家兔缺血再灌注型急性肾功能不全模型在实验教学中的应用

田 玮，马尚寅，龚延萍*，白志慧，哈斯巴根，钢苏和

（1.内蒙古医科大学基础医学院，内蒙古 呼和浩特 010110；2.内蒙古自治区人民医院，内蒙古 呼和浩特 010017；3.内蒙古医科大学蒙医药学院，内蒙古 呼和浩特 010110）

家兔缺血再灌注型急性肾功能不全模型在实验教学中的应用

田 玮1，马尚寅2，龚延萍1*，白志慧3，哈斯巴根3，钢苏和3

（1.内蒙古医科大学基础医学院，内蒙古 呼和浩特 010110；2.内蒙古自治区人民医院，内蒙古 呼和浩特 010017；3.内蒙古医科大学蒙医药学院，内蒙古 呼和浩特 010110）

目的 评价以缺血再灌注方法复制的家兔急性肾功能不全模型的教学实用性、实验效果及稳定性等，探索适合学生实验的安全、快速、有效的急性肾功能不全动物模型建立方法。方法 对20只家兔采取切除右肾并夹闭左肾动脉45 min后再灌注15 min的方法建立急性肾功能不全模型，对比缺血再灌注前后肾脏形态、血肌酐（Cre）及尿素氮（BUN）、尿蛋白等指标。结果 缺血再灌注肾脏含血量显著下降，肾脏大体形态与缺血再灌注前有肉眼可见的显著区别。缺血再灌注后血样BUN、Cre值较前均有所提高（P＜0.05）。结论 缺血再灌注家兔急性肾功能不全模型建立方法安全无毒，可在有限的实验教学时间内完成，且操作难度适宜，便于实验前后对照，实验效果良好，可用于机能学实验等教学。

急性肾功能不全；缺血再灌注；动物模型；家兔；实验教学

急性肾功能衰竭是急性肾功能不全的晚期阶段，在临床上两者往往属于同一概念而不加区别[1]。该病病情发展急，病死率高，是临床常见的危重病之一，一直受到医学界的广泛关注，常应用于医学实验教学和基础医学研究。

根据急性肾功能不全病因的不同，复制动物模型的方法也不同，如去甲肾上腺素滴注法、低灌注法、顺铂诱导、油酸法、结扎双侧输尿管，等等[2]。对一般医学实验教学而言，上述任意一种方法均能满足教学需要，此时模型复制方法的便捷性、稳定性、安全性以及实验效果的显著性等则成为选择造模方法时优先考虑的因素。

现阶段我国对缺血性肾功能衰竭模型的研究主要基于大鼠[3～5]和小鼠[6]，但大鼠、小鼠体型较小，对学生实验而言操作难度较大；肾的体积也小，不利于进行细致观察。相对而言，家兔体型较大，手术操作更为简单，肾的体积也更利于观察比较。但目前基于家兔的实验研究相对较少，针对医学实验教学的急性肾功能不全动物模型复制研究的文献仅有几篇。本文以自身对照方式，对家兔肾缺血再灌注前后肾形态、血肌酐（Cre）、尿素氮（BUN）、尿蛋白等指标的变化情况进行比较，评价缺血再灌注方法复制家兔急性肾功能不全模型的教学实用性、实验效果及稳定性等。

1 材料与方法

1.1 实验方法

（1）取健康家兔20只，体重2～3 kg，雌雄不限。

（2）麻醉：耳缘静脉注射20%氨基甲酸乙酯5 ml/kg进行麻醉，麻醉后仰卧位固定。

（3）手术：颈部正中纵形切口，分离一侧颈总动脉；于耻骨联合向上做正中纵切口，暴露膀胱。

（4）术前取样：颈总动脉取血，分别做BUN、Cre测定，并从膀胱内抽取尿液做尿蛋白定性试验。

（5）缺血再灌注造模：①自胸骨剑突向下沿腹白线做正中纵切口（7～10 cm）[7]，钝性分离肌肉，将腹腔内容物推向左侧，于右侧后腹壁找到右肾及右肾蒂等组织，结扎并剪断右肾蒂，摘除右肾[8]（右侧肾蒂短，肾动脉不易分离，摘除后左侧肾能够完全代偿，不会影响实验结果[9]）。将腹腔内容物推向右侧，在左侧后腹壁找左肾及左肾蒂，分离左肾动脉约1 cm。②阻断血流：用动脉夹阻断左肾血液供应（夹闭左侧肾动脉前，先将左肾动脉夹闭数秒后恢复血供，反复数次，使其缺血预适应，避免急性缺血损伤难以恢复[10，11]）。③恢复血流：阻断血流45 min[3]后，松开左肾动脉夹，恢复肾血流[12]，此时肾脏颜色由苍白逐渐转红，表明再灌注成功，观察无出血后关闭腹腔。

（6）利尿：由耳缘静脉缓慢注射37℃0.9%生理盐水50 ml，帮助利尿。

（7）灌注后取样：缺血再灌注15 min后，再次从颈总动脉取血分别做BUN、Cre测定，并从膀胱内抽取尿液做尿蛋白定性试验。

（8）处死尸检：处死家兔取肾，观察肾脏外观（体积、颜色、包膜紧张度等）及纵切面形态学（皮、髓质分界和色泽等）改变。

1.2 观察指标

肾脏外观及纵切面形态，血尿素氮，血肌酐，尿蛋白等指标。

1.3 统计学方法

数据以均数±标准差表示，采用SPSS 20.0软件进行统计学分析，结果比较采用t检验、卡方检验或方差分析，P＜0.05为差异有显著性。

2 结果

2.1 形态学观察

对正常肾和缺血再灌注后的实验肾进行比较，可以明显看出正常肾皮质、肾髓质界限明显，整体颜色偏红，含血量较高；而缺血再灌注后的肾皮质、肾髓质界限不清，大部分切面为浅粉色至白色，含血量较低。

2.2 血生化指标（见表1）

表1 家兔肾缺血前与缺血再灌注后血BUN、Cre比较（±s）

表1 家兔肾缺血前与缺血再灌注后血BUN、Cre比较（±s）

t值P值BUN（mg/dL）Cre（μmol/L）缺血前4.45±0.60 73.07±9.41缺血再灌注后4.70±0.79 187.63±19.55 2.118 24.897 0.048 0.000

3 讨论

急性肾功能不全的原因以急性肾小管坏死最为多见，而急性肾小管坏死的主要原因是肾缺血、再灌注损伤和急性肾中毒。当发生持续肾缺血以及再灌注时，肾小管上皮细胞因持续缺血或再灌注损伤而坏死；当化学、生物、药物性毒素或大量血红蛋白、肌红蛋白从肾排泄时，肾小管上皮细胞可因中毒而变性坏死[1]。因此，肾功能不全动物模型的复制方法主要有缺血性和中毒性两大类[11～13]，目前较常用的方法有5种[14]，即夹闭肾动脉，滴注去甲肾上腺素，注射汞剂（Hgcl2）、硝酸铀或甘油，前两种方法的目的是使肾发生严重缺血，第三、四种方法诱导发生急性肾中毒，最后一种方法兼有缺血性和内源性毒物中毒两类的特点[15]。其中，皮下或肌肉注射汞剂由于操作简单、创伤小、病变稳定，且重金属汞是肾小管上皮细胞的特异性毒物，而被作为经典方法常在实验教学中使用。但此种模型建立方式存在接触者中毒风险、“三废”排放问题、造模时间长、学生造模成功率低、动物浪费严重、不便于自身对照等弊端。因此，急需改进实验教学中肾功能不全动物模型建立方式，找到适合学生实验的安全、快速、有效的方法。

本实验中夹闭肾动脉后，肾组织血流阻断，肾微循环发生严重障碍，造成肾实质细胞缺血、缺氧，三磷酸腺苷（ATP）生成减少，从而发生能量代谢障碍，影响肾小管主动性离子交换功能，吸收和排泄功能均受到影响。如果ATP进一步降低，则导致细胞膜损伤，细胞外钙离子内流，细胞内钙离子浓度增加，使细胞发生下列不可逆的损伤：（1）肾小球毛细血管内皮细胞、系膜细胞、足细胞发生肿胀、退变；（2）肾小管周围毛细血管内皮细胞及肾小管上皮细胞肿胀坏死；（3）肾小管坏死及坏死后脱落的细胞碎片可使管腔阻塞导致原尿回漏，引起间质水肿；（4）毛细血管壁遭到破坏，通透性增加，水分透过管壁进入组织，加重间质水肿。在以上因素的共同作用下，肾组织血流量减少，肾小球滤过率降低。滤过膜本身的破坏及肾小球坏死又减少了滤过面积，加重了肾小球滤过功能障碍，最终引起肾脏排泄功能衰竭[16]。

缺血再灌注家兔急性肾功能不全模型采用切除右肾并夹闭左肾动脉的方法，无需借助药品，避免了使用剧毒化学药品HgCl2的问题，既解决了中毒动物处理及环境污染问题，又规避了毒麻药品管理风险。另外，由于学生在动物实验课上手术技能训练较多，因此模型建立操作难度适宜，且判断操作成功与否较肌肉注射更为容易，故该方法的造模成功率相对更高。此外，缺血再灌注的复制过程可在有限的教学时间内完成，较HgCl2中毒（至少提前24 h注射）等造模方法周期短，在一次实验中完成从正常到疾病发生、发展、转归过程的观察，优化了实验流程，使实验节奏性更强；且可设立自身对照，进行实验前后相关指标比较，较空白对照结果更稳定、更具说服力。同时，由学生自主完成实验模型的建立，可进一步加深印象，提高教学效果。

但是，我们观察发现：实验中缺血再灌注的家兔血尿素氮变化并不明显，再灌注后升高程度不及HgCl2中毒性模型的血液生化指标变化明显，这可能由于教学实验中BUN变化尚处于升高初期（BUN于再灌注16 h达到高峰[13]），也可能由于本实验中家兔品系不纯、影响因素多等。另外，由于缺血再灌注模型需以外科手术方法造模，病理改变有局限性[14]，动物的耐受性及学生手术操作熟练程度和水平，都是值得商讨的问题。考虑实验动物、条件及方法等因素，尚需进一步探讨。从实验原始结果来看，由于实验处理后动物肾功能受损，尿量明显下降甚至无尿，往往不能测定尿蛋白和酚红排泄率，因此以往实验中用到的这两种检测指标，并不适用于急性肾功能不全模型。

综上所述，两种模型复制方法各有优缺点，应根据不同的实验目的加以选择。缺血再灌注家兔急性肾功能不全模型建立方法安全无毒，可在有限的教学时间内完成，且操作难度适宜，便于实验前后对照，实验效果良好，可用于对模型特异性要求不高的机能学实验等医学实验教学。

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（*通讯作者：龚延萍）

G424.4

B

1671-1246（2017）03-0096-03

注：本文系内蒙古医科大学实验室开放基金指南型项目（kfsyszn201416）