天然I型胶原生物膜材料的最新研究进展

琚海燕，但卫华，刘秀英

（1. 武汉纺织大学 化学与化工学院，湖北 武汉 430200；2. 四川大学 制革清洁技术国家工程实验室，四川 成都 610065）

天然I型胶原生物膜材料的最新研究进展

琚海燕1，但卫华2，刘秀英1

（1. 武汉纺织大学 化学与化工学院，湖北 武汉 430200；2. 四川大学 制革清洁技术国家工程实验室，四川 成都 610065）

天然I型胶原具有极低的免疫原性、优良的生物学性能及可再生特性，可与众多天然或合成高分子进行物理化学改性，开发出各种安全的、可生物降解的、多形态的功能性生物材料。本文重点阐述天然I型胶原的结构模型、生物学特性及其膜材料的最新研究与发展方向，为I型胶原膜材料的深度研发和高值利用提供重要的理论支持。

天然I型胶原；结构模型；生物膜；组织工程

自然界动物体中约有 500 亿吨以上的胶原[1]，而I型胶原约占总胶原量的 90%以上，含量极为丰富。I型胶原拥有极低的免疫原性、天然组织亲和力[2]，及良好的生物相容性、可生物降解性、止血性和诱导细胞的增殖的生物活性功能，已成为自然界中重要的、可植入或移植的、应用最广的动物生物质资源，在生物医用、整形美容、食品保健及组织工程领域中具有巨大的开发前景[3]。

实际应用中，天然I型胶原可能被加工成各种形态的生物医用材料，如薄膜、海绵、管状、凝胶及粉末等。目前，国内外专家学者对I型胶原的研究已做了大量的工作，已开发出一些如人工角膜、敷料、血液透析膜、人造血管、人工皮肤、组织填充物、缝合线、止血剂等生物医用产品[4-6]。其中，天然I型胶原膜的研发已占据了I型胶原生物医用产品的半边天，主要应用于创伤修复[7,8]、口腔修复[9]、美容矫形[10]、组织工程支架[11]及功能止血[12]等生物医用领域，市场开发潜力巨大，其高效转化与高值利用的前景十分诱人。本文从天然I型胶原膜材料的功能与应用出发，介绍天然I型胶原的结构模型、生物学特性及其膜材料的最新研究现状，并对其未来的发展提出新的展望。

1　天然I型胶原的结构

图1　I型胶原机体内生物合成示意图

天然I型胶原作为一类重要的结构蛋白，约占机体总蛋白质含量的30%以上，赋予了结缔组织一定的力学性能，具有支撑、保护器官的功能[13-14]。目前，研究者将I型胶原的化学结构确定为四级。I型胶原的一级结构是氨基酸组成及其序列的排布，Hyp与Hyl是特征氨基酸，不含色氨酸，决定了其在营养上为不完全蛋白[15]。其二级结构为其左手α螺旋结构，侧链上的氨基酸残基均指向外部，螺旋链内形成的氢键使得胶原多肽链的螺旋结构保持稳定。I型胶原的三级结构为肽链之间依靠次级键的作用，卷曲、折叠构成具有特定三股螺旋结构的胶原分子，螺旋的稳定性源于多肽链间氢键、氨基酸残基侧链的极性基团产生的离子键、氢键、范德华力等次级键、胶原分子内与分子间交联作用如醇醛缩合交联、醛胺缩合交联和醛醇组氨酸交联[16]共同作用所致。I型胶原的四级结构为胶原分子侧向聚集、轴向延伸，并以一定间距、呈纵向对称交错排列，通过分子间或分子内的交联形成胶原纤维聚集态结构，进一步聚集成束以形成机体组织（如图1）。目前，I型胶原纤维在机体内超分子聚集态结构都是胶原科研工作者的研究热点和难点。

2　天然I型胶原生物学特性

2.1 诱导细胞生长、增殖与分化

天然I型胶原由机体成纤维细胞通过体内生物合成的方式产生，为细胞外基质的主要成分，与其他成分以特定的形式排列融合、形成网状结构，为细胞的增殖生长提供良好的微环境。文献表明[17]，I型胶原能很好的粘附成纤维细胞，成纤维细胞在胶原表面可以三维铺展，并能较好地生长、增殖，胶原同时也能诱导上皮细胞、内皮细胞等的增殖、分化和移动。在生理和病理机制的调控下，I型胶原有机地参与细胞的迁移和代谢，从而使细胞更准确地发挥功能。

2.2 止血作用

天然I型胶原发达的四级结构是其凝血功能的基础。胶原在凝血过程中扮演着重要角色。首先，胶原与血液接触时，局部刺激血小板的黏附与聚集，而后激活凝血系统以产生凝血因子和凝血酶，最终促使原纤维蛋白转化形成稳定的纤维蛋白[18]。当血管壁受损破坏时，胶原暴露于血液中，并使其中的血小板迅速接触、粘附，发生凝聚作用，生成纤维蛋白，形成血栓进而阻止血液流动。在大多数情况下，特别是在一些病理情况下（如创面较大、创面较深、血小板数量或活性不足以及凝血功能障碍等），生理学的止血难以达到控制出血的目的，而此时适当补充外源性胶原，对局部止血有着明显的促进作用，从而达到满意的止血效果[13]。

2.3 可生物降解性

天然I型胶原的三股螺旋结构赋予其一定的结构稳定性，而胶原酶可在I型胶原N端3/4的位置处发生作用，被胶原酶切断的I型胶原片段进而被其他蛋白酶水解为多肽和氨基酸，代谢产物一部分可直接进入血液系统被机体吸收或代谢，一部分多肽链则可被细胞吞噬，在细胞内被蛋白酶进一步水解为氨基酸，为胶原的生物合成提供原料和营养[19]。但是，胶原的可生物降解性具有不明显的调控性。材料植入后，若降解速度过快，则新生器官或组织尚未长成，难以达到预期目的；若降解速度过慢，则影响新生组织的生长。因此，科学的降解调控机制已成为胶原研究的重要方向。

3　天然I型胶原生物膜的最新研究进展

天然I型胶原具有天然活性和优异的生物学性能，国内外已成功地将其应用于食品领域、美容整型领域、生物医用领域，I型胶原膜的研究、开发与应用已占据胶原产品的半壁江山[20]。

3.1 食品领域

天然I型胶原作为细胞外主要的结构蛋白质，富含人体多种必需氨基酸，其中脯氨酸和羟脯氨酸的含量明显高于其他的蛋白质，且独有的羟基赖氨酸也决定了其营养功能，而不含色氨酸、胱氨酸在一定程度上却限制了胶原产品在食品领域的应用。目前，胶原膜在食品行业中主要以可食用的包装膜的形式为主，如香肠与冻肉的肠衣、药用胶囊、食品保鲜膜、高级包装袋等。然而，胶原膜的吸收溶胀、过分的透水汽使其作为食品膜表现一定的应用缺陷，如吸水后的胶原膜透明度降低，含有一定量水分的胶原膜又为微生物提供合适的生长条件。因此，I型胶原膜用于食品加工领域，应对亲水性能、力学性能进行相应的改善研究。

3.2 整型美容领域

I型胶原分布于皮肤的真皮层，为维持皮肤的弹性及韧性起支撑作用。随着生理年龄的增长，机体内I型胶原的作用方式由可逆性转为不可逆性，胶原聚集态结构缠绕更加紧密，超分子间的间距缩小，最终导致了胶原与弹性蛋白间的作用力降低，且分泌的成纤维细胞的活性及能力大大降低[21]，肉眼体现在皮肤的弹力网断裂、力学性能下降，皮肤组织塌陷、干燥、粗糙、松弛、皱纹、毛孔粗大、暗斑、色斑等衰老现象。I型胶原膜具有良好的亲肤性、亲水性，I型胶原的引入有利于机体成纤维细胞的存活和生长，具有优良的吸湿、保湿功能，常用于皱纹及瘢痕修复、面部轮廓矫正、护肤化妆品等[22]。胶原膜在整型美容领域的应用还体现于高级面膜，I型胶原面膜可锁住大量的水分，让皮肤保持湿润、水嫩，平皱紧肤、祛斑亮肤、祛黑眼圈等功能，在整形美容高端市场占有率巨大。

图2　生物质体表创伤修复膜的相关检测图

3.3 生物医学领域

3.3.1 高级生物敷料

天然I型胶原膜可吸收大量的组织渗出液，平稳地附着在湿润创面，并维持一定湿度，可防止机械伤害和二次细菌感染，对治疗重度烧伤特别有效，可作为各种类型创伤敷料，如褥疮、腿部溃疡等。Pins 等[23]人分别采取热交联与碳化二亚胺交联的方式，对自组装的胶原膜进行改性处理，并考察了改性胶原膜的结构与力学强度变化、细胞相容性与抵御酶降解能力。Yahyouche等[24]亦采用不同改性方式对胶原膜进行处理，并将巨噬细胞引入了培养体系，获得改性后胶原膜的力学性能和耐降解性大幅提升。Omer等[25]将胶原与丝胶共混制成膜，并对复合膜的理化性能及生物学性能进行了评价，发现胶原膜性能改善显著。图2表明[26]，将胶原、壳聚糖与PVA有机复合，得到体表创伤修复膜，有防止术后粘连、止血、促进伤口愈合和诱导皮肤再生的作用。天然I型胶原作为理想生物敷料的基材，符合最为权威的“湿润伤口愈合”理论，已迅猛地发展成为被临床广泛接受并使用的创伤敷料[27]。

图3　PCL-胶原微纳纤维膜在血管支架中的应用图

3.3.2 组织工程支架

天然I型胶原膜被用于组织工程支架，其天然生物活性毋庸置疑，但胶原膜干燥后延伸性低、力学性能差、降解过快且热稳定性也较低，在外界环境作用下易发生断裂、降解或变性。医用胶原膜材料与人体接触过程中，受到人体电解质和酶等的作用，降解速度过快，难以与组织生长相匹配。如何解决上述问题是目前胶原膜作为组织工程支架材料的研究热点及难点。近年来，研究者不遗余力地将化学修饰或物理复合的I型胶原膜制备成组织支架，在血管组织工程、人工皮肤、人工心脏瓣膜、人工神经导管、硬脑膜等方面得到了广泛应用。胶原膜最早就被应用于人工皮肤的构建，研究者将组织细胞种植在胶原膜支架上，复合材料经培育后直接移植使用。Elaine等[28]将异体纤维蛋白、胶原和糖胺多糖复合流延成膜，再将上皮细胞接种在复合膜表面，应用于裸鼠创面修复且获得了良好的成果研究报道[29]，Ι型胶原海绵的止血时间、止血效果及伤口粘附的效果最优，且在体内降解吸收，被认为是一种较理想的创伤止血敷料。

血管组织工程方面胶原膜的应用热点在于应用静电纺丝技术，制备孔径可控的微纳膜。Tillman等[30]将牛皮胶原与PCL按比例溶于六氟异丙醇溶液，采用静电纺丝制备微纳胶原膜，并采用戊二醛改性，最终制得一种人工血管支架，如图3所示，且此人工血管支架可粘附血管内皮细胞，促进内皮细胞的生长，植入动物体内1月后材料的基本结构无变形。Joel等[31]将 I型胶原、颈部韧带弹性蛋白及PDLGA共混后进行静电纺丝，制备得到血管移植支架，具有良好的生物相容性，植入体内无局部或全身毒性和免疫反应。James 等[32]制备了PCL微纳胶原膜，如图4所示，复合膜能促进神经节细胞的增殖、粘附和分化，与自身组织契合良好，创伤组织可在20周后恢复功能。应用静电纺丝技术制备的纤维膜性能优异，材料性能可控，但良溶剂的选择一直是难题，强质子溶剂如三氟乙酸、六氟异丙醇，溶解性能极佳、挥发性好，但对其结构有极大的破坏作用，50%以上的胶原可能降解为明胶[33]，导致胶原天然生物学性能降低，甚至不能抵挡水、血液、体液等对其结构的破坏，在一定程度上限制了材料的应用。因此，解决天然I型胶原的良溶剂问题至关重要。

图4　PCL-胶原微纳复合纤维神经导管图

天然I型胶原膜用作人工心脏瓣膜支架的研究也取得显著进展。Thomas等[34]制备了一种胶原-葡胺聚糖复合膜人工心脏瓣膜支架，如图5所示，在复合膜上种植间质细胞和内皮细胞，培育四周后直接植入动物体内，评价二尖瓣组织结构的新陈代谢和组织恢复情况，结果发现胶原基底膜表面形成了收缩的、类似心脏组织的二尖瓣结构的体外结构，免疫组织化学分析呈现增强的细胞外基质，且有弹性蛋白和层粘连蛋白的表达，证实了天然I型胶原膜用作人工心脏瓣膜的体外安全性。然而，目前天然I型胶原膜用于人工心脏瓣膜修复的上市产品仍不多见，其原因在于胶原膜的力学性能、降解性能及可加工性等达不到天然心脏瓣膜的各项功能指标。

4　结论

图5　胶原及胶原-葡胺聚糖复合膜在心脏瓣膜支架中的应用

中国科学院《高技术发展报告》指出，2015 年和2020年生物医用材料年销售额可分别达到370亿美元和1355亿美元，10年内我国有望成长为世界第二大生物医用材料市场。毋庸置疑，天然I型胶原具有优异的生物学性能与可再生资源优势，且在如此巨大的市场驱动下，天然I型胶原膜必将迎来巨大的经济效益和广阔的发展前景。然而，天然I型胶原膜还存在诸多性能缺陷，如力学强度低、降解过快、热稳定性差等严重的应用难题。因此，科研工作者应根据修复医学、组织工程学、仿生学、分子设计学等原理和方法，深入探索适当的化学修饰与物理复合改性方法，针对性地改善天然I型胶原的聚集态结构与性能，开发出各种新型功能性天然I型胶原生物复合膜材料，切实拓宽其作为生物材料的应用领域及实现其生物膜的工业化生产，不久的将来必将迎来天然I型胶原膜材料高效、高值转化的崭新曙光。

[1] C. D. Mu, M. X. Zhu, W. Lin. Extract collagen and study on collagen-based biomaterials[J]. The first session of the national chemical engineering and biological chemical engineering conference paper abstract sets (part II)，2004.

[2] Chen Xu, Li Guoying. Research on the compatibility and interaction of collagen/hyaluronic acid blend system[J]．Journal of Functional Materials, 2013, 44(8):1136-1140.

[3] Ju Haiyan, Liu Meng, Dan Weihua, et al. The rheological characteristics of the collagen fibril dispersions[J]．Journal of Functional Materials, 2014, 45(11)：1110-11114.

[4] Angele P, Abke J, Kujat R, et al. Influence of different collagen species on physico-chemical properties of crosslinked collagen matrices[J]．Biomaterials，2004, 25(14)：2831-2841.

[5] Charulatha V, Rajaram A. Influence of different crosslinking treatments on the physical properties of collagen membranes[J]．Biomaterials，2003, 24(5)：759-767.

[6] X.M. Wang, Q. Wang, ZH. J. Cheng，et al. Biomineralization of typeⅠcollagen promoted by an engineered non-collagen protein-derived peptide[J]．Chinese Journal of Materials Research，2011，25(3)：225．

[7] Akturk O, Tezcaner A, Bilgili H, et al. Evaluation of sericin/collagen membranes as prospective wound dressing biomaterial[J]．Journal of Bioscience and Bioengineering，2011, 112(3)：279-288.

[8] Helarya C, Isabelle Batailleb I, Abed A, et al. Concentrated collagen hydrogels as dermal substitutes[J]．Biomaterials，2010, 31：481-490.

[9] Sculean A, Nikolidakis D, Schwarz F. Regeneration of periodontal tissues: combinations of barrier membranes and grafting materials-biological foundation and preclinical evidence: a systematic review[J]．Journal of Clinical Periodontology，2008, 35：106.

[10] Hertegard S, Hallen L, Laurent C, et al. Cross-linked hyaluronan versus collagen for injection treatment of glottal insufficiency: 2-year follow-up[J]．Acta Otolaryngol，2004，124: 1208-1214.

[11] S. J. Lee，J. Liu，S. H. Oh，et al. Development of a composite vascular scaffolding system that withstands physiological vascular conditions[J]．Biomaterials，2008，29（19）：2891-2898.

[12] S. H. Baik, J.H. Kim, H.H. Cho, et al. Development and Analysis of a Collagen-Based Hemostatic Adhesive[J]．Journal of Surgical Research，2010, 164: 221-228.

[13] Q. SH. Gu，L. X. Jiang. Collagen and clinical medicine[M]．Shanghai: Shanghai Second Military Medical University Press，2003．52-56.

[14] Y. Hu，L. Liu，Z. P. Gu，et al. Modification of collagen with a natural derived cross-linker, alginate dialdehyde[J]．Carbohydrate Polymers，2014，102：324-332.

[15] M. Zhang，W. Liu，G. Li. Isolation and characterisation of collagens from the skin of largefin longbarbel catfish (mystus macropterus)[J]．Food Chemistry，2009，115(3)：826-831.

[16] H. Y. Zhan，ZH. Q. Li，Z.SH. Cai. Fiber Chemistry and Physics[M]．Peking: Chemistry Press, 2005．377-380.

[17] K. Y. Tang. Collagen physics and chemistry[M]．Beijing：Beijing Science Press，2012．150.

[18] ZH. Zhang, Y. L. Cong, ZH.G. Tu. Function of GPⅠa/Ⅱa in the platelet-collagen interactions[J]．Chinese Journal of Laboratory Medicine, 2006，29（5）：428-430.

[19] M. Y. Zhang, L.Liu, F. X. Cheng. Application and advance of collagen protein Film[J]．China Leather，2007，36(3)：39.

[20] R. G. Glogau. Fillers: from the past to the future[J]．Semin Cutan Med Surg，2012，31 (2)：78-87.

[21] P. J. Geutjes，J. A. van der Vliet，K. A. Faraj，et al. Preparation and characterization of injectable fibrillar type I collagen and evaluation for pseudoaneurysm treatment in a pig model[J]．J Vasc Surg，2010，52(5)：1330-1338.

[22] L.L. Yang, S. Y. Tang, J.G. Tian. Research status and progress of the new type of wound dressings[J]．Journal of Community Medicine，2008，6(14)：8-10.

[23] G.D. Pins, D.L. Christiansen, R. Patel. Influence of fibrillar alignment and decorin on mechanical properties[J]．Biophysical Journal，1997，73(4)：2164-2172.

[24] A. Yahyouche, X. Zhidao, J.T. Czernuszka, et al. Macrophage-mediated degradation of crosslinked collagen scaffolds[J]．Acta Biomater，2011，7(1)：278-286.

[25] O. Akturk, A. Tezcaner, H. Bilgili, et al. Evaluation of sericin/collagen membranes as prospective wound dressingbiomaterial[J]．Journal of Bioscience and Bioengineering，2011, 112(3)：279-288.

[26] K.J. Wang, R. Zeng, W. H. Dan, et al. Tissue-engineering skin scaffold material based on natural macromolecules[J]．Biomedical Engineering and Clinical Medicine，2009，13(2)：161-166.

[27] Elaine Quinlan, Sonia Partap, Maria M. Hypoxia-mimicking bioactive glass/collagen glycosaminoglycan composite scaffolds to enhance angiogenesis and bone repair[J]．Biomaterials, 2015, 52: 358-366.

[28] W.B. Gao, Y.R. Zhang, J. Zhang. Collagen/chitosan hemostatic dressings in surgical wounds[J]．Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2012，16(29)：5477-5480.

[29] B.W. Tillman, S.K. Yazdani, S.J. Lee, et al. The in vivo stability of electrospun polycaprolactone-collagen scaffolds in vascular reconstruction[J]．Biomaterials，2009，30：583-588.

[30] J. Stitzela, J. Liua, S.J. Leec, et al. Controlled Fabrication of a Biological Vascular Substitute[J]．Biomaterial，2006，27：1088-1094.

[31] S. J. Lee，J. Liu，S. H. Oh，et al. Development of a composite vascular scaffolding system that withstands physiological vascular conditions[J]．Biomaterials，2008，29（19）：2891-2898.

[32] D. I. Zeugolis，S. T. Khew，E. S. Yew，et al. Electro-spinning of pure collagen nano-fibers just an expensive way to make gelatin[J]．Biomaterials，2008，29（15）：2293-2305.

[33] T.C. Flanagan, B. Wilkins, A. Black, et al. A collagen-glycosaminoglycan co-culture model for heart valve tissue engineering applications[J]．Biomaterials，2006，27（10）：2233- 2246.

[34] D. Zhou, G. Wang, D. Zhao, et al. Preliminary study on collagenous film and PGLA applying to tissue engineering heart valve[J]．Modern Rehabilitation，2002，6(12)：1751-1752.

Progress in the Biological Membrane based on the Natural Type I Collagen

JU Hai-yan1，DAN Wei-hua2，LIU Xiu-ying1
(1. School of Chemical Engineering, Wuhan Textile University，Wuhan Hubei 430200，China; 2.National Engineering Laboratory for Clean Technology of Leather Manufacture，Sichuan University，Chengdu Sichuan 610065, China)

Natural type I collagen with extremely low immunogenicity, excellent biological properties and renewable characteristics can be modified by numerous natural and synthetic polymers, and was developed a variety of safe biodegradable functional biological membranes. In this paper, the structural model and biological characteristics of the natural type I collagen, the latest research and the development direction of its biological membranes were expounded respectively, which could provide important theoretical support for deep research and high value utilization of natural type I collagen membrane materials.

natural type I collagen; structure model; biological membrane; tissue engineering

O625.51

A

2095－414X(2016)03－0052－06

琚海燕（1982-），女，讲师，博士，研究方向：生物质材料研究及应用.

国家自然科学基金（51103110）；武汉纺织大学教研项目（151033003）.