不同取代度的硫酸化肠浒苔多糖抗氧化活性研究

刘玉凤,贾淑颖,刘飞飞,郝再彬,李 霞

(广西高校食品安全与检测重点实验室,桂林理工大学化学与生物工程学院,广西桂林 541004)



不同取代度的硫酸化肠浒苔多糖抗氧化活性研究

刘玉凤,贾淑颖,刘飞飞,郝再彬,李 霞*

(广西高校食品安全与检测重点实验室,桂林理工大学化学与生物工程学院,广西桂林 541004)

采用氨基磺酸-N,N-二甲基甲酰胺法进行多糖的硫酸化修饰,获得不同取代度的硫酸化肠浒苔多糖,通过测定硫酸化肠浒苔多糖对DPPH自由基,羟基自由基,超氧阴离子的清除能力和还原能力,考察了肠浒苔多糖取代度与抗氧化活性的关系。结果表明,取代度的大小受到硫酸化温度、硫酸化时间、DMF用量、氨基磺酸用量等的影响,其中氨基磺酸用量的影响最显著。随着取代度增大,肠浒苔多糖的抗氧化性先增强后减小,取代度在0.8～1.2范围内,肠浒苔多糖的抗氧化性较强,表明适度进行硫酸化修饰是提高肠浒苔多糖抗氧化活性的有效方式。

肠浒苔多糖,取代度,抗氧化活性

浒苔多糖是天然无毒的生物大分子物质之一,具有抗肿瘤、抗氧化、免疫活性调节、降血压血脂等生物活性[1-4]。浒苔多糖的生物活性受其结构、分子量等的影响,通过对浒苔多糖结构修饰可以改变多糖的空间结构、分子量及取代基种类、数目和位置从而改变其生物活性[5]。结构修饰的方法有很多,包括化学法、物理法和生物法,其中硫酸化是一个颇为常用且有效的修饰手段[6]。多糖硫酸化常用的方法有浓硫酸法、氯磺酸-吡啶法、三氧化硫-吡啶法、氯磺酸-N,N-二甲基甲酰胺法(DMF)、氨基磺酸-吡啶法、氨基磺酸-N,N-二甲基甲酰胺法等[7-12]。这些方法的原理可以简单的概括为:溶解或分散于一定溶剂体系中的多糖与相应的硫酸酯化试剂在一定的条件下反应,使得单糖残基上的某些羟基接上硫酸基团[12]。研究表明,硫酸化修饰后可以改变多糖的抗氧化[13-15]、免疫[16]、抗病毒[17-19]、抗肿瘤[20-21]等生物活性,但只有适度的硫酸化才能得到生物活性较强的硫酸化多糖[22-23]。氨基磺酸-N,N-二甲基甲酰胺法与其他方法相比,具有原料廉价,反应条件温和,操作简单的特点[12],所以本实验采用此方法修饰肠浒苔多糖结构,并比较了肠浒苔多糖硫酸化后取代度大小对其抗氧化活性的影响,探究其变化规律,为肠浒苔多糖的开发利用提供实验依据。

1 材料和方法

1.1 材料与仪器

本实验材料肠浒苔(Enteromorphaintestinalis)采于中国浙江杭州湾。

氨基磺酸、硫酸钾 天津博迪化工股份有限公司;无水乙醇、氯化铁、三氯乙酸、N,N-二甲基甲酰胺(DMF) 西陇化工股份有限公司;2-脱氧-D-核糖 上海蓝季生物;DPPH 东京化成工业株式会社;K3Fe(CN)6广东兴华化学厂有限公司;邻苯三酚 天津市光复精细化工研究所;硫代巴比妥酸 国药集团化学试剂有限公司;明胶 Sigma公司,分析试剂均为分析纯。

EL303型电子天平 梅特勒-托利多仪器(上海)有限公司;旋转蒸发器RE-52A 上海亚荣生化仪器厂;UV760CRT型紫外可见分光光度计 上海傲谱分析仪器有限公司;DL-5-B型离心机 上海安亭科学仪器厂;XH-300A祥鹄电脑微波超声波组合合成/萃取仪 北京祥鹄科技发展有限公司;FD-1B-50型冷冻干燥机 北京博医康实验仪器有限公司;RET basic(安全控制型)加热磁力搅拌器 德国IKA公司;傅里叶红外光谱分析仪Nicolet iS 10,美国Thermo Fisher公司。

1.2 实验方法

1.2.1 肠浒苔多糖提取 取肠浒苔样品,按液料比1∶30加入去离子水,在功率500 W,浸提时间15 min,浸提温度90 ℃的提取条件下微波提取2次。提取液离心,得到上清液。将上清液浓缩,加无水乙醇醇沉,然后离心,取沉淀,冷冻干燥,得肠浒苔粗多糖(Enteromorphaintestinalispolysaccharides,EIP)[24]。

1.2.2 硫酸化肠浒苔多糖的制备 肠浒苔多糖硫酸化参照刘昱均[12]等的报道采用氨基磺酸-N,N-二甲基甲酰胺法并稍作调整。量取50 mL N,N-二甲基甲酰胺于三颈瓶中,加入100 mg肠浒苔多糖样品,于KQ-500型超声波清洗器在功率100 W,室温的条件下超声震荡至多糖溶解。用恒温磁力搅拌器搅拌升温到80 ℃后,加入2.5 g氨基磺酸,升温至100 ℃,在100 ℃条件下搅拌反应1 h。反应结束后,向瓶内加入冰水终止反应,调pH7,对流水透析3 d,蒸馏水透析1 d,冻干得硫酸化后肠浒苔多糖(Enteromorphaintestinalispolysaccharides A,EIPA)。

1.2.3 红外光谱分析 分别称取2 mg 对EIP和EIPA加入150 mg干燥的KBr于玛瑙研钵中,在白炽灯下干燥研磨均匀,压片成均匀透明、无明显颗粒,于傅里叶红外光谱分析仪Nicolet iS 10(光谱分辨率优于0.4 cm-1)进行红外光谱分析,测定范围为4000～400 cm-1。

1.2.4 EIP硫酸化单因素实验 以取代度(DS)为考察指标,选取硫酸化温度(A)、硫酸化时间(B)、DMF用量(C)、氨基磺酸用量(D)进行单因素实验。实验均重复3次。

硫酸化温度(A):设定EIP 100 mg,氨基磺酸0.5 g,DMF 50 mL,硫酸化温度为60、70、80、90、100 ℃,反应1 h。

硫酸化时间(B):设定EIP 100 mg,氨基磺酸0.5 g,DMF 50 mL,硫酸化温度为100 ℃,硫酸化时间为1、2、3、4、5 h。

DMF用量(C):设定EIP 100 mg,氨基磺酸0.5 g,硫酸化温度为100 ℃,DMF用量为20、30、40、50、60 mL,反应1 h。

氨基磺酸用量(D):设定EIP 100 mg,DMF 50 mL,硫酸化温度为100 ℃,氨基磺酸用量为0.5、1.0、1.5、2.0、2.5 g,反应1 h。

1.2.5 肠浒苔多糖硫酸根含量测定 肠浒苔多糖中硫酸根的含量采用BaCl2-明胶比浊法[25]测定。

1.2.5.1 标准曲线的制备 制备0.1 mg/mL K2SO4标准液;分别取0.0,0.2,0.4,0.6,1.2,1.6 mL(每管做3个平行)。加去离子水补到1.6 mL,加三氯乙酸(8%水溶液)1.4 mL,BaCl2明胶溶液1.4 mL,混合,静置15 min。360 nm波长测吸光度,三组平行管取平均值,以硫酸钾质量为横坐标,吸光度平均值为纵坐标绘制标准曲线。

1.2.5.2 样品中硫酸根含量的测定 实验组:称取样品3 mg,放入带盖可密封的小瓶,加3 mL 1 mol/L HCl,100 ℃水解6 h,内容物50 ℃蒸干(用蒸发皿,无水乙醇促挥发),用2 mL去离子水溶解。取水解液0.4 mL加蒸馏水补到1.6 mL,加三氯乙酸(8%水溶液)1.4 mL,BaCl2明胶溶液1.4 mL,混合(同时做3组平行组),静置15 min。360 nm波长条件下测定吸光度值A1。

对照组:对照组操作同上,每个样品做一管,用1.4 mL的明胶溶液代替BaCl2明胶溶液。360 nm波长测定吸光度值A2。

所求吸光度A0=A1-A2,A1-A2目的是消除水解液中所含自外吸收物质的影响。由A0根据硫酸根标准曲线可计算出硫酸钾的质量。

1.2.6 EIPA硫酸化取代度的计算 取代度计算公式:DS=(1.62×S)/(32-1.02×S)[12]。其中,S-样品中硫的质量分数,(%)。

1.2.7 肠浒苔多糖的抗氧化活性测定 通过测定硫酸化肠浒苔多糖对DPPH自由基,羟基自由基,超氧阴离子的清除能力和还原能力来判断肠浒苔多糖的抗氧化活性[26-27]。本实验旨在比较不同取代度硫酸化肠浒苔多糖的抗氧化活性,选取取代度为0.43、0.56、0.61、0.72、0.81、0.90、0.95、1.00、1.14、1.42、1.53、1.66的硫酸化肠浒苔多糖进行抗氧化实验。将抗坏血酸(VC)粉末、硫酸化前肠浒苔多糖冻干样品EPI和硫酸化后不同取代度的肠浒苔多糖冻干样品EPIA分别用去离子水配制成0、0.016、0.08、0.4、2、10 mg/mL等6种不同浓度。

1.2.7.1 DPPH自由基清除能力测定 量取配制好的待测样品2.0 mL,加入2 mL 0.04 mg/mL DPPH溶液(无水乙醇做为溶剂),在室温下混匀后避光反应0.5 h,在波长517 nm处测定其吸光值Ai;同时测定无水乙醇(2.0 mL)和DPPH(2.0 mL)混合液的吸光值Ac,无水乙醇(2.0 mL)和待测样品(2.0 mL)混合液的吸光值Aj。则DPPH自由基清除率计算公式:K(%)=[1-(Ai-Aj)/Ac]×100

1.2.7.2 还原性能力测定 量取配制好的待测样品0.5 mL于试管,依次加入0.5 mL的1% K3Fe(CN)6溶液与0.5 mL PBS溶液(0.2 mol/L,pH6.7),于50 ℃水浴反应20 min后立即冷却,依次加入0.5 mL 10% TCA溶液,0.5 mL 0.1% FeCl3溶液和2.0 mL去离子水,充分摇匀,静置10 min,在波长700 nm下摇匀测定其吸光度值A,以抗坏血酸作为阳性对照。

1.2.7.3 羟基自由基清除能力测定 取0.2 mL的FeSO4-EDTA混合液(10 mmol/L)于带塞试管中,加入0.2 mL的α-脱氧核糖溶液(20 mmol/L),然后再加入0.2 mL配制好的待测样品,并用磷酸缓冲液(pH7.4)定容至1.8 mL,然后加入0.2 mL的H2O2(10 mmol/L),40 ℃恒温水浴1 h,加入1 mL 2.8%的三氯乙酸终止反应,再加入1 mL 1%硫代巴比妥酸,混匀之后于沸水浴中加热10 min,冷却后于532 nm处测光吸收值As。以去离子水为阴性对照,测定吸光值A0,抗坏血酸为阳性对照,测定吸光值Ac。则样品的自由基清除能力(Scavenging Activity,SA)可表示为:SA(%)=[1-(As-A0)/(Ac-A0)]×100

1.2.7.4 超氧阴离子清除能力测定 精确量取4.5 mL Tris-HCl溶液(50 mmol/L,pH8.2)于试管,在25 ℃温水中预热20 min,之后依次加入同样预热条件下预热的邻苯三酚溶液(25 mmol/L)0.3 mL和配制好的待测样品0.2 mL,并迅速混匀倒入比色皿,波长319 nm处测定吸光度At,每30 s测一次,测定8次。以去离子水作为空白对照,同样操作条件下测定并计算出邻苯三酚自氧化速率V0。以At为纵坐标,时间为横坐标作图,计算斜率Vt。超氧阴离子自由基清除率计算公式:Y(%)=(1-Vt/V0)×100

2 结果与分析

2.1 EIP和EIPA红外光谱分析

将EIP和EIPA进行红外表征,测定红外光谱波长范围为400～4000 cm-1,结果见图1。

图1 浒苔多糖红外光谱Fig.1 IR spectrum of E. intestinalis polysaccharides

2.2 硫酸化单因素实验

采用BaCl2-明胶比浊法测定肠浒苔多糖中硫酸根含量,以硫酸根含量为横坐标,吸光度值为纵坐标绘制标准曲线,获得标准曲线方程为y=2.2287x+0.0043,R2=0.9993。

采用氨基磺酸-N,N-二甲基甲酰胺法按照单因素实验设计硫酸化EIP,通过设计单因素实验改变硫酸化条件以获得不同取代度的硫酸化肠浒苔多糖。由硫酸根标准曲线计算出EIPA的硫酸根含量以及取代度,以影响因素为横坐标,取代度(DS)为纵坐标,结果如图2所示。

由图2可知,温度在80 ℃时EIPA的取代度最高,达1.66。这说明硫酸化的最适温度为80 ℃,温度过低不利于肠浒苔多糖硫酸化,温度过高可能会破坏糖链自身的结构[29]。图中显示硫酸化时间越长取代度越高,DMF用量越多取代度越低,可能是由于DMF用量少肠浒苔多糖分散密集,酸度适宜,使得取代度较高[30]。氨基磺酸的用量在2.0 g时的取代度最高,说明氨基磺酸用量太少,可能达不到反应所需的酸性环境,但酸性过酸是会引起肠浒苔多糖的降解[12]。分析实验结果,硫酸化100 mg肠浒苔多糖在温度80 ℃左右,加入20～40 mL DMF,2.0 g左右氨基磺酸,磁力搅拌反应4～5 h所得硫酸化肠浒苔多糖取代度比较高。

2.3 肠浒苔多糖的抗氧化活性测定

2.3.1 DPPH自由基清除能力 不同取代度的硫酸化肠浒苔多糖对DPPH自由基的清除率结果见表1。

图2 不同因素对取代度的影响Fig.2 Effects of different factors on the DS

表1 不同取代度的硫酸化肠浒苔多糖对DPPH自由基的清除率(%)

Table 1 Scavenging rate of different DS of sulfated polysaccharides fromE.intestinalison DPPH free radicals(%)

取代度质量浓度(mg/mL)000160080421016601661±0102222±0253731±0565654±0616437±05815301399±0101195±0223266±0455046±0056137±05014201338±0512013±0923097±0935212±0536171±02111401314±0361971±0043160±0515827±0106587±02610001317±0501422±0282718±0425997±0396880±01109501141±0221930±0513674±0486359±0387288±01309001159±0381141±0692476±0865884±0176763±03808101120±0151365±0072527±0555824±0126559±0280720908±0641204±0102333±0685627±0426467±04606101019±0701705±0873486±0315134±0036144±0300560887±0621861±0442261±0564023±0374937±0640430738±0121120±0152300±0484052±0115648±044VC04173±0314483±0665499±0937984±0328987±045EIP0755±0162047±0343041±0574555±0294937±017

分析实验结果可知,EIPA对DPPH自由基的清除随着浓度的增大而增大,但在浓度大于2.0 mg/mL后其清除DPPH自由基的能力变化趋于平缓,相比于抗坏血酸VC,EIPA的清除能力略低。但硫酸化后,EIPA对DPPH自由基的清除效果比EIP明显提高,并且随着取代度的增加,EIPA对DPPH自由基的清除能力呈增大趋势,质量浓度为2、10 mg/mL取代度为0.95时,对DPPH自由基的清除效果最好,当取代度大于0.95时,EIPA对DPPH自由基的清除能力有所下降。

2.3.2 还原能力测定结果 不同取代度的硫酸化肠浒苔多糖的还原能力结果见表2。

表2 不同取代度的硫酸化肠浒苔多糖的还原能力

Table 2 The reducing power of different DS of sulfated polysaccharides fromE.intestinalis

取代度质量浓度(mg/mL)0001600804210166000086±0001200698±0003201288±0007402744±0001008301±00055153000066±0000700565±0001100997±0002002556±0009103517±00056142000213±0006500613±0002701372±0003203858±0001008486±00144114000279±0003800621±0002101116±0007103951±0005409747±00066100000169±0005201330±0003803858±0003406670±0010113821±00097095000147±0000701175±0008802859±0005606345±0009915147±00123090000122±0003401203±0002002843±0005906479±0007711088±00049081000102±0002901028±0004402170±0002303691±0005209335±00103072000160±0001801176±0006702264±0009904096±0014107031±00028061000164±0001000891±0004301219±0001903413±0005606524±00078056000109±0001000382±0002301014±0000902039±0007805454±00034043000107±0001000335±0000900927±0003902126±0005403390±00050VC002968±0006106889±0005624828±0004426403±0006027103±00089EIP000055±0001500416±0000601225±0003402033±0005503592±00052

表3 不同取代度的硫酸化肠浒苔多糖对羟基自由基的清除率(%)

Table 3 Scavenging rate of different DS of sulfated polysaccharides fromE.intestinalison hydroxyl free radicals(%)

取代度质量浓度(mg/mL)00016008042101660889±0641294±0113095±0714100±0784299±0101530551±038749±0331055±0073478±0133785±0231420636±014709±54818±0272891±0253167±0121140751±010758±043820±0043280±0893488±0561000864±0321190±0312155±0514278±0254785±0580950864±0101210±0312757±0144967±0585495±0790900676±021990±0241155±0103978±0504685±0330810676±012790±0401155±0183148±0234922±0620720614±007690±077955±0163378±0493385±0430610789±0461146±0382580±0434158±0674458±0920560363±005900±641355±0462778±0783050±0450430676±052290±571346±0522078±0112685±067VC05178±0786278±0567735±0549279±0879530±091EIP0301±003812±0311873±0383035±0103877±044

表4 不同取代度的硫酸化肠浒苔多糖对超氧阴离子的清除率(%)

Table 4 Scavenging rate of different DS of sulfated polysaccharides fromE.intestinalison superoxide anion(%)

取代度质量浓度(mg/mL)000160080421016601518±0232046±0342473±0442930±0473372±01815301990±0602047±0132193±0492663±0233260±05414201089±0471176±0151421±0672279±0182663±01311402030±0252379±0062496±0112936±0223658±04810002106±0112187±0482663±0142931±0193754±02409503037±0103267±0583522±0274013±0734536±04209002172±0562184±0032285±0322656±0223670±02908102006±0112116±0502192±0352301±0333754±01207201833±0092006±0462598±0082826±0243479±01006101028±0141076±0541248±0241761±0542616±04305601218±0031821±0462053±0052252±0262652±01404302188±0052256±0552294±0412507±0342574±067VC01808±0561965±0423153±0888821±0789947±050EIP0966±0051149±0361149±0072415±0292480±032

EIPA的还原能力与其吸光度值呈正相关,吸光度值越大其还原能力就越强。因此通过比较吸光度值的大小,可以反映出多糖的抗氧化活性大小。EIPA有一定的还原能力,而且在浓度范围内,还原能力随着其浓度的增大而增大。但与VC相比,EIPA的还原能力较低,但硫酸化后,EIPA的还原能力比EIP明显增强,并且随着取代度的增加,EIPA的还原能力增大,但当取代度大于某个值时(如质量浓度为10 mg/mL组,取代度大于0.95时),EIPA的还原能力也有所降低。

2.3.3 羟基自由基清除能力测定结果 硫酸化后浒苔多糖的羟基自由基清除率结果如表3所示。

分析实验结果,EIPA对羟基自由基的清除呈线性增长,但在浓度大于2.0 mg/mL时后其清除羟基自由基的能力增长趋于平缓,硫酸化后多糖EIPA对羟基自由基的清除率适当浓度的适当取代度下(如质量浓度为10 mg/mL,取代度为0.95时)能达到抗坏血酸VC(清除率90%以上)的50%以上,相比于硫酸化前,其清除羟基自由基的能力有所提高。虽然EIPA对羟基自由基的清除效果比EIP有所提高,但提高幅度没有对DPPH自由基的清除效果和还原能力大,随着取代度的增加,EIPA对羟基自由基的清除能力增大,但不是取代度越大越好,取代度在0.95左右时,质量浓度为2、10 mg/mL EIPA对羟基自由基的清除效果较好,达50%左右。

2.3.4 超氧阴离子清除能力测定结果 不同取代度的硫酸化后浒苔多糖对超氧阴离子的清除率,结果如表4所示。

分析实验结果可知,EIPA有一定的清除超氧阴离子的能力,并且清除超氧阴离子的能力随着浓度的增大而增大,但在浓度达到2.0 mg/mL时其清除超氧阴离子的能力增长趋于平缓,清除率达40%左右。EIPA对超氧阴离子的清除效果比EIP有所提高,并且随着取代度的增加,EIPA对超氧阴离子的清除能力增大,但当取代度大于0.95时,EIPA对超氧阴离子的清除能力有所下降。取代度在0.8～1.2范围内,肠浒苔多糖的抗氧化性较强。

3 结论与讨论

通过氨基磺酸-N,N-二甲基甲酰胺法对肠浒苔多糖进行结构修饰,能增加其硫酸根的数量,改变其糖链的结构。硫酸化过程受到硫酸化温度、硫酸化时间、DMF用量、氨基磺酸用量等的影响,从而影响肠浒苔多糖硫酸根增加的量,即取代度大小。其中,温度过高,氨基酸用量过多都会使取代度降低。这可能是由于高温会破坏多糖的结构[28],氨基磺酸用量过多使得反应环境过酸,肠浒苔多糖容易降解[12]。DMF用量多少直接影响肠浒苔多糖的分散和整个反应环境的酸碱度;增长时间有利于硫酸化反应,但这会使得生产成本增加,降低经济效益。肠浒苔多糖硫酸化在温度80 ℃左右,DMF用量范围20～40 mL,氨基磺酸用量2.0 g左右,4～5 h的反应条件所得硫酸化肠浒苔多糖取代度比较高。

硫酸化修饰后肠浒苔多糖对于DPPH自由基、羟基自由基、超氧阴离子的清除能力和还原能力均能增强。这与Wang[14]等用氯磺酸法硫酸化修饰白沙蒿多糖并研究其抗氧化活性的实验结果一致。在本实验中,尤其是肠浒苔多糖对DPPH自由基的清除效果和还原能力的增幅比较大,质量浓度为2 mg/mL DPPH自由基的清除效果由原来的45.55%增加到了63.59%(取代度0.95),质量浓度为2 mg/mL的EIPA还原能力吸光值由0.3592增长到1.5147(取代度0.95),增强效果明显。随着取代度增大,肠浒苔多糖的抗氧化性先增强后减小,取代度在0.8～1.2范围内,肠浒苔多糖的抗氧化活性较强。此取代度范围对应的肠浒苔多糖硫酸化条件为60～70 ℃左右,DMF用量范围20～40 mL,氨基磺酸用量1.0～1.5 g左右,反应4～5 h。这说明取代度并不是越大越好。适度的硫酸化修饰才是提高肠浒苔多糖抗氧化活性的有效方式。至于取代度过大为何会导致其抗氧化活性下降,其原因尚不得知,需要进一步分析其结构,研究其抗氧化机理才能最终确定。

[1]Jiao L L,Li X,Li T B,et al. Characterization and anti-tumor activity of alkali-extracted polysaccharide fromEnteromorphaintestinalis[J]. International Immunopharmacology,2009,9(3):324-329.

[2]盘赛昆,朱强,王淑军,等. 条浒苔多糖的酶法辅助提取及其抗氧化性[J]. 水产科学,2013,32(4):187-191.

[3]Kim J K,Cho M L,Karnjanapratum S,et al.Invitroandinvivoimmunomodulatory activity of sulfated polysaccharides fromEnteromorphaprolifera[J]. International Journal of Biological Macromolecules,2011,49(5):1051-1058.

[4]孙士红. 碱提浒苔多糖降血脂作用研究[J]. 中国现代药物应用,2010,4(15):118-119.

[5]Wang X M,Zhang Z S,Yao Z Y,et al. Sulfation,anticoagulant and antioxidant activities of polysaccharide from green algaeEnteromorphalinza[J]. International Journal of Biological Macromolecules,2013,58:225-230.

[6]刘彩芬,刘欣,赵红红. 多糖结构修饰方法的研究进展[J]. 饲料广角,2014(18):26-28.

[7]王新宇,迟祥,石亮,等. 2种方法制备硫酸化小刺猴头菌多糖[J]. 吉林农业大学学报,2013,35(6):704-707.

[8]阚国仕,韩璐,陈红漫,等. 硫酸酯化胡萝卜多糖工艺及其抗氧化活性的研究[J]. 食品与发酵工业,2014,40(5):147-151.

[9]Serebrennikova E S,Iozep A A. Sulfation of alginic acid with chlorosulfonic acid in the formamide-1,2-dichloroethane medium[J]. Russian Journal of General Chemistry,2012,82(2):335-337.

[10]杨阳,陈雪峰,李蕊岑. 苹果挤压改性水溶性膳食纤维硫酸酯化的修饰[J]. 食品与发酵工业,2014,40(1):61-64.

[11]白冶宇,钱建亚. 氨基磺酸法制备硫酸化大麦多糖[J]. 食品科技,2015,40(3):203-208.

[12]刘昱均. 发酵灵芝多糖的硫酸酯化及其生物活性的研究[D]. 无锡:江南大学,2013.

[13]Zhang Y L,Lu X Y,Fu Z B,et al. Sulphated modification of a polysaccharide obtained from fresh persimmon(DiospyroskakiL.)fruit and antioxidant activities of the sulphated derivatives[J]. Food Chemistry,2011,127(3):1084-1090.

[14]Wang J L,Guo H Y,Zhang J,et al. Sulfated modification,characterization and structure-antioxidant relationships ofArtemisiasphaerocephalapolysaccharides[J]. Carbohydrate Polymers,2010,81(4):897-905.

[15]王文侠,王龙燕,宋春丽,等. 豆渣多糖硫酸酯化工艺条件优化及其抗氧化活性[J]. 食品与发酵工业,2013,39(1):103-107.

[16]Zhang Y L,Lu X Y,Zhang Y N,et al. Sulfated modification and immunomodulatory activity of water-soluble polysaccharides derived from fresh Chinese persimmon fruit[J]. International Journal of Biological Macromolecules,2010,46(1):67-71.

[17]Liu C M,Chen H J,Chen K,et al. Sulfated modification can enhance antiviral activities ofAchyranthesbidentatapolysaccharide against porcine reproductive and respiratory syndrome virus(PRRSV)invitro[J]. International Journal of Biological Macromolecules,2013,52:21-24.

[18]Yang T H,Jia M,Zhou S Y,et al. Antivirus and immune enhancement activities of sulfated polysaccharide fromAngelicasinensis[J]. International Journal of Biological Macromolecules,2012,50(3):768-772.

[19]Zhao X N,Hu Y L,Wang D Y,et al. Optimization of sulfated modification conditions of tremella polysaccharide and effects of modifiers on cellular infectivity of NDV[J]. International Journal of Biological Macromolecules,2011,49(1):44-49.

[20]Wei D F,Wei Y X,Cheng W D,et al. Sulfated modification,characterization and antitumor activities ofRadixhedysaripolysaccharide[J]. International Journal of Biological Macromolecules,2012,51(4):471-476.

[21]Chen S G,Wang J F,Xue C H,et al. Sulfation of a squid ink polysaccharide and its inhibitory effect on tumor cell metastasis[J]. Carbohydrate Polymers,2010,81(3):560-566.

[22]Liu X X,Wan Z J,Shi L,et al. Preparation and antiherpetic activities of chemically modified polysaccharides fromPolygonatumcyrtonemaHua[J]. Carbohydrate Polymers,2011,83(2):737-742.

[23]Cheng J J,Chao C H,Chang P C,et al. Studies on anti-inflammatory activity of sulfated polysaccharides from cultivatedfungi Antrodia cinnamomea[J]. Food Hydrocolloids,2016,53:37-45.

[24]徐银峰,王斌,苏传玲,等. 浒苔多糖的微波辅助提取工艺及抗氧化活性研究[J]. 浙江海洋学院学报(自然科学版),2011,30(3):211-216.

[25]陈乾,马天翔,郭宏举,等. 硫酸钡-比浊法测定褐藻糖胶中硫酸根的含量[J]. 药学实践杂志,2012,30(2):118-120.

[26]谢建华. 青钱柳多糖的分子修饰及其生物活性研究[D]. 南昌:南昌大学,2014.

[27]石学连,张晶晶,王晶,等. 浒苔多糖的分级纯化及体外抗氧化活性研究[J]. 中国海洋药物,2009,28(3):44-49.

[28]张惟杰. 糖复合物生化研究技术(第二版)[M]. 浙江:浙江大学出版社,1999.

[29]王顺春,方积年. 香菇多糖硫酸化衍生物的制备及其结构分析[J]. 生物化学与生物物理学报,1999,31(5):594-597.

[30]Mihai D,Mocanu G,Carpov A. Chemical reactions on polysaccharides I. Pullulan sulfation[J]. European Polymer Journal,2001,37(3):541-546.

Antioxidant activity of sulfated polysaccharides with different substituting degrees fromEnteromorphaintestinalis

LIU Yu-feng,JIA Shu-ying,LIU Fei-fei,HAO Zai-bin,LI Xia*

(Guangxi Colleges and Universities Key Laboratory of Food Safety and Detection,College of Chemistry and Bioengineering,Guilin University of Technology,Guilin 541004,China)

Enteromorpha intestinalispolysaccharidesweremodifiedbysulfamicacid-N,N-dimethylformamidemethodtopreparedifferentsubstitutiondegree(DS).AndtherelationshipbetweenDSanditsantioxidantactivitywasevaluatedbydeterminingthescavengingabilityofDPPHradical,hydroxylfadical,superoxideanionradicalandreducingpower.TheresultsindicatedthattheDSwasaffectedbysulfatedtemperature,sulfatedtime,dosageofDMFanddosageofsulfamicacid.Thedosageofsulfamicacidwasthemostsignificantfactor.TheantioxidantactivityofE. intestinalispolysaccharideswasincreasedatfirstandthendecreasedwiththeincreasingofDS,andE. intestinalispolysaccharidesshowedgoodantioxidantactivitywhentheDSwasintherangeof0.8～1.2.ItsuggestedthatmoderatesulfatedmodificationwasthemosteffectivemethodtoimprovetheantioxidantactivityofE. intestinalispolysaccharides.

Enteromorpha intestinalispolysaccharides;substitutingdegrees;antioxidantactivity

2015-10-30

刘玉凤(1990-)，女，硕士研究生，研究方向：天然产物的结构和生物活性，E-mail：liuyufengdyx@163.com。

*通讯作者:李霞(1981-)，女，博士，副教授，研究方向：生物大分子的结构和生物活性研究，E-mail：biology754@163.com。

国家自然科学基金(31200269)；广西自然科学基金项目(2014GXNSFBA118134)；广西壮药产业化工程院科研项目(2014GXZYCYH03)；桂林理工大学博士科研启动资金项目资助。

TS201

A

1002-0306(2016)19-0142-06

10.13386/j.issn1002-0306.2016.19.019