建立急性肾功能衰竭实验动物模型的研究进展

梁自豪，徐　强,2，陈臻毅，饶军华,2

(1.广东蓝岛生物技术有限公司，广东 广州　510555；2.广东省昆虫研究所 广东省野生动物保护与利用公共实验室，广东 广州　510260)

建立急性肾功能衰竭实验动物模型的研究进展

梁自豪1，徐强1,2，陈臻毅1，饶军华1,2

(1.广东蓝岛生物技术有限公司，广东 广州510555；2.广东省昆虫研究所 广东省野生动物保护与利用公共实验室，广东 广州510260)

摘要：对近年国内外通过使用实验动物制备急性肾功能衰竭疾病模型，及进行的病理学及临床前药理学等的相关研究进行总结和归纳，以期为急性肾功能衰竭的实验研究提供一定的思路和参考。

关键词：急性肾损伤；模型,动物

急性肾功能衰竭(acuterenalfailure，ARF或acutekidneyinjury，AKI)是由多种因素引起，并使双侧肾脏的正常泌尿功能在较短时间内发生障碍，导致泌尿系统乃至机体内环境出现严重紊乱的病理过程[1-3]。ARF临床可表现为肾小球滤过率突然或持续下降，并使含氮内物质在体内滞留，水、电解质和酸碱失衡，同时出现相关并发症[2,4-6]。ARF多种因素可引发急性肾衰，常见的有血容量减少、心排血量降低、肾血流动力学改变、肾动脉机械性阻塞等[7-8]。

近年来国内外的基础实验研究中，常用小鼠、大鼠、兔、猪等实验动物制备ARF模型，以下对各种制备方法进行分类归纳。

1缺血性ARF模型

1.1手术方法手术方法主要指通过机械方法使肾脏缺血，最终引起肾小管上皮细胞损伤，从而使动物发生急性肾衰竭临床症状。主要有挤压肾脏、阻断肾血流、切除肾组织等方法。

刘付捷等[9]用无损伤微动脉夹夹闭雄性昆明小鼠双侧肾蒂45min后，移动动脉夹后双侧可见肾脏血流由紫黑色转为鲜红色。于术后24h处死小鼠，眼球取血，摘除肾脏并进行病理学分析。结果显示，ARF模型组血清肌酐和尿素氮均高于假手术组，免疫组化结果显示ARF模型组Caspase-1表达的强度与广度均高于假手术组。

邹飞等[10]切除Wistar大鼠右肾后夹闭左肾动脉，45min后移除动脉夹恢复血流灌注，分别于术后24、48h处死大鼠，处死后立即从下腔静脉采血3mL用于检测肾功能指标，继而分离大鼠左肾，制成病理切片并进行HE染色和PASM染色。肾功能指标检测结果表明，与对照组相比，两时间点的ARF模型组血清肌酐和尿素氮浓度均得以升高。HE染色和PASM染色显示，对比对照组，模型组肾组织可见大量肾小管上皮细胞肿胀、空泡变性、部分上皮细胞呈刷状缘扁皮、皱缩、脱落、核深染、裸露，严重可见细胞大片坏死、脱落、基底膜不完整。这种方法制备的肾衰模型具有较高的成功率，手术难度处于可控范围内，可以较稳定地制备大鼠缺血再灌注肾衰模型。

王恒进等[11]对健康杂交家猪行盲肠结扎加穿孔和肾动脉夹闭术，具体为游离右肾并结扎切除，在左肾蒂加一无创伤性血管夹，夹闭60min后移去血管夹恢复血供，术后在股动、静脉置管以检测平均动脉压及采集血液。结果发现与对照组相比，ARF模型生命体重出现明显下降，血清肌酐、尿素氮、丙氨酸转氨酶、天冬氨酸转氨酶等指标均有明显的升高，且部分指标甚至达到致死水平，心功能出现障碍，此外，胃肠系统、血液系统、呼吸功能等皆出现紊乱。本模型制作简易，易于复制，各功能损伤情况显著，可以很好地模拟ARF的临床特征。

1.2药物方法药物方法是指通过使用去甲肾上腺素、甘油等可使肾脏血流量快速减少的常规药物，从而得到急性肾衰竭动物模型。

刘久波等[12]对家兔双侧后肢肌内加压注射50%甘油10mL·kg-1，注射后恢复摄食饮水。术后约2h后，ARF模型组尿液呈葡萄红色，血肌酐有升高趋势，24h后，血肌酐、尿素氮明显高于对照组，对肾脏进行病理学观察发现肾小球出血，肾小管坏死并有红色管型阻塞，间质水肿。从而可见以此种方法可以较简易地制备ARF模型。

Kusaba等[13]使用7周龄的大Wistar大鼠制备ARF模型，术前12h禁水不禁食，在双侧大腿肌内注射浓度50%甘油10mL·kg-1，于术后24h恢复正常饮食。对血清肌酐浓度进行分析可发现其浓度可从正常水平(0.70±0.02)mg·dL-1升高至(2.90±0.50)mg·dL-1，以此作为成功建立大鼠ARF模型的标准。

2中毒性ARF模型

2.1顺铂中毒ARF董小君等[14]麻醉贵州小型猪后，腹腔一次性注射4mg·kg-1顺铂，并收集术后采集各时间点的尿液，测定不同时间段的尿量、肌酐、尿素氮浓度，计算肌酐和尿素氮的排出量，并于实验末麻醉状态下心脏血处死，取出肾脏进行组织病理学观察。结果发现与照组相比，ARF模型各时间段尿量、肌酐和尿素氮排出量均减少，病理组织学观察显示模型组中肾小管上皮细胞出现肿胀现象，并可见蛋白管型。此方法能制备典型的贵州小型猪急性肾衰模型，并且模型耐受性强，稳定性高。

2.2内毒素介导的ARFSchramm等[15]麻醉SD大鼠后，在其左股静脉插管，缓慢恒速注射生理盐水2mL·h-1，以补充后续体液和电解质损失，随后，在其左股动脉插管以获得血样和监测血压，在其膀胱置管以获得尿样和监测尿量。然后，在左股静脉加注浓度为2.5%菊粉，以制备内脂多糖内毒素诱导的ARF模型。结果显示，大鼠术后肾小球滤过率明显下降，尿量、Na+排出量增加、亚硝酸盐及硝酸盐排出量下降，动脉压降低。Wang等[16]对小鼠腹腔内先后注射己酮可可碱和酯多糖，即可见肾小球滤过率出现显著的下降，术后采血并进行相应指标检测发现，对比对照组，模型组血清TNF-α、IL-1β、iNOS、ICAM-1等指标均出现明显升高。结果表明应用这种方法可以成功地制备ARF模型。

2.3氨基糖苷类抗生素导致ARFGuo等[17]对SD大鼠术前禁食12h，然后对其腹腔注射庆大霉素 80mg·kg-1·d-1，连续注射7d以制备ARF大鼠模型，并于第8天即术后12h收集血样及尿样，以测定肌酐、尿素氮、血清总蛋白等指标，结果发现，模型组血清肌酐、尿素氮、吲哚酚分别上升97.6%、35.2%、185.1%，血清总蛋白下降至对照组的71.2%，另外，尿液肌酐、哟哚酚分别下降至对照组的45.2%、68.8%。结果均表明庆大霉素可以成功地诱导大鼠ARF模型。

2.4氯化汞导致的ARFMarques等[18]对雌性大鼠皮下注射氯化汞16mg·kg-1，随后分别于术后24、48、72h检测血清中尿氮素、肌酐等指标，结果显示尿氮素与肌酐在24h和48h两个时间点浓度均有大幅度升高，而与48h相比，72h时尿氮素持平，肌酐降低。结果表明，氯化汞可成功诱导大鼠ARF模型并能在一定时间内保持稳定。

2.5阿霉素诱导ARF樊瑞芬等[19]于大鼠尾静脉一次性注射浓度为0.2%的阿霉素溶液7.5mg·kg-1，术后单独喂养，检测到尿量减少，尿蛋白增多，肌酐及尿素氮升高，结果显示阿霉素诱导大鼠ARF模型成功。

上述为各种建立急性肾功能衰竭动物模型常用的方法，各法在可行性、手术难易程度、模型可靠性等方面各有所长，均可为ARF疾病基础和药物干预的研究提供有效的支持。然而，一方面，每一种模型都不可能与实际临床上急性肾功能衰竭的特点完全吻合，各种方法均有其优势和不足；另一方面，动物模型与人体有一定的差异性，因而得出的实验结果也不能等同于人体，因此，在建立急性肾功能衰竭的实验动物模型时，务必要根据实际需要，有所取舍。随着医学科技的进一步发展，新的动物模型将会不断地出现并更好地为ARF的临床治疗提供更加有力的帮助。

参考文献

[1]JamesA,LarsonT.Acuterenalfailureafterhigh-doseantibioticbonecement:casereportandreviewoftheliterature[J].RenFail,2015,37(6):1061-1066.

[2]ChenCL,ChenNC,WangJS.Acutehydrophilic-polymernephropathyandacuterenalfailure[J].NEnglJMed,2015,372(18):1775-1776.

[3]BodiJM,NsibuCN,AloniMN,etal.BlackwaterfeverassociatedwithacuterenalfailureamongCongolesechildreninKinshasa[J].SaudiJKidneyDisTranspl,2014,25(6):1352-1358.

[4]Vicente-VicenteL,Sánchez-JuanesF,García-SánchezO,etal.Sub-nephrotoxiccisplatinsensitizesratstoacuterenalfailureandincreasesurinaryexcretionoffumarylacetoacetase[J].ToxicologyLetters,2015,234(2):99-109.

[5]FriedmannAngeliJP,SchneiderM,PronethB,etal.InactivationoftheferroptosisregulatorGpx4triggersacuterenalfailureinmice[J].NatureCellBiology,2014,16(12):1180-1191.

[6]邹筱芳,巫冠中.尿酸肾损伤的分子机制研究进展[J].安徽医药,2015,19(1):5-9.

[7]HusiH,HumanC.Moleculardeterminantsofacutekidneyinjury[J].JInjViolenceRes,2015,7(2):75-86.

[8]GuptaAK,JadhavSH,TripathyNK,etal.Fetalkidneycellscanameliorateischemicacuterenalfailureinratsthroughtheiranti-inflammatory,anti-apoptoticandanti-oxidativeeffects[J].PlosOne,2015,10(6):e131057.

[9]刘付捷,刘华锋,陈孝文.急性缺血-再灌注肾损伤小鼠肾组织Caspase-1蛋白表达及酶活性变化[J].中国血液净化,2007,6(11):601-603.

[10] 邹飞,谭毅,蒋祥林,等.Wistar大鼠肾脏急性缺血再灌注损伤动物模型的建立[J].现代医药卫生,2012,28(3):327-328.

[11] 王恒进,张苗,孙琤.猪急性肾衰竭并多器官功能障碍模型建立及病理观察[J].中国中西医结合肾病杂志,2008,9(6):502-505.

[12] 刘久波,陈林,朱少铭,等.丹参注射液对急性肾衰竭兔心肌缺血的保护作用[J].医药导报,2005,24(11):997-1000.

[13]KusabaJ,KajikawaN,KawasakiH,etal.ComparativestudyonalteredhepaticmetabolismofCYP3Asubstratesinratswithglycerol-inducedacuterenalfailure[J].Biopharmaceutics&DrugDisposition,2012,33(1):22-29.

[14] 董小君,丁斗,吴曙光,等.顺铂致小型猪急性肾衰模型[J].实验动物科学,2011,28(5):26-28.

[15]SchrammL,WeierichT,HeldbrederE,etal.Endotoxin-inducedacuterenalfailureinrats:effectsofL-arginineandnitricoxidesynthaseinhibitiononrenalfunction[J].JNephrol,2005,18(4):374-381.

[16]WangW,ZoltyE,FalkS,etal.Pentoxifyllineprotectsagainstendotoxin-inducedacuterenalfailureinmice[J].AJP:RenalPhysiology,2006,291(5):F1090-F1095.

[17]GuoX,MengQ,LiuQ,etal.JBP485improvesgentamicin-inducedacuterenalfailurebyregulatingtheexpressionandfunctionofOat1andOat3inrats[J].ToxicologyandAppliedPharmacology,2013,271(2):285-295.

[18]MarquesFS,SilvaJS,CoutoRD,etal.Transplantationofbonemarrowmononuclearcellsreducesmortalityandimprovesrenalfunctiononmercury-inducedkidneyinjuryinmice[J].RenalFailure,2013,35(5):776-781.

[19] 樊瑞芬,赵世峰,李筠青,等.银杏叶注射液对阿霉素肾功能衰竭大鼠细胞免疫功能的影响[J].广东医学,2012(10):1393-1394.

通信作者：饶军华，男，高级工程师，研究方向：灵长类实验动物微生物学，E-mail:junhuar919@163.com

doi:10.3969/j.issn.1009-6469.2016.05.060

(收稿日期：2015-12-11，修回日期：2016-02-12)