1是裂解感染阶段的一种糖蛋白，具有七次跨膜结构，视为一种G蛋白偶联受体，有G蛋白偶联受体的属性[84]。BILF1与MHC-Ⅰ类分子结合，促使其从细胞表面脱落，加强溶酶体蛋白酶对其降解，下调MHC-Ⅰ类分子的表达，抑制T细胞对EBV的识别，逃逸宿主细胞的杀伤作用[85]。
4.3 干扰细胞因子的作用 机体受到EBV感染后产生一类能够在细胞间传递信息的、调节免疫反应和效应功能的物质，包括蛋白质和小分子多肽—细胞因子，参与调控宿主抗病毒感染。EBV通过以下方面干扰细胞因子的作用：①LMP1模拟CD40配体的作用激活NF-κB、JNK、MAPK和JAK/STAT等信号通路[86]。LMP1活化NF-κB信号通路，激活IRF7，产生大量的Ⅰ型IFN，抑制EBV增殖，限制EBV进入裂解复制期，维持潜伏感染状态[87]。LMP1还可以上调IL6、IL8和IL10等细胞因子的表达水平[86]。②在潜伏感染阶段，LMP1诱导A20蛋白活化，负性调节IRF7的转录活性，抑制Ⅰ型IFN的产生，降低其免疫活性[88]。③LMP1阻止酪氨酸激酶2(Tyk2)磷酸化，抑制IFNα介导的STAT2活化，减弱IFNα抗病毒增殖的活性，保护EBV[89]。④IL-10抑制抗原呈递细胞和T细胞的功能，抑制炎症因子的产生，具有抗炎的功能[90]。EBV还可编码产生人IL-10的类似物—BCRF1蛋白，与BNLF2a在感染早期共同作用，有助于免疫逃逸。EBV还可抑制IFNγ的合成，减少抗原特异性T细胞的增殖[91]。
4.4 EBERs EBV编码产生的非编码RNA-EBERs存在于潜伏期感染阶段的细胞中，在EBV致病过程中发挥重要作用。①EBERs与La蛋白结合，在La蛋白的协助下排出胞外并运输至邻近的细胞，直接感染临近细胞[92]。②EBERs促进IL-10的分泌，抑制抗原呈递过程和T细胞增殖，抑制T淋巴细胞的活性[72]。③EBERs与宿主富含AU元件(ARE)结合因子1(AUF1)/hnRNP D结合后[93]，往往会引起mRNA不稳定，趋向凋亡[94]；但是高水平的EBERs能够干扰AUF1的作用，稳定mRNA[93]。B细胞转录因子PAX5和EBERs之间相互作用，诱导LMP的表达[95]。
4.5 micro RNA microRNA( miRNA)抑制mRNA翻译过程，影响蛋白质合成，保护病毒逃避宿主免疫系统监视。
4.5.1 miRNAs的产生 目前认为，EBV至少编码40多种miRNAs，以基因簇形式位于BHRF1基因和BART转录序列中[96]。miRNAs以外泌体的形式分泌到细胞外，在EBV感染和非感染的B细胞之间传递，这种外泌体形式可以保护miRNAs不被RNA水解酶水解，维持它们在靶细胞中的功能[72]。
4.5.2 miRNAs维持EBV的潜伏感染 BART mRNA编码产生MAP激酶激酶激酶2(MAP3K2)，激发EBV裂解复制期的启动。潜伏感染阶段的B细胞表达BART 18-5p，靶向与MAP3K2结合，阻止病毒的复制[97]，BART 18-5p可能抑制病毒的复制，维持病毒在记忆B细胞中的潜伏感染。BART 22 miRNAs下调潜伏膜蛋白LMP2A，使其逃脱CTLs识别，导致EBV感染的B细胞逃逸CTLs的监视[98]。EBV BHRF1-3p miRNAs靶向抑制细胞因子的分泌(如CXCL-11)，保护受感染的细胞不被T细胞杀伤[99]，抑制NLRP3炎症因子的活化以及IL-1β等促炎症细胞因子释放，维持EBV复制[100]。BHRF1 miRNAs在刺激宿主B细胞扩增的同时降低病毒的抗原滴度，有利于维持EBV的潜伏感染状态[101]。
4.5.3 miRNAs 抑制凋亡 miRNAs通过干扰细胞的凋亡使EBV在宿主体内能更好地复制和增殖[98]。BART 4-5p miRNA靶向抑制促凋亡蛋白BID(BH-3相互作用的死亡激动剂)和PUMA(一种bcl-2家族的促凋亡因子)作用，抑制靶细胞的凋亡，促进宿主细胞的存活[102]。EBV的 BART 6-3p miRNA负性调控 LMP1介导的NF-κB信号通路，发挥抗凋亡作用[103]。
5 EBV感染相关免疫缺陷病
迄今为止，已经发现了近20种EBV感染相关的原发性免疫缺陷病，另一些分子缺陷导致机体仅易感EBV，还有些分子缺陷导致机体易感EBV和其他多种病原，有些分子缺陷导致机体感染EBV后易发生HLH。
5.1 仅易感EBV的免疫缺陷
5.1.1SH2D1A缺陷 X连锁淋巴组织增生性疾病(XLP)是一种罕见的原发性免疫缺陷病，其特点是易感EBV，表现为致命性IM、HLH、低丙球蛋白血症和恶性淋巴瘤，主要分为XLP1和XLP2两种类型。XLP1比较常见，主要是由于SH2D1A基因突变引起的。SH2D1A基因编码淋巴细胞信号活化分子(SLAM)相关蛋白(SAP)，主要在T细胞、NK细胞和iNKT细胞表达，招募蛋白酪氨酸激酶Fyn，调节胞内SLAM表面受体家族下游信号转导的过程[104]。
在T细胞中，SAP与SLAM胞内模体结合，SLAM-SAP-Fyn信号通过以下两条通路调节细胞因子：①SH2肌醇磷酸酶(SHIP)抑制干扰素IFN-γ的产生；②蛋白激酶C、Bc1-10和NF-κB通路，增加转录因子CATA-3的表达。在NK细胞，SAP主要与2B4结合，2B4-SAP-Fyn改变SHIP、Vav-2和c-Cbl等激活细胞毒性的信号通路；如果缺乏SAP，SLAM-R、2B4和NTB-A等的细胞毒性激活功能转变为抑制功能，不能杀灭EBV感染的B细胞，引起EBV-HLH[42]。SH2D1A基因突变下调信号通路，损伤细胞间的相互作用，削弱2B4介导的IFN-γ产生及CD8+T细胞和NK细胞的细胞毒作用[105]。SAP缺陷的患者对于其他病原体的免疫反应是正常的，SAP和SLAM受体在抗EBV的免疫反应中发挥重要作用[42]。
XLP1患者常见的临床表现有EBV感染导致的HLH、恶性B细胞淋巴瘤和进行性加重的低丙种球蛋白血症；也会出现血管炎、再生障碍性贫血和肺淋巴样肉芽肿病[42]。部分XLP患者持续表现为低蛋白血症，易反复感染，预后很差[106]。
HSCT是目前可以治愈XLP1的唯一方法，但日本的一项研究发现，没有接受HSCT的XLP1患者长期追踪后全部死亡[107]。在SAP缺陷的患者中，应用CD20单抗(利妥昔单抗)对B细胞进行靶向治疗也有一定的疗效[108]。
5.1.2XLAP缺陷XLAP/BIRC4基因编码X连锁凋亡抑制蛋白(XLAP)，突变引起XLP2。XLAP是凋亡抑制蛋白家族的一员，抑制胱门蛋白酶3、7和9的功能；还可作为E3泛素连接酶发挥抗凋亡的作用[104]。XLAP缺陷临床表现复杂多样，主要有HLH、炎症性肠病、反复发热、脾肿大、全血细胞减少和严重性IM等[109]。与XLP1相比(55%)，XLP2患者更易患HLH(76%),但XLP1EBV-HLH(92%)比XLP2(83%)更常见；XLP2患者发生全血细胞减少(52%)和脾肿大(87%)的情况比较多，有时还表现为出血性结肠炎[110]。
EBV上调NF-κB的活性，诱导抗凋亡蛋白(如XLAP)表达，抑制宿主细胞的凋亡[111]。XLAP患者受到抗-Fas受体，抗-CD3抗体和三聚物TRAIL刺激后，促进T细胞的凋亡[110]，淋巴细胞的过度凋亡导致机体产生异常的免疫反应。iNKT细胞监视肿瘤及自身免疫性疾病的发生，XIAP患者体内iNKT细胞数量减少可能与HLH发病有关[42]。
XLAP蛋白与RIP2因子结合，活化NF-κB通路，参与NOD2信号的活化过程。NOD2基因突变会引起遗传性葡萄膜炎，XLAP缺陷的患者也有葡萄膜炎的表现[112]，NOD2信号调节和临床表型之间的关系非常复杂，尚不清楚[113]。
HSCT是治愈XIAP缺陷的重要手段，但是未接受HSCT的患者中部分生存期也较长[109]，需根据具体的临床表现评估判断XIAP缺陷患者是否需要进行HSCT。
5.1.3ITK缺陷 可诱导IL-2 T细胞激酶(ITK)是TEC激酶家族的一员，主要在T细胞、NK细胞和iNKT细胞表面表达，在T细胞增殖和分化过程中发挥重要作用[110]。ITK缺陷是一种常染色体隐性遗传病，T细胞受体信号通路异常影响CD4+T细胞和CD8+T细胞的功能[114]。ITK缺陷患者感染EBV后，常表现为肝脾肿大、肺部疾病、低丙种球蛋白血症、CD4+淋巴细胞减少、严重的淋巴组织增生和霍奇金淋巴瘤等，预后常较差[115]。Kirsten Bienemann等[114]研究发现， ITK缺陷患者主要有以下特点：①均与EBV感染有关；②EBV阳性的霍奇金淋巴瘤多见；③EBV多处于潜伏阶段Ⅱ期；④常伴有淋巴结和肺部感染，预后差[114]。ITK缺陷是特发性CD4+T细胞减少的原因之一，建议CD4+T细胞减少的患者(不论是否有EBV相关淋巴组织增生)行基因组分析，检测是否存在ITK基因突变[115]。进一步研究依赖ITK的T细胞信号通路及T细胞控制EBV感染的具体分子机制，有助于控制EBV引起的一系列严重的疾病。
5.1.4CD27缺陷 CD27是肿瘤坏死因子受体家族的一员，作为一种跨膜二聚体，在所有的B细胞、T细胞(不包括CD57+T细胞)和CD56+NK细胞表面广泛表达。CD70是CD27的配体，受到抗原受体信号刺激后，在活化的DCs、T细胞和B细胞表面短暂表达[116]。CD27/CD70通路可提高特异性CD8+T细胞的存活率，诱导机体产生抗病毒的保护性免疫，该通路受到抑制会引起长期慢性感染[117]。CD27/CD70信号通路通过JNK通路和表观遗传学效应，抑制IL-17a基因转录和CCR6的表达，从而抑制Th17效应细胞的功能，改善相关自身免疫性疾病；该通路还能够促进Th1细胞分泌IFN-γ[116]。CD27缺乏时，体内的B细胞、T细胞和NK细胞等免疫细胞的功能受到影响。①CD70/CD27通路是EBV特异性T细胞增殖过程的重要组成部分，CD27/CD70缺陷的患者T细胞增殖和聚集过程受损，EBV感染难以得到控制[118]；正常宿主活化的B细胞和EBV感染的B细胞表面，CD70表达升高，B细胞表面CD70的表达对于EBV特异性T细胞的增殖起着关键性的作用[118]。②CD27/CD70缺陷的患者依赖T细胞的B细胞抗体产生功能受损，感染EBV后表现为持续性EBV病毒血症及低丙种球蛋白血症[119]。一项临床研究中发现，Cys53Tyr纯合突变的8例CD27缺陷的患者，患EBV-HLH、淋巴增生性疾病和淋巴瘤的风险增加[120]。CD27缺陷的患者，CD8+T细胞表面2B4和NKG2D表达降低，SAP与SLAM家族之间的作用也受到影响[121]。但是CD27/CD70过度表达会引起一系列自身免疫性疾病和肿瘤[121]，针对其过度表达引起的肿瘤性疾病的免疫靶向疗法正在研究当中[122]。CD27/CD70缺陷的患者受到多种病毒的感染，对EBV感染尤为敏感，具体机制还需要进一步的研究。
5.1.5MAGT1缺陷MAGT1编码镁转运蛋白-MAGT1，刺激TCR诱导Mg2+内流，通过下游Mg2+信号通路优化Ca2+内流，活化磷脂酶C(PLC)γ-1、蛋白激酶C(PKC)和NF-κB信号通路，继而激活T细胞[123]。MAGT1突变的患者血清中EBV往往升高，出现自身免疫性血细胞减少、脾肿大和噬血细胞现象等[124]。这类疾病称之为XMEN(X连锁免疫缺陷病伴镁离子缺陷EBV感染和肿瘤形成)，其主要特点是不可控制的慢性EBV感染，易出现细胞(尤其是B淋巴细胞)的恶变[125]。有研究显示7例MAGT1突变的患者血清中EBV DNA水平升高，其中4例有B细胞淋巴瘤，实验刺激PBMCs上T细胞受体，发现Ca2+信号表达、PLCγ-1、PKC-和NF-κB的活化过程均受损[125]。
NKG2D是NK细胞活化的受体，在CD8+T细胞发挥细胞毒作用的过程中也是必须的，NKG2D功能受损可导致持续的EBV病毒血症和EBV-淋巴增生性疾病[124]。MAGT1缺陷的患者CD4+T细胞数量减少，NK细胞和CD8+T细胞的数量正常[123]，但是NKG2D的表达下降，NK细胞和CD8+T细胞的细胞毒功能也受到损害[125]。
XMEN患者细胞内Mg2+水平低下，补充镁，可能会提高免疫功能。对XMEN患者的NK细胞和CD8+T细胞行体外培养，补充Mg2+,发现细胞毒性功能恢复，与其NKG2D的表达上调过程是一致的[124]。有病例报告发现，MAGT1缺陷与卡波西肉瘤的发生有关，细胞内Mg2+在控制HHV8感染方面也发挥重要作用[126]。MAGT1缺陷的患者除EBV的感染外，对其他病毒的控制也可能存在缺陷。
5.1.6LRBA缺陷LRBA编码产生胞质蛋白LRBA蛋白，参与受体的内化[127]。LRBA蛋白在免疫细胞表面大量表达,LRBA缺陷影响B细胞活化、免疫球蛋白合成和T细胞活化等。LRBA突变的患儿常早发炎症性肠病、慢性腹泻、自身免疫性血细胞减少、严重的感染和肺部疾病等，其中慢性腹泻和低丙种球蛋白血症常见[127, 128]。
细胞毒性T细胞抗原-4(CTLA-4)调节T细胞发挥免疫功能，CTLA-4缺陷引起一系列免疫失调性疾病[129]。LRBA与CTLA4在内质网囊泡上共定位，LRBA缺陷导致FOXP3+Treg和传统T细胞上CTLA4水平降低。LRBA调节CTLA-4的表达[130]。在LRBA缺陷细胞中，使用氯喹抑制溶酶体降解可阻止CTLA-4丢失，该类药物可用于治疗LRBA缺陷[130]。阿巴西普是一种CTLA-4免疫球蛋白融合药物，通过与抗原提呈细胞上的CD80/86结合抑制T细胞激活，目前用于治疗类风湿关节炎。Lee等[131]报告了1例CTLA-4功能性突变的女孩，表现为慢性腹泻、自身免疫性肠病、巨幼红细胞性贫血、自身免疫性肝炎，阿巴西普治疗后其自身免疫症状得到缓解， FOXP3+表达升高，调节T细胞功能得到恢复。LRBA缺陷患者对阿巴西普治疗亦表现出强烈、持续的反应，治疗后间质性肺病和严重肠炎显著改善[130]。临床研究发现HSCT也可以用于伴发严重疾病的LRBA缺陷的患者[128]。
5.2 除易感EB病毒外，还易感其他病原的免疫缺陷
5.2.1 PI3K信号通路缺陷 PI3K能够产生PIP3，在生长因子、细胞因子和趋化因子受体信号转导中发挥重要作用。PI3K由催化亚基(p110)和调节亚基(p85、p55和p50)组成，调节亚基与活化的生长因子受体结合，通过催化亚基接近脂质底物[132]发挥作用。
5.2.1.1PIK3CD缺陷PIK3CD编码产生催化亚基p110δ，与调节亚基p85a共同组成肌醇环磷酸化PI3K-δ，参与PI3K-AKT-mTOR信号通路，在淋巴细胞的生存和增殖过程中发挥重要作用[133]。PIK3CD突变患者多数都产生大量的EBV特异性CD8+T细胞，过度活化 mTOR信号，CD8+T效应细胞寿命缩短，影响记忆T和B细胞的发育[133]。激活PI3K-δ综合征(APDS)是PIK3CD基因突变引起的原发性免疫缺陷病，属常染色体显性遗传病，新发突变比较多见，主要表现为反复呼吸道感染、肝脾淋巴结肿大、CMV和/或EBV血症、淋巴组织增生等[134]。PIK3CD突变还有可能导致双侧突发性耳聋[135]。这类患者体内CD8+T细胞、CD4+T细胞和记忆性B细胞数量减少，IgM增高，伴或不伴IgG和IgA降低，活化诱导的细胞死亡增加[134]，故控制EBV感染的能力降低[136]。与其他高IgM血症(HIGM)不同，PIK3CD突变引起的恶性肿瘤是在慢性良性病变的基础上发生的[136]。
APDS的治疗药物多集中在PI3K-AKT-mTOR通路上，雷帕霉素最初作为免疫抑制剂应用，在细胞中与FK结合蛋白-12(FKBP-12)结合生成免疫抑制复合物，与哺乳动物的雷帕霉素靶蛋白mTOR结合，并抑制其活性，阻断了由抗原和细胞因子(IL-2、IL-4、IL-5)驱动的T 淋巴细胞活化增殖，抑制细胞周期从G1期进入S期，使Tc和Td细胞不能成为具有免疫应答作用的致敏性T淋巴细胞。目前雷帕霉素主要用于肾移植受者，预防器官排斥。Lucas 等[136]报告，1例患者使用雷帕霉素后，循环T细胞增殖改善。2016年Coulter研究中的4例患者使用雷帕霉素后非肿瘤性的淋巴增殖明显好转，皮肤T细胞淋巴瘤也得到了缓解[137]。
5.2.1.2PIK3R1缺陷 目前有两种与PIK3R1基因突变相关联的遗传病，一种是PIK3R1杂合突变引起的SHORT综合征，表现为身材矮小、脂肪萎缩，常伴随胰岛素抵抗；另一种是PIK3R1纯合突变引起的B细胞缺乏，表现为低丙种球蛋白血症[138]。有研究报道4例有PIK3R1剪接位点杂合突变的患者，主要表现为类似PIK3CD突变的临床表现包括反复肺炎、淋巴组织增生等。其中1例患者血清中有高EBV和CMV病毒载量[138]，初始CD4+T和CD8+T细胞缺乏，衰老CD4+T和CD8+T细胞过量，IgM水平升高[139]。
5.2.2CTPS1缺陷 胞苷5'磷酸合酶1基因(CTPS1)突变导致CTPS1蛋白合成缺失。淋巴细胞中胞苷5'磷酸(CTP)从头合成过程在DNA复制过程中发挥重要作用[140]。T细胞受到TCR-CD3/CD28共刺激活化后，大量表达CTPS1，在免疫应答过程中维持活化的淋巴细胞增殖。在淋巴细胞中，CTPS1介导CTP的合成，是机体实现适应性免疫应答的关键[141]。CTPS1缺陷的患者淋巴细胞减少，CD4/CD8比例降低，易发生多种感染，尤其是EBV和VZV[141]。研究报道8例CTPS1缺陷的患者中4例在感染第1年内出现IM样综合征，3例表现为中枢神经系统EBV阳性B-LPD，另外1例表现为无症状的慢性EB病毒血症。CTPS1缺陷的患者，感染病毒后不能诱发原发性T细胞扩增，对疱疹病毒尤其是EBV具有明显的易感性[141]。
5.2.3STK4缺陷STK4基因位于常染色体20q11.2-q13.2，包含11个外显子，该基因编码的蛋白质的裂解片段能够磷酸化组蛋白H2B，与凋亡过程密切相关，故被认为是一种促凋亡蛋白，是细胞增殖和凋亡信号通路中的重要分子。STK4基因敲除的小鼠中，STK4通过FOXO1/FOXO3调控T调节细胞的发育[142]。STK4基因纯合突变的患儿常反复发生多种感染，如细菌感染，真菌感染，HPV、HSV、VAV和EBV等病毒感染[143]。一项研究中，2例患儿血清中EBV 滴度升高，其中1例发展为EBV-霍奇金淋巴瘤，另1例发展为EBV-LPD[144]。
5.2.4GATA2缺陷GATA2编码产生造血过程所需的转录因子，GATA2突变的患者体内B细胞、CD4+T细胞、NK细胞和单核细胞等造血细胞数量均减少[145]。由于B细胞的缺乏，EBV不能形成潜伏感染，此类患者很少出现EBV相关的B-LPD，但NK细胞缺乏使机体无法控制病毒的复制，出现一些非特异性细胞的大量增殖，如平滑肌肉瘤等[146]。GATA2突变的患者表现为慢性活动性EBV感染、EBV阳性的平滑肌肉瘤和持续性EBV病毒血症[147]。这类患者不仅对EBV敏感，还易感染其他疱疹病毒、人乳头瘤病毒、真菌和非结核分支杆菌等[148]。
弥漫性实质性肺病，伴随WBC减少的患者应考虑GATA2缺陷的可能。GATA2缺陷的表型复杂多样，包括急性髓系白血病、骨髓增生异常综合征、自身免疫性疾病和肺部疾病等[148]，早期基因诊断对临床预防、治疗和家族筛查等至关重要[145]。HSCT也有助于GATA2缺陷的患者重建免疫功能和治疗EBV相关的肿瘤等[147]。
5.2.5MCM4缺陷MCM4基因编码产生微小染色体维持蛋白4(MCM4蛋白)，是DNA复制过程中的一种解旋酶，在修复DNA和维持NK细胞正常功能的过程中发挥重要作用[149]。MCM4突变影响MCM4/6/7复合物的形成，突变的复合物不稳定，并干扰DNA正常复制[150]。MCM4缺陷的患者中，T细胞、B细胞和CD56+NK细胞数量正常，CD56-NK细胞缺失，可能是细胞增殖过程中CD56+NK细胞向CD56-NK细胞转变受到抑制，影响NK细胞的成熟[151]。部分MCM4缺陷的患者表现为特定的造血功能减退(NK CD56-细胞缺陷)和内分泌功能紊乱(肾上腺功能不全)等，不同组织对MCM4的需求可能不同[151]。
MCM4缺陷的患者伴发多种发育缺陷，尤其是NK细胞缺陷者对多种病毒易感[152]。
5.2.6FCγR3A缺陷FCγR3A编码Fc受体CD16，其在NK细胞和嗜中性粒细胞表面大量表达。该基因突变导致经典的NK细胞缺陷。成熟的NK细胞通过其表面Fc受体(FcR)识别靶抗原(如细菌或肿瘤细胞)Fc段，直接杀伤靶细胞(ADCC)，FCγR3A突变导致NK细胞Fc受体缺陷，不能发挥其ADCC作用。有文献[110]报告，2例FCγR3A突变的患者，其中1例表现为长期IM症状，另1例为复发性EBV相关的B-LPD。CD16与细胞表面的CD2结合后发挥共刺激作用，促进NK细胞的裂解作用，FCγR3A突变影响CD16与CD2之间的相互作用，削弱了NK细胞的细胞毒性[146]。
部分效应T细胞中也有FcγR3的表达，这类细胞呈大颗粒细胞的形态，胞内穿孔素阳性，可以直接介导ADCC的作用，体外实验中用EBV刺激PBMCs后，EBV-特异性T淋巴细胞系中出现这类细胞[153]。
5.2.7CARD11缺陷 弥漫性大B细胞淋巴瘤(DLBCL)中ABC亚型的存活依赖于NF-κB信号的激活，CARD11突变引起淋巴细胞中NF-κB活化，诱发初始B细胞扩增和T细胞低反应，引起B细胞恶性肿瘤，尤其是DLBCL[154]；CARD11突变通常表现为B细胞扩增伴随T细胞无能(BENTA)、EBV慢性感染、接触性传染性软疣和博卡病毒感染[154]。EBV感染可引起细胞增殖和永生化，表现为持续多克隆B淋巴细胞增多症，与BENTA的表型相似，EBV滴度也可以代表机体内B淋巴细胞增加的程度，从而提示BENTA预后[154]。VR09细胞系具有活化的DLBCL的浆细胞分化特性，在免疫缺陷的小鼠中发展为肿瘤，这种模型可用于B细胞增生水平低且有浆细胞分化特点的DLBCL患者的相关研究中[155]。
BENTA尚无统一的治疗方法，有发展为恶性肿瘤可能，需要进行密切随访[156]。EZH2、CD79B、CARD11和MYD88突变影响NF-κB信号通路，可考虑分子靶向治疗[157]。CARD11缺陷选择性引起B细胞扩增和转化的具体机制尚不清楚。
5.2.8CORO1A缺陷CORO1A编码冠状素-1A，冠蛋白家族是肌动蛋白支架的重要调节因子，主要在淋巴细胞表面表达，CORO1A突变引起T-B+NK+联合免疫缺陷或T淋巴细胞减少症[158]。冠状素-1A直接与F肌动蛋白结合，继而与肌动蛋白相关蛋白2/3复合体结合，调节肌动蛋白的聚集[159]。以往认为CORO1A突变的患者中NK细胞是不受影响的，但是最近发现裂解颗粒进入突触膜、发挥细胞毒作用的过程需要F肌动蛋白的解离，故NK细胞的发育过程可能不受影响，但其效应功能受损[159]。
CORO1A突变导致T细胞内F-肌动蛋白聚集，导致胸腺输出T细胞减少、T细胞存活障碍[158]，CORO1A在机体抗病毒和维持T细胞存活等方面发挥着重要的作用。
CORO1A突变的患者T细胞、B细胞和NK细胞水平低，容易感染多种病原体，但大多数患者的临床表现与EBV感染相关。CORO1A缺陷患者都有上呼吸道的感染，其主要特征是EBV感染难以控制，患者在小时候就可出现致病性淋巴组织增生性综合征和淋巴瘤[160]。部分患者表现为严重的水痘病毒感染、EBV相关的淋巴组织增生性疾病和疣等[158]。在疾病早期，尚未出现感染引发的不可逆的并发症和EBV相关肿瘤时，HSCT是有效的[160]。
5.3 与EB病毒感染后发生HLH相关的免疫缺陷 目前已发现与EBV-HLH相关的基因有PRF1、UNC13D、STX11和STXBP2。宿主细胞毒作用能够迅速杀灭病毒感染的细胞、控制感染，但该过程受到影响后活化增殖的T/NK细胞不能清除病毒，而产生大量的细胞因子，引起HLH[161]。不同类型的HLH在不同的地区分布不同，在日本FHL2和FHL3的发病率分别约为55%和32%，FHL5约为6%；在西亚地区，PRF1、UNC13D和STX11等突变占FHL患者的80%，STXBP2突变占10%；在朝鲜，大多数FHL患者有UNC13D突变；在北美，PRF1的突变最多见，其次是UNC13D和STXBP2[43]。
5.3.1PRF1缺陷 FHL2是原发型HLH中最常见的类型，占30%～40%，是PRF1基因突变引起的。PRF1基因编码产生无活性的穿孔素前体，随后在高尔基体内加工为有活性的形式，成熟的穿孔素与颗粒酶储存在NK细胞和CTLs特有的分泌性溶酶体中(溶解性颗粒)与靶细胞接触后，溶解性颗粒释放其内容物，分泌的穿孔素介导靶细胞膜的溶解，使得颗粒酶进入靶细胞，破坏靶细胞[161]。HLH患者中NK细胞的溶细胞作用和CTLs的细胞毒作用受损，不能控制病毒的扩增，大量细胞因子的释放，引起组织损伤[161]。穿孔素监视病毒感染的细胞和异常转化的细胞，PRF1基因突变导致穿孔素的减少或缺乏，易发生细胞增殖和淋巴组织增生[162]。部分患者体内存在PRF1的错义突变，可以合成正常数量的突变PRF1，但是这一类蛋白没有细胞毒作用[41]。PRF1突变的患者NK细胞功能受到抑制，故可以通过评价NK细胞的活性来协助诊断[163]。
5.3.2UNC13D缺陷UNC13D基因位于常染色体17q25，其突变引起FHL3。UNC13D编码产生Munc13-4蛋白，在造血细胞表面大量表达，参与囊泡启动，促进分泌型溶酶体胞吐。FHL3的患者，缺乏Munc13-4，影响溶细胞颗粒的胞吐[161]。Munc13-4与Rab27A结合，共同定位在CTLs和肥大细胞膜的分泌型溶酶体膜上，促进血小板致密核心颗粒的分泌[161]。UNC13D突变大多是剪接突变，发生拼接错误[164]。日本16例FHL患者中有6例发生UNC13D突变，FHL3可能占FHL的20%～25%[105]。
5.3.3STX11缺陷STX11基因位于常染色体6q24，编码突触融合蛋白11，该蛋白位于靶细胞膜可溶性N-乙基马来酰亚胺敏感因子附着蛋白受体(t-SNARES)上[105]。突触融合蛋白11在单核细胞、NK细胞和CTLs上表达，参与囊泡的启动和膜融合过程，影响细胞毒作用[41]。STX11突变引起FHL4， FHL4患者中NK细胞的细胞毒作用缺陷，但CTLs的细胞毒作用正常[165]。目前在日本以及其他地区没有发现STX11突变，该基因突变可能与种族有关[105]。
5.3.4STXBP缺陷 突触结合蛋白2的编码基因突变引起FHL5，该基因位于常染色体19p，编码产生Munc18-2蛋白，参与调节胞内运输、控制SNARE复合体装配和分解，促使细胞毒颗粒的囊泡与浆细胞膜融合，释放穿孔素1和颗粒酶等细胞毒性的颗粒，破坏病毒感染的细胞[166]。Munc18-2对突触融合蛋白11起稳定作用，STXBP2突变的淋巴细胞中突触融合蛋白11的表达水平很低[41]。FHL5的发病年龄3天至17岁，平均3～15个月，多数患者都有肝脏损害，50%的患者有中枢神经系统病变。有病例报告显示CAEBV患者也发生STXBP突变，故该基因突变也可能导致严重的CAEBV[167]。
综上所述，EBV感染临床表现的多样性与机体的免疫状态密切相关。目前对EBV，缺乏有效的治疗手段。探索机体发生难以控制的EBV感染的免疫机制，是当前亟待进行的工作。
[1]Sample J, Kieff EF, Kieff ED. Epstein-Barr virus types 1 and 2 have nearly identical LMP-1 transforming genes. J Gen Virol, 1994, 75 (Pt 10):2741-2746
[2]Odumade OA, Hogquist KA, Balfour HH Jr. Progress and problems in understanding and managing primary Epstein-Barr virus infections. Clin Microbiol Rev, 2011, 24(1):193-209
[3]Palser AL, Grayson NE, White RE, et al. Genome diversity of Epstein-Barr virus from multiple tumor types and normal infection. J Virol, 2015, 89(10):5222-5237
[4]Arvey A, Tempera I, Tsai K, et al. An atlas of the Epstein-Barr virus transcriptome and epigenome reveals host-virus regulatory interactions. Cell Host Microbe, 2012, 12(2):233-245
[5]Reusch JA, Nawandar DM, Wright KL, et al. Cellular differentiation regulator BLIMP1 induces Epstein-Barr virus lytic reactivation in epithelial and B cells by activating transcription from both the R and Z promoters. J Virol, 2015, 89(3):1731-1743
[6]Seto E, Moosmann A, Gromminger S, et al. Micro RNAs of Epstein-Barr virus promote cell cycle progression and prevent apoptosis of primary human B cells. PLoS Pathog, 2010, 6(8):e1001063
[7]Urquiza M, Lopez R, Patino H, et al. Identification of three gp350/220 regions involved in Epstein-Barr virus invasion of host cells. J Biol Chem, 2005, 280(42):35598-35605
[8]Murata T, Tsurumi T. Switching of EBV cycles between latent and lytic states. Rev Med Virol, 2014, 24(3):142-153
[9]Mansouri S, Pan Q, Blencowe BJ, et al. Epstein-Barr virus EBNA1 protein regulates viral latency through effects on let-7 microRNA and dicer. J Virol, 2014, 88(19):11166-11177
[10]Grimm T, Schneider S, Naschberger E, et al. EBV latent membrane protein-1 protects B cells from apoptosis by inhibition of BAX. Blood, 2005, 105(8):3263-3269
[11]Imadome K. The clinical condition and diagnosis of EBV-T/NK-LPD (CAEBV, EBV-HLH etc.). Rinsho Ketsueki, 2013, 54(10):1992-1998
[12]Laichalk LL, Thorley-Lawson DA. Terminal differentiation into plasma cells initiates the replicative cycle of Epstein-Barr virus in vivo. J Virol, 2005, 79(2):1296-1307
[13]Young LS, Yap LF, Murray PG. Epstein-Barr virus: more than 50 years old and still providing surprises. Nat Rev Cancer, 2016, 16(12):789-802
[14]McKenzie J, El-Guindy A. Epstein-Barr Virus Lytic Cycle Reactivation. Curr Top Microbiol Immunol, 2015, 391:237-261
[15]Hutt-Fletcher LM. Epstein-Barr virus entry. J Virol, 2007, 81(15):7825-7832
[16]Hoshino Y, Nishikawa K, Ito Y, et al. Kinetics of Epstein-Barr virus load and virus-specific CD8+ T cells in acute infectious mononucleosis. J Clin Virol, 2011, 50(3):244-246
[17]Taylor GS, Long HM, Brooks JM, et al. The immunology of Epstein-Barr virus-induced disease. Annu Rev Immunol, 2015, 33:787-821
[18]Jayasooriya S, de Silva TI, Njie-jobe J, et al. Early virological and immunological events in asymptomatic Epstein-Barr virus infection in African children. PLoS Pathog, 2015, 11(3):e1004746
[19]Dunmire SK, Hogquist KA, Balfour HH. Infectious mononucleosis. Curr Top Microbiol Immunol, 2015, 390(Pt 1):211-240
[20]Balfour HJ, Odumade OA, Schmeling DO, et al. Behavioral, virologic, and immunologic factors associated with acquisition and severity of primary Epstein-Barr virus infection in university students. J Infect Dis, 2013, 207(1):80-88
[21]Hoshino Y, Morishima T, Kimura H, et al. Antigen-driven expansion and contraction of CD8+-activated T cells in primary EBV infection. J Immunol, 1999, 163(10):5735-5740
[22]Hoshino Y, Nishikawa K, Ito Y, et al. Kinetics of Epstein-Barr virus load and virus-specific CD8+ T cells in acute infectious mononucleosis. J Clin Virol, 2011, 50(3):244-246
[23]Long HM, Chagoury OL, Leese AM, et al. MHC II tetramers visualize human CD4+ T cell responses to Epstein-Barr virus infection and demonstrate atypical kinetics of the nuclear antigen EBNA1 response. J Exp Med, 2013, 210(5):933-949
[24]Chijioke O, Muller A, Feederle R, et al. Human natural killer cells prevent infectious mononucleosis features by targeting lytic Epstein-Barr virus infection. Cell Rep, 2013, 5(6):1489-1498
[25]Selin LK, Brehm MA, Naumov YN, et al. Memory of mice and men: CD8+ T-cell cross-reactivity and heterologous immunity. Immunol Rev, 2006, 211:164-181
[26]Maeda A, Sato T, Wakiguchi H. Epidemiology of Epstein-Barr virus (EBV) infection and EBV-associated diseases. Nihon Rinsho, 2006, 64 Suppl 3:609-612
[27]Fujiwara S, Kimura H, Imadome K, et al. Current research on chronic active Epstein-Barr virus infection in Japan. Pediatr Int, 2014, 56(2):159-166
[28]Okano M, Kawa K, Kimura H, et al. Proposed guidelines for diagnosing chronic active Epstein-Barr virus infection. Am J Hematol, 2005, 80(1):64-69
[29]Kikuta H, Taguchi Y, Tomizawa K, et al. Epstein-Barr virus genome-positive T lymphocytes in a boy with chronic active EBV infection associated with Kawasaki-like disease. Nature, 1988, 333(6172):455-457
[30]Eligio P, Delia R, Valeria G. EBV chronic infections. Mediterr J Hematol Infect Dis, 2010, 2(1):e2010022
[31]Kawano Y, Iwata S, Kawada J, et al. Plasma viral microRNA profiles reveal potential biomarkers for chronic active Epstein-Barr virus infection. J Infect Dis, 2013, 208(5):771-779
[32]Yamashita N, Kimura H, Morishima T. Virological aspects of Epstein-Barr virus infections. Acta Med Okayama, 2005, 59(6):239-246
[33]Kimura H, Hoshino Y, Kanegane H, et al. Clinical and virologic characteristics of chronic active Epstein-Barr virus infection. Blood, 2001, 98(2):280-286
[34]Kawa K, Sawada A, Sato M, et al. Excellent outcome of allogeneic hematopoietic SCT with reduced-intensity conditioning for the treatment of chronic active EBV infection. Bone Marrow Transplant, 2011, 46(1):77-83
[35]Sato E, Ohga S, Kuroda H, et al. Allogeneic hematopoietic stem cell transplantation for Epstein-Barr virus-associated T/natural killer-cell lymphoproliferative disease in Japan. Am J Hematol, 2008, 83(9):721-727
[36]Arai A, Nogami A, Imadome K, et al. Sequential monitoring of serum IL-6, TNF-alpha, and IFN-gamma levels in a CAEBV patient treated by plasma exchange and immunochemotherapy. Int J Hematol, 2012, 96(5):669-673
[37]Henter JI, Horne A, Arico M, et al. HLH-2004: Diagnostic and therapeutic guidelines for hemophagocytic lymphohistiocytosis. Pediatr Blood Cancer, 2007, 48(2):124-131
[38]Jordan MB, Filipovich AH. Hematopoietic cell transplantation for hemophagocytic lymphohistiocytosis: a journey of a thousand miles begins with a single (big) step. Bone Marrow Transplant, 2008, 42(7):433-437
[39]Ishii E, Ohga S, Imashuku S, et al. Nationwide survey of hemophagocytic lymphohistiocytosis in Japan. Int J Hematol, 2007, 86(1):58-65
[40]Qiang Q, Zhengde X, Shuang Y, et al. Prevalence of coinfection in children with Epstein-Barr virus-associated hemophagocytic lymphohistiocytosis. J Pediatr Hematol Oncol, 2012, 34(2):e45-e48
[41]Usmani GN, Woda BA, Newburger PE. Advances in understanding the pathogenesis of HLH. Br J Haematol, 2013, 161(5):609-622
[42]Yang X, Miyawaki T, Kanegane H. SAP and XIAP deficiency in hemophagocytic lymphohistiocytosis. Pediatr Int, 2012, 54(4):447-454
[43]Ishii E. Hemophagocytic Lymphohistiocytosis in Children: Pathogenesis and Treatment. Front Pediatr, 2016, 4:47
[44]Petrova M, Muhtarova M, Nikolova M, et al. Chronic Epstein-Barr virus-related hepatitis in immunocompetent patients. World J Gastroenterol, 2006, 12(35):5711-5716
[45]Danhaive O, Caniglia M, Devito R, et al. Neonatal liver failure and haemophagocytic lymphohistiocytosis caused by a new perforin mutation. Acta Paediatr, 2010, 99(5):778-780
[46]Tsunoda T, Inui A, Iwasawa K, et al. Acute liver dysfunction not resulting from hepatitis viruses in immunocompetent children. Pediatr Int, 2017, 59(5):551-556
[47]Lee JI, Lee SW, Han NI, et al. A case of severe chronic active Epstein-Barr virus infection with aplastic anemia and hepatitis. Korean J Gastroenterol, 2016, 67(1):39-43
[48]Sakai M, Togitani K, Tsukuda T, et al. Young adult onset systemic Epstein-Barr virus-positive T-cell lymphoproliferative disorders of childhood. Rinsho Ketsueki, 2015, 56(5):501-505
[49]Tsurumi T, Fujita M, Kudoh A. Latent and lytic Epstein-Barr virus replication strategies. Rev Med Virol, 2005, 15(1):3-15
[50]Iskra S, Kalla M, Delecluse HJ, et al. Toll-like receptor agonists synergistically increase proliferation and activation of B cells by epstein-barr virus. J Virol, 2010, 84(7):3612-3623
[51]Hislop AD, Taylor GS. T-Cell Responses to EBV. Curr Top Microbiol Immunol, 2015, 391:325-353
[52]Rickinson AB, Long HM, Palendira U, et al. Cellular immune controls over Epstein-Barr virus infection: new lessons from the clinic and the laboratory. Trends Immunol, 2014, 35(4):159-169
[53]Juno JA, van Bockel D, Kent SJ, et al. Cytotoxic CD4 T Cells-Friend or Foe during Viral Infection? Front Immunol, 2017, 8:19
[54]Haigh TA, Lin X, Jia H, et al. EBV latent membrane proteins (LMPs) 1 and 2 as immunotherapeutic targets: LMP-specific CD4+ cytotoxic T cell recognition of EBV-transformed B cell lines. J Immunol, 2008, 180(3):1643-1654
[55]Long HM, Haigh TA, Gudgeon NH, et al. CD4+T-cell responses to Epstein-Barr virus (EBV) latent-cycle antigens and the recognition of EBV-transformed lymphoblastoid cell lines. J Virol, 2005, 79(8):4896-4907
[56]Martin HJ, Lee JM, Walls D, et al. Manipulation of the toll-like receptor 7 signaling pathway by Epstein-Barr virus. J Virol, 2007, 81(18):9748-9758
[57]Merad M, Sathe P, Helft J, et al. The dendritic cell lineage: ontogeny and function of dendritic cells and their subsets in the steady state and the inflamed setting. Annu Rev Immunol, 2013, 31:563-604
[58]Severa M, Giacomini E, Gafa V, et al. EBV stimulates TLR- and autophagy-dependent pathways and impairs maturation in plasmacytoid dendritic cells: implications for viral immune escape. Eur J Immunol, 2013, 43(1):147-158
[59]Woellmer A, Arteaga-Salas JM, Hammerschmidt W. BZLF1 governs CpG-methylated chromatin of Epstein-Barr virus reversing epigenetic repression. PLoS Pathog, 2012, 8(9):e1002902
[60]Quan TE, Roman RM, Rudenga BJ, et al. Epstein-Barr virus promotes interferon-alpha production by plasmacytoid dendritic cells. Arthritis Rheum, 2010, 62(6):1693-1701
[61]Munz C. Dendritic cells during Epstein Barr virus infection. Front Microbiol, 2014, 5:308
[62]Lünemann A, Vanoaica LD, Azzi T, et al. A distinct subpopulation of human natural killer cells restricts B cell transformation by the Epstein-Barr virus. J Immunol, 2013, 191(10):4989-4995
[63]Iwakiri D, Zhou L, Samanta M, et al. Epstein-Barr virus (EBV)-encoded small RNA is released from EBV-infected cells and activates signaling from Toll-like receptor 3. J Exp Med, 2009, 206(10):2091-2099
[64]Carrega P, Ferlazzo G. Natural killer cell distribution and trafficking in human tissues. Front Immunol, 2012, 3:347
[65]Freud AG, Yu J, Caligiuri MA. Human natural killer cell development in secondary lymphoid tissues. Semin Immunol, 2014, 26(2):132-137
[66]Azzi T, Lunemann A, Murer A, et al. Role for early-differentiated natural killer cells in infectious mononucleosis. Blood, 2014, 124(16):2533-2543
[67]Chijioke O, Müller A, Feederle R, et al. Human natural killer cells prevent infectious mononucleosis features by targeting lytic Epstein-Barr virus infection. Cell Rep, 2013, 5(6):1489-1498
[68]Hislop AD. Early virological and immunological events in Epstein-Barr virus infection. Curr Opin Virol, 2015, 15(12):75-79
[69]Zauner L, Nadal D. Understanding TLR9 action in Epstein-Barr virus infection. Front Biosci (Landmark Ed), 2012, 17:1219-1231
[70]Younesi V, Nikzamir H, Yousefi M, et al. Epstein Barr virus inhibits the stimulatory effect of TLR7/8 and TLR9 agonists but not CD40 ligand in human B lymphocytes. Microbiol Immunol, 2010, 54(9):534-541
[71]Martin HJ, Lee JM, Walls D, et al. Manipulation of the toll-like receptor 7 signaling pathway by Epstein-Barr virus. J Virol, 2007, 81(18):9748-9758
[72]Samanta M, Iwakiri D, Takada K. Epstein-Barr virus-encoded small RNA induces IL-10 through RIG-I-mediated IRF-3 signaling. Oncogene, 2008, 27(30):4150-4160
[73]Fathallah I, Parroche P, Gruffat H, et al. EBV latent membrane protein 1 is a negative regulator of TLR9. J Immunol, 2010, 185(11):6439-6447
[74]Zuo J, Thomas W, van Leeuwen D, et al. The DNase of gammaherpesviruses impairs recognition by virus-specific CD8+T cells through an additional host shutoff function. J Virol, 2008, 82(5):2385-2393
[75]van Gent M, Griffin BD, Berkhoff EG, et al. EBV lytic-phase protein BGLF5 contributes to TLR9 downregulation during productive infection. J Immunol, 2011, 186(3):1694-1702
[76]Vallabhapurapu S, Karin M. Regulation and Function of NF-κB Transcription Factors in the Immune System. Annu Rev Immunol, 2009, 27:693-733
[77]Shkoda A, Town JA, Griese J, et al. The germinal center kinase TNIK is required for canonical NF-kappaB and JNK signaling in B-cells by the EBV oncoprotein LMP1 and the CD40 receptor. PLoS Biol, 2012, 10(8):e1001376
[78]Chang LS, Wang JT, Doong SL, et al. Epstein-Barr virus BGLF4 kinase downregulates NF-kappaB transactivation through phosphorylation of coactivator UXT. J Virol, 2012, 86(22):12176-12186
[79]van Gent M, Braem SG, de Jong A, et al. Epstein-Barr virus large tegument protein BPLF1 contributes to innate immune evasion through interference with toll-like receptor signaling. PLoS Pathog, 2014, 10(2):e1003960
[80]Buisson M, Geoui T, Flot D, et al. A bridge crosses the active-site canyon of the Epstein-Barr virus nuclease with DNase and RNase activities. J Mol Biol, 2009, 391(4):717-728
[81]Rowe M, Glaunsinger B, Van LD, et al. Host shutoff during productive Epstein-Barr virus infection is mediated by BGLF5 and may contribute to immune evasion. Proc Natl Acad Sci USA. 2007, 104(9):3366-3371
[82]Horst D, Favaloro V, Vilardi F, et al. EBV protein BNLF2a exploits host tail-anchored protein integration machinery to inhibit TAP. J Immunol, 2011, 186(6):3594-3605
[83]Croft NP, Shannon-Lowe C, Bell AI, et al. Stage-specific inhibition of MHC class I presentation by the Epstein-Barr virus BNLF2a protein during virus lytic cycle. PLoS Pathog, 2009, 5(6):e1000490
[84]Paulsen SJ, Rosenkilde MM, Eugen-Olsen J, et al. Epstein-Barr virus-encoded BILF1 is a constitutively active G protein-coupled receptor. J Virol, 2005, 79(1):536-546
[85]Zuo J, Currin A, Griffin BD, et al. The Epstein-Barr virus G-protein-coupled receptor contributes to immune evasion by targeting MHC class I molecules for degradation. PLoS Pathog, 2009, 5(1):e1000255
[86]Kim SY, Kim JE, Won J, et al. Characterization of the rapamycin-inducible EBV LMP1 activation system. J Microbiol, 2015, 53(10):732-738
[87]Xu D, Brumm K, Zhang L. The latent membrane protein 1 of Epstein-Barr virus (EBV) primes EBV latency cells for type I interferon production. J Biol Chem, 2006, 281(14):9163-9169
[88]Ning S, Pagano JS. The A20 deubiquitinase activity negatively regulates LMP1 activation of IRF7. J Virol, 2010, 84(12):6130-6138
[89]Geiger TR, Martin JM. The Epstein-Barr virus-encoded LMP-1 oncoprotein negatively affects Tyk2 phosphorylation and interferon signaling in human B cells. J Virol, 2006, 80(23):11638-11650
[90]Couper KN, Blount DG, Riley EM. IL-10: the master regulator of immunity to infection. J Immunol, 2008, 180(9):5771-5777
[91]Hu Z, Usherwood EJ. Immune escape of γ-herpesviruses from adaptive immunity. Rev Med Virol, 2014, 24(6):365-378
[92]Ahmed W, Philip PS, Tariq S, et al. Epstein-Barr virus-encoded small RNAs (EBERs) are present in fractions related to exosomes released by EBV-transformed cells. PLoS One, 2014, 9(6):e99163
[93]Lee N, Pimienta G, Steitz JA. AUF1/hnRNP D is a novel protein partner of the EBER1 noncoding RNA of Epstein-Barr virus. RNA, 2012, 18(11):2073-2082
[94]White EJ, Brewer G, Wilson GM. Post-transcriptional control of gene expression by AUF1: mechanisms, physiological targets, and regulation. Biochim Biophys Acta, 2013, 1829(6-7):680-688
[95]Lee N, Moss WN, Yario TA, et al. EBV noncoding RNA binds nascent RNA to drive host PAX5 to viral DNA. Cell, 2015, 160(4):607-618
[96]Klinke O, Feederle R, Delecluse HJ. Genetics of Epstein-Barr virus microRNAs. Semin Cancer Biol, 2014, 26:52-59
[97]Qiu J, Thorley-Lawson DA. EBV microRNA BART 18-5p targets MAP3K2 to facilitate persistence in vivo by inhibiting viral replication in B cells. Proc Natl Acad Sci U S A, 2014, 111(30):11157-11162
[98]Kalla M, Hammerschmidt W. Human B cells on their route to latent infection-early but transient expression of lytic genes of Epstein-Barr virus. Eur J Cell Biol, 2012, 91(1):65-69
[99]Xia T, O'Hara A, Araujo I, et al. EBV microRNAs in primary lymphomas and targeting of CXCL-11 by ebv-mir-BHRF1-3. Cancer Res, 2008, 68(5):1436-1442
[100]Haneklaus M, Gerlic M, Kurowska-Stolarska M, et al. Cutting edge: miR-223 and EBV miR-BART15 regulate the NLRP3 inflammasome and IL-1beta production. J Immunol, 2012, 189(8):3795-3799
[101]Feederle R, Linnstaedt SD, Bannert H, et al. A Viral microRNA Cluster Strongly Potentiates the Transforming Properties of a Human Herpesvirus. Plos Pathogens, 2011, 7(2):e1001294
[102]Shinozaki-Ushiku A, Kunita A, Isogai M, et al. Profiling of virus-encoded microRNAs in Epstein-Barr virus-associated gastric carcinoma and their roles in gastric carcinogenesis. J Virol, 2015, 89(10):5581-5591
[103]Skalsky RL, Kang D, Linnstaedt SD, et al. Evolutionary conservation of primate lymphocryptovirus microRNA targets. J Virol, 2014, 88(3):1617-1635
[104]Wada T, Kanegane H, Ohta K, et al. Sustained elevation of serum interleukin-18 and its association with hemophagocytic lymphohistiocytosis in XIAP deficiency. Cytokine, 2014, 65(1):74-78
[105]Gholam C, Grigoriadou S, Gilmour KC, et al. Familial haemophagocytic lymphohistiocytosis: advances in the genetic basis, diagnosis and management. Clin Exp Immunol, 2011, 163(3):271-283
[106]Pachlopnik Schmid J, Canioni D, Moshous D, et al. Clinical similarities and differences of patients with X-linked lymphoproliferative syndrome type 1 (XLP-1/SAP deficiency) versus type 2 (XLP-2/XIAP deficiency). Blood, 2011, 117(5):1522-1529
[107]Kanegane H, Yang X, Zhao M, et al. Clinical features and outcome of X-linked lymphoproliferative syndrome type 1 (SAP deficiency) in Japan identified by the combination of flow cytometric assay and genetic analysis. Pediatr Allergy Immunol, 2012, 23(5):488-493
[108]Milone MC, Tsai DE, Hodinka RL, et al. Treatment of primary Epstein-Barr virus infection in patients with X-linked lymphoproliferative disease using B-cell-directed therapy. Blood, 2005, 105(3):994-996
[109]Speckmann C, Lehmberg K, Albert MH, et al. X-linked inhibitor of apoptosis (XIAP) deficiency: the spectrum of presenting manifestations beyond hemophagocytic lymphohistiocytosis. Clin Immunol, 2013, 149(1):133-141
[110]Cohen JI. Primary immunodeficiencies associated with EBV disease. Curr Top Microbiol Immunol, 2015, 390(Pt 1):241-265
[111]Lopez-Granados E, Stacey M, Kienzler AK, et al. A mutation in X-linked inhibitor of apoptosis (G466X) leads to memory inflation of Epstein-Barr virus-specific T cells. Clin Exp Immunol, 2014, 178(3):470-482
[112]Krieg A, Correa RG, Garrison JB, et al. XIAP mediates NOD signaling via interaction with RIP2. Proc Natl Acad Sci U S A, 2009, 106(34):14524-14529
[113]Basiaga ML, Weiss PF, Behrens EM. BIRC4 Mutation: An Important Rare Cause of Uveitis. J Clin Rheumatol, 2015, 21(8):444-447
[114]Bienemann K, Borkhardt A, Klapper W, et al. High incidence of Epstein-Barr virus (EBV)-positive Hodgkin lymphoma and Hodgkin lymphoma-like B-cell lymphoproliferations with EBV latency profile 2 in children with interleukin-2-inducible T-cell kinase deficiency. Histopathology, 2015, 67(5):607-616
[115]Ghosh S, Bienemann K, Boztug K, et al. Interleukin-2-inducible T-cell kinase (ITK) deficiency - clinical and molecular aspects. J Clin Immunol, 2014, 34(8):892-899
[116]Coquet JM, Middendorp S, van der Horst G, et al. The CD27 and CD70 costimulatory pathway inhibits effector function of T helper 17 cells and attenuates associated autoimmunity. Immunity, 2013, 38(1):53-65
[117]Denoeud J, Moser M. Role of CD27/CD70 pathway of activation in immunity and tolerance. J Leukoc Biol, 2011, 89(2):195-203
[118]Izawa K, Martin E, Soudais C, et al. Inherited CD70 deficiency in humans reveals a critical role for the CD70-CD27 pathway in immunity to Epstein-Barr virus infection. J Exp Med, 2017, 214(1):73-89
[119]van Montfrans JM, Hoepelman AI, Otto S, et al. CD27 deficiency is associated with combined immunodeficiency and persistent symptomatic EBV viremia. J Allergy Clin Immunol, 2012, 129(3):787-793
[120]Salzer E, Daschkey S, Choo S, et al. Combined immunodeficiency with life-threatening EBV-associated lymphoproliferative disorder in patients lacking functional CD27. Haematologica, 2013, 98(3):473-478
[121]Abolhassani H, Edwards ES, Ikinciogullari A, et al. Combined immunodeficiency and Epstein-Barr virus-induced B cell malignancy in humans with inherited CD70 deficiency. J Exp Med, 2017, 214(1):91-106
[122]Jacobs J, Deschoolmeester V, Zwaenepoel K, et al. CD70: An emerging target in cancer immunotherapy. Pharmacol Ther, 2015, 155:1-10
[123]Li FY, Lenardo MJ, Chaigne-Delalande B. Loss of MAGT1 abrogates the Mg2+flux required for T cell signaling and leads to a novel human primary immunodeficiency. Magnes Res, 2011, 24(3):S109-114
[124]Ravell J, Chaigne-Delalande B, Lenardo M. X-linked immunodeficiency with magnesium defect, Epstein-Barr virus infection, and neoplasia disease: a combined immune deficiency with magnesium defect. Curr Opin Pediatr, 2014, 26(6):713-719
[125]Chaigne-Delalande B, Li FY, O'Connor GM, et al. Mg2+regulates cytotoxic functions of NK and CD8 T cells in chronic EBV infection through NKG2D. Science, 2013, 341(6142):186-191
[126]Brigida I, Chiriaco M, Di Cesare S, et al. Large Deletion of MAGT1 Gene in a Patient with Classic Kaposi Sarcoma, CD4 Lymphopenia, and EBV Infection. J Clin Immunol, 2017,37(1):32-35
[127]Alangari A, Alsultan A, Adly N, et al. LPS-responsive beige-like anchor (LRBA) gene mutation in a family with inflammatory bowel disease and combined immunodeficiency. J Allergy Clin Immunol, 2012, 130(2):481-488
[128]Bakhtiar S, Gámez-Díaz L, Jarisch A, et al. Treatment of infantile inflammatory bowel disease and autoimmunity by allogeneic stem cell transplantation in LPS-responsive beige-like anchor deficiency. Front Immunol, 2017, 8: 52
[129]Hou TZ, Verma N, Wanders J, et al. Identifying functional defects in patients with immune dysregulation due to LRBA and CTLA-4 mutations. Blood, 2017, 129(11):1458-1468
[130]Lo B, Zhang K, Lu W, et al. AUTOIMMUNE DISEASE. Patients with LRBA deficiency show CTLA4 loss and immune dysregulation responsive to abatacept therapy. Science, 2015, 349(6246):436-440
[131]Lee S, Moon JS, Lee CR, et al. Abatacept alleviates severe autoimmune symptoms in a patient carrying a de novo variant in CTLA-4. J Allergy Clin Immunol, 2016, 137(1):327-330
[132]Spender LC, Lucchesi W, Bodelon G, et al. Cell target genes of Epstein-Barr virus transcription factor EBNA-2: induction of the p55alpha regulatory subunit of PI3-kinase and its role in survival of EREB2.5 cells. J Gen Virol, 2006, 87(10):2859-2867
[133]Crank MC, Grossman JK, Moir S, et al. Mutations in PIK3CD can cause hyper IgM syndrome (HIGM) associated with increased cancer susceptibility. J Clin Immunol, 2014, 34(3):272-276
[134]Angulo I, Vadas O, Garcon F, et al. Phosphoinositide 3-kinase δ gene mutation predisposes to respiratory infection and airway damage. Science, 2013, 342(6160):866-871
[135]Zou J, Duan X, Zheng G, et al. A novel PIK3CD C896T mutation detected in bilateral sudden sensorineural hearing loss using next generation sequencing: An indication of primary immunodeficiency. J Otol, 2016, 11(2):78-83
[136]Lucas CL, Kuehn HS, Zhao F, et al. Dominant-activating germline mutations in the gene encoding the PI(3)K catalytic subunit p110δ result in T cell senescence and human immunodeficiency. Nat Immunol. 2014, 15(1):88-97
[137]Coulter TI, Chandra A, Bacon CM, et al. Clinical spectrum and features of activated phosphoinositide 3-kinase δ syndrome: A large patient cohort study. J Allergy Clin Immunol, 2017, 139(2):597-606
[138]Lucas CL, Zhang Y, Venida A, et al. Heterozygous splice mutation in PIK3R1 causes human immunodeficiency with lymphoproliferation due to dominant activation of PI3K. J Exp Med, 2014, 211(13):2537-2547
[139]Deau M, Heurtier L, Frange P, et al. A human immunodeficiency caused by mutations in the PIK3R1 gene. J Clin Invest, 2014, 124(9):3923-3928
[140]Chinen J, Notarangelo LD, Shearer WT. Advances in basic and clinical immunology in 2014. J Allergy Clin Immunol, 2015, 135(5):1132-1141
[141]Martin E, Palmic N, Sanquer S, et al. CTP synthase 1 deficiency in humans reveals its central role in lymphocyte proliferation. Nature, 2014, 510(7504):288-292
[142]Du X, Shi H, Li J, et al. Mst1/Mst2 regulate development and function of regulatory T cells through modulation of Foxo1/Foxo3 stability in autoimmune disease. J Immunol, 2014, 192(4):1525-1535
[143]Abdollahpour H, Appaswamy G, Kotlarz D, et al. The phenotype of human STK4 deficiency. Blood, 2012, 119(15):3450-3457
[144]Nehme NT, Pachlopnik SJ, Debeurme F, et al. MST1 mutations in autosomal recessive primary immunodeficiency characterized by defective naive T-cell survival. Blood, 2012, 119(15):3450-3468
[145]Svobodova T, Mejstrikova E, Salzer U, et al. Diffuse parenchymal lung disease as first clinical manifestation of GATA-2 deficiency in childhood. BMC Pulm Med, 2015, 15:8
[146]Palendira U, Rickinson AB. Primary immunodeficiencies and the control of Epstein-Barr virus infection. Ann N Y Acad Sci, 2015, 1356(1):22-44
[147]Parta M, Cuellar-Rodriguez J, Freeman AF, et al. Resolution of multifocal Epstein-Barr virus-related mooth muscle tumor in a patient with GATA2 deficiency following hematopoietic stem cell transplantation. J Clin Immunol, 2017, 37(1):61-66
[148]Spinner MA, Sanchez LA, Hsu AP, et al. GATA2 deficiency: a protean disorder of hematopoiesis, lymphatics, and immunity. Blood, 2014, 123(6):809-821
[149]Casey JP, Nobbs M, McGettigan P, et al. Recessive mutations in MCM4 /PRKDC cause a novel syndrome involving a primary immunodeficiency and a disorder of DNA repair. J Med Genet, 2012, 49(4):242-245
[150]Tatsumi R, Ishimi Y. An MCM4 mutation detected in cancer cells affects MCM4/6/7 complex formation. J Biochem, 2017, 161(3):259-268
[151]Jouanguy E, Gineau L, Cottineau J, et al. Inborn errors of the development of human natural killer cells. Curr Opin Allergy Clin Immunol, 2013, 13(6):589-595
[152]Gineau L, Cognet C, Kara N, et al. Partial MCM4 deficiency in patients with growth retardation, adrenal insufficiency, and natural killer cell deficiency. J Clin Invest, 2012, 122(3):821-832
[153]Clemenceau B, Vivien R, Berthome M, et al. Effector memory alphabeta T lymphocytes can express FcgammaRIIIa and mediate antibody-dependent cellular cytotoxicity. J Immunol, 2008, 180(8):5327-5334
[154]Brohl AS, Stinson JR, Su HC, et al. Germline CARD11 mutation in a patient with severe congenital B cell lymphocytosis. J Clin Immunol, 2015, 35(1):32-46
[155]Nichele I, Zamo A, Bertolaso A, et al. VR09 cell line: an EBV-positive lymphoblastoid cell line with in vivo characteristics of diffuse large B cell lymphoma of activated B-cell type. PLoS One, 2012, 7(12):e52811
[156]Outinen T, Syrjänen J, Rounioja S, et al. Constant B cell lymphocytosis since early age in a patient with CARD11 mutation: A 20-year follow-up. Clin Immunol, 2016, 165:19-20
[157]Gebauer N, Gebauer J, Hardel TT, et al. Prevalence of targetable oncogenic mutations and genomic alterations in Epstein-Barr virus-associated diffuse large B-cell lymphoma of the elderly. Leuk Lymphoma, 2015, 56(4):1100-1106
[158]Yee CS, Massaad MJ, Bainter W, et al. Recurrent viral infections associated with a homozygous CORO1A mutation that disrupts oligomerization and cytoskeletal association. J Allergy Clin Immunol, 2016, 137(3):879-888
[159]Moshous D, Martin E, Carpentier W, et al. Whole-exome sequencing identifies Coronin-1A deficiency in 3 siblings with immunodeficiency and EBV-associated B-cell lymphoproliferation. J Allergy Clin Immunol, 2013, 131(6):1594-1603
[160]Punwani D, Pelz B, Yu J, et al. Coronin-1A: Immune deficiency in humans and mice. J Clin Immunol, 2015, 35(2):100-107
[161]Marcenaro S, Gallo F, Martini S, et al. Analysis of natural killer-cell function in familial hemophagocytic lymphohistiocytosis (FHL): defective CD107a surface expression heralds Munc13-4 defect and discriminates between genetic subtypes of the disease. Blood, 2006, 108(7):2316-2323
[162]Ding Q, Yang LY. Perforin gene mutations in 77 Chinese patients with lymphomas. World J Emerg Med, 2013, 4(2):128-32
[163]Del Giudice E, Savoldi G, Notarangelo LD, et al. Acute inflammatory demyelinating polyradiculoneuropathy associated with perforin-deficient familial haemophagocytic lymphohistiocytosis. Acta Paediatr, 2003, 92(3):398-401
[164]Zhizhuo H, Junmei X, Yuelin S, et al. Screening the PRF1, UNC13D, STX11, SH2D1A, XIAP, and ITK gene mutations in Chinese children with Epstein-Barr virus-associated hemophagocytic lymphohistiocytosis. Pediatr Blood Cancer, 2012, 58(3):410-414
[165]Macartney CA, Weitzman S, Wood SM, et al. Unusual functional manifestations of a novel STX11 frameshift mutation in two infants with familial hemophagocytic lymphohistiocytosis type 4 (FHL4). Pediatr Blood Cancer, 2011, 56(4):654-657
[166]Filipovich AH. The expanding spectrum of hemophagocytic lymphohistiocytosis. Curr Opin Allergy Clin Immunol, 2011, 11(6):512-516
[167]Cohen JI, Niemela JE, Stoddard JL, et al. Late-onset severe chronic active EBV in a patient for five years with mutations in STXBP2 (MUNC18-2) and PRF1 (perforin 1). J Clin Immunol, 2015, 35(5):445-448
(本文编辑：张崇凡)
10.3969/j.issn.1673-5501.2017.03.012
复旦大学附属儿科医院临床免疫科 上海，201102
孙金峤，E-mail：jinqiaosun@sina.com
2017-06-01
2017-06-22)
