我国斑点热立克次体感染与免疫的实验研究

熊小路，焦 俊，温博海



我国斑点热立克次体感染与免疫的实验研究

熊小路，焦 俊，温博海

研究证明黑龙江立克次体能够感染人血管内皮细胞和BALB/c小鼠，引起小鼠菌血症和器官损伤；全基因组序列分析发现黑龙江立克次体毒力相关基因。表面蛋白质组分析鉴定了黑龙江立克次体和立氏立克次体的表面蛋白，用表面蛋白免疫C3H/HeN小鼠，发现某些表面蛋白为保护性抗原，并揭示这些保护性抗原均能够诱导抗原特异CD4+和CD8+T细胞增殖并产生和分泌IFN-γ和/或TNF-α，以及诱导高水平特异性IgG2a产生，在这些免疫因素的协同作用下使小鼠有效抵抗立克次体感染。用黑龙江立克次体感染Tim-3高表达或低表达人血管内皮细胞以及Tim-3高表达转基因小鼠，结果有力证明Tim-3高表达能够促进人血管内皮细胞和小鼠抵抗黑龙江立克次体感染。

斑点热立克次体；感染；免疫；保护性抗原

斑点热立克次体通过“拉链式 (zipper-like)”入侵机制侵入非专业吞噬细胞(如血管内皮细胞)[1]。“拉链式”入侵是一种受体介导的入侵机制，立克次体表面配体蛋白与宿主细胞表面受体结合后诱导宿主细胞内信号转导。这些细胞内信号分子在立克次体与宿主细胞相互作用部位募集肌动蛋白并重构宿主细胞骨架，最终在立克次体周围形成膜“拉链”。基于斑点热立克次体“拉链式”入侵宿主细胞机制和专性胞内寄生方式；斑点热立克次体表面蛋白可以在立克次体的感染与免疫中发挥重要作用，比如介导立克次体粘附和入侵宿主细胞、促进立克次体在细胞内生长繁殖以及诱导机体的免疫应答等[1]。近几年来，我国学者对在我国黑龙江立克次体和立克次体中毒力最强的立氏立克次体在感染与免疫方面开展了系列实验研究。

1 黑龙江立克次体的致病性

黑龙江立克次体是1982年由我国学者娄丹等分离的斑点热立克次体新种[2]。研究人员用黑龙江立克次体感染人血管内皮细胞和小鼠，发现它与其它斑点热立克次体相似的致病特征。同时测定黑龙江立克次体全基因组序列，通过全基因组序列的比较分析，发现它的毒力相关基因。这些研究证明黑龙江立克次体为毒力较强致病菌。

1.1 感染人血管内皮细胞 孟艳芬等[3]将人脐带静脉血管内皮细胞分离，培养出人血管内皮细胞，并用纯化黑龙江立克次体体外感染血管内皮细胞。感染后1～3 d，免疫荧光染色可见立克次体存在于细胞胞质中，以游离状态分散于胞质内，菌体外周有一层电子密度低的“环带”将立克次体与宿主细胞胞质分隔开。第5～9 d，立克次体在内皮细胞以二分裂方式快速增殖，立克次体数量急剧增加，并且细胞核内出现立克次体。被立克次体感染细胞的胞膜形成突触，相邻细胞胞膜凹陷将立克次体摄入胞质。感染后第10 d，内皮细胞由梭形贴壁伸展生长逐渐呈瘦长形，胞质内充满立克次体，细胞核内立克次体亦有增多。感染后第12 d，大部分内皮细胞变圆脱落；检查脱落内皮细胞，可见细胞内有大量立克次体。细胞培养上清中也有大量立克次体，这是由于立克次体大量繁殖致细胞裂解后立克次体释放到上清中。

1.2 感染BALB/c小鼠 段长松等[4]采用眼眶静脉丛注射将黑龙江立克次体感染BALB/c小鼠，定量PCR检测感染小鼠血液和肝、脾、肺、脑等主要器官中立克次体DNA拷贝数。感染后第1 d检出少量立克次体，第3 d立克次体载量显著增长，第6 d达到顶峰，第9 d立克次体载量显著下降。该结果证明黑龙江立克次体能够在BALB/c小鼠体内建立有效的感染。另外，黑龙江立克次体感染第6 d，小鼠肺和脑组织中检出高水平的立克次体DNA，说明立克次体扩散到了肺和脑这两个重要的器官，肺和脑损伤是立克次体感染致死的最重要原因。

黑龙江立克次体感染第1、3 d，小鼠的肝、脾、肺、脑组织没有明显病理改变。感染后第6 d，小鼠的肝、肺、脑组织出现明显病理损伤：肝组织出现单核细胞炎性浸润和汇管区多型核白细胞聚集以及肝细胞轻微溶胀，肺组织出现单个核细胞浸润为特征的间质性肺炎和肺泡壁增厚，脑实质出现微出血点[4]。

黑龙江立克次体感染第3 d，小鼠肝、脾、肺、脑等主要器官中的IFN-γ、TNF-α和趋化因子RANTES的表达均显著上调，说明小鼠启动天然免疫应答，但是器官的立克次体DNA拷贝数仍然在增加，说明天然免疫作用还比较弱，并不能有效抑制立克次体感染[4]。研究中发现促炎性因子IFN-γ和TNF-α的表达显著上调与立克次体感染小鼠器官组织的炎性损伤密切相关。随着这两种炎性因子在器官组织中表达显著下调，感染小鼠的器官组织损伤程度也显著减轻。

1.3 全基因组序列分析毒力相关基因 段长松等[5-6]对黑龙江立克次体做全基因组测序，获得一个全长1 278 471 bp的环状基因组，该基因组含有1 333个基因，其中编码蛋白质的基因1 297个。将预测蛋白与毒力因子数据库比对，发现黑龙江立克次体有266个潜在的毒力相关蛋白，16个编码IV型分泌系统蛋白。该基因组有一个基因组岛，全长3 732 bp，包括7个蛋白基因。其中两个基因编码已知功能蛋白：一个为IV型分泌系统蛋白VirB1类似物，另一个为转座酶类似物。

段长松等[6]收集了立克次体属的43株立克次体的全基因组序列，将这些序列使用统一注释系统进行注释，以去除不同注释标准带来的差异。分析这些统一注释的全基因组序列，发现立克次体泛基因组含有4 737个基因，其中核心基因组有693个基因。将黑龙江立克次体与立氏立克次体强毒株(Sheila Smith)和弱毒株(Iowa)做直系同源ORF比较，发现它们共享983个直系同源ORF，黑龙江立克次体独有481个ORF。值得注意的是：黑龙江立克次体与立氏立克次体强毒株共享37个直系同源ORF，这些ORF为立氏立克次体弱毒株所缺失，提示这37个基因可能与黑龙江立克次体毒力密切相关[6]。

2 表面蛋白分离鉴定和发现新保护性抗原

2.1 表面蛋白分离鉴定 国外学者[7]采用免疫印迹和分子克隆等技术，先后鉴定了外膜蛋白(Omp)A、OmpB、Sac1、Sac2、Adr1、Adr2等斑点热立克次体表面蛋白，并证明这些表面蛋白与斑点热立克次体的感染与免疫密切相关[1]。齐永等[8]采用膜不通透的生物素标记黑龙江立克次体表面蛋白，并用链亲和素亲和层析分离生物素标记的表面蛋白，再将层析分离的表面蛋白做等电聚焦和SDS-PAGE双向电泳，最后用串联质谱对电泳分离的表面蛋白进行鉴定，结果鉴定出黑龙江立克次体的25种表面蛋白。用立克次体感染小鼠血清和患者血清分析黑龙江立克次体重组表面蛋白芯片，发现多数表面蛋白为血清学反应阳性，其中OmpA-2、OmpB-3、RpsB、SdhB等表面蛋白具有与黑龙江立克次体感染血清反应的特异性[9]。

龚文平等[10]采用同样方法，鉴定了立氏立克次体的10种表面蛋白。除OmpA、OmpB、GroEL、GroES、DNA-binding protein等5个蛋白在国外已经确认存在立氏立克次体表面外，Adr1、Adr2、OmpW、Porin_4、TolC等为首次鉴定的立氏立克次体表面蛋白。采用免疫电镜对这5种新鉴定的表面蛋白做亚细胞定位，发现Porin_4蛋白主要集中在血管内皮细胞内膜，其余的4种蛋白在细胞内、外膜均有分布[10]。这些表面蛋白在细胞膜上呈点状分布而非散在分布，这可能与其特殊的功能相关，比如吸附、运动、分子的结合及运输等。

2.2 保护性表面蛋白抗原的鉴定 国外学者[11]已经明确的斑点热立克次体保护性抗原仅有为OmpA和OmpB。龚文平等[10]将立氏立克次体新发现表面蛋白的重组蛋白免疫小鼠，用立氏立克次体攻击免疫小鼠，最后用定量PCR检测小鼠主要器官的立克次体载量。结果显示Adr1、Adr2免疫小鼠的肝脏立克次体载量显著低于非免疫小鼠；Adr2免疫小鼠的脾脏立克次体载量显著低于非免疫小鼠；Adr1、Adr2、OmpW、Porin_4免疫小鼠的肺脏立克次体载量显著低于非免疫小鼠。与此相反，TolC免疫小鼠的这些器官的立克次体载量与非免疫小鼠无显著差异[10,12]。肺为立克次体感染主要器官，Adr1、Adr2、OmpW、Porin_4免疫能够显著减少小鼠肺部立克次体的载量，证明它们有良好的免疫保护性，为立氏立克次体保护性抗原。

齐永等[13]将黑龙江立克次体重组表面蛋白YbgF和PrsA分别免疫小鼠，再用黑龙江立克次体攻击免疫小鼠。定量PCR检测结果显示YbgF免疫小鼠的立克次体载量显著性低于PrsA免疫小鼠，而PrsA免疫小鼠的立克次体载量与非免疫小鼠无显著差异，证明YbgF为保护性抗原。龚文平等[14]随后也证明立氏立克次体YbgF也能诱导小鼠有效对抗立氏立克次体感染。另外，他还发现立氏立克次体外膜蛋白B片段OmpB-4与Adr2联合免疫，它们诱导的特异性免疫保护效能显著强于其单独免疫[15]。另外，他们还发现贝氏柯克斯体全菌抗原与Adr2联合免疫能够显著增强Adr2的抗立氏立克次体的免疫保护效能[16]。

3 保护性抗原的免疫保护机制

3.1 激活树突状细胞 孟艳芬等[17]从小鼠骨髓中分离树突状细胞(DC)。将黑龙江立克次体4个重组OmpB(OmpB-P1、OmpB-P2、OmpB-P3、OmpB-P4)刺激DC，24 h后将DC分别腹腔接种小鼠，14 d后用黑龙江立克次体攻击DC受体小鼠，攻毒7d后用定量PCR检查小鼠脏器的立克次体载量。结果显示OmpB-P2、OmpB-P3或OmpB-P4刺激DC的受体小鼠的立克次体载量显著低于非抗原刺激DC的受体小鼠或OmpB-P1刺激DC的受体小鼠。该结果提示OmpB-P2、OmpB-P3、OmpB-P4激活DC能诱导小鼠产生抗黑龙江立克次体免疫应答，而OmpB-P1激活DC则不能。

采用磁珠分选技术将抗原激活DC的受体小鼠脾脏CD4+和CD8+T细胞分离，再将CD4+和CD8+T细胞分别与同源抗原刺激DC在体外相互作用24 h，然后用流式细胞仪检测CD4+和CD8+T细胞的IFN-γ、TNF-α、IL-4表达。结果显示OmpB-P2、OmpB-P3和OmpB-P4激活DC均能诱导CD4+T细胞分泌高水平的IFN-γ和TNF-α，其中IFN-γ水平显著高于OmpB-P1激活DC作用的CD4+T细胞。另外还发现OmpB-P2、OmpB-P3、OmpB-P4激活DC均能诱导CD8+T细胞分泌高水平的IFN-γ和TNF-α，其水平显著高于OmpB-P1刺激DC作用的CD8+T细胞[17]。这些提示立克次体保护性抗原激活的DC能够诱导抗原特异的CD4+和 CD8+T细胞高效表达IFN-γ和TNF-α，使它们分别向Th1细胞和Tc1细胞分化，产生有效的特异性细胞免疫应答[17]。

3.2 激活体液免疫应答 齐永等[13]比较黑龙江立克次体YbgF和PrsA诱导小鼠的特异性体液免疫应答。研究发现虽然这两个蛋白都有能力诱导小鼠产生高水平的特异性IgG抗体，但是保护性抗原YbgF免疫血清抑制立克次体入侵人血管内皮细胞能力显著强于非保护性抗原PrsA免疫血清。同样，龚文平等[10,12]发现立氏立克次体保护性抗原免疫血清能够显著抑制立氏立克次体侵入人血管内皮细胞。这些结果提示这些保护性表面蛋白抗原的特异性抗体可以与立克次体表面相应抗原结合，从而阻止其对人血管内皮细胞的粘附和入侵。

国外研究[18]发现IgG2a抗体的Fc部分可以与补体相互作用并激活巨噬细胞的Fc受体，诱导Fc受体介导的免疫效应，其中包括激活抗体依赖的细胞毒作用和调理巨噬细胞的吞噬作用。齐永[13]和龚文平等[12]研究证明这些保护性抗原均能诱导小鼠产生高水平的特异性IgG2a，而非保护性抗原则不能。

3.3 激活细胞免疫应答 齐永等[13]发现黑龙江立克次体保护性抗原YbgF能特异性诱导感染小鼠CD4+T细胞显著增殖和TNF-α分泌。龚文平等[12]用立氏立克次体保护性抗原Adr2体外刺激立氏立克次体感染小鼠的CD4+T细胞，发现该CD4+T细胞分泌TNF-α、IFN-γ的水平显著高于Adr2刺激的非感染小鼠CD4+T细胞。另外，Adr2刺激的感染小鼠CD8+T细胞分泌IFN-γ和IL-6的水平显著高于Adr2刺激的非感染小鼠CD8+T细胞。

王颖等[19]在体外将人单核细胞转化为树突状细胞(HMDCs)，发现保护性抗原激活的HMDCs能够诱导人CD4+和 CD8+T细胞激活并表达高水平IFN-γ和TNF-α，驱使CD4+和 CD8+T细胞分别朝着Th1 和 Tc1 极化。熊小路等[20]发现贝氏柯克斯体保护性蛋白抗原的Th1表位肽混合免疫能够有效激活小鼠CD4+T细胞，诱导小鼠产生Th1型免疫应答对抗贝氏柯克斯体感染，提示保护性抗原的CD4+和CD8+T细胞表位在诱导抗立克次体的免疫应答中起关键作用。

4 Tim-3增强血管内皮细胞杀立克次体效能

T细胞免疫球蛋白和粘附分子-3 (Tim-3)最初被认为是Th1细胞的特异性受体，它通过调节Th1细胞的功能，维持免疫平衡和免疫耐受。研究发现Tim-3也在多种免疫活性细胞表达，包括斑点热立克次体的宿主细胞—血管内皮细胞。

杨小梅等[21]用黑龙江立克次体感染C3H/HeN小鼠，结果发现立克次体感染3 d内，小鼠脾脏立克次体数量随着感染时间延长而逐渐增加，Tim-3 mRNA表达水平则逐渐下降。用黑龙江立克次体感染体外培养的血管内皮细胞，立克次体载量与Tim-3 mRNA表达水平也呈负相关。体内、外实验结果一致证明Tim-3参与了立克次体感染早期的免疫应答。

杨小梅等[21]使用小鼠Tim-3胞外段与人IgG1-Fc的融合蛋白阻断小鼠的Tim-3信号通路。结果显示小鼠脾脏的立克次体载量明显增多，小鼠外周血中抗胞内菌感染相关细胞因子(IFN-γ、TNF-α、IL-2、IL-18)和趋化因子RANTES表达水平明显下降。该结果提示，Tim-3信号通路的阻断能够抑制宿主的抗立克次体免疫应答。用黑龙江立克次体感染Tim-3高表达的转基因小鼠，感染后第3 d发现该小鼠无明显感染表现，而野生型对照小鼠的感染则非常明显，另外Tim-3高表达小鼠的抗胞内菌感染相关细胞因子和趋化因子水平显著高于野生型小鼠。这些说明Tim-3高表达能够增强宿主抗立克次体的免疫应答。

杨小梅等[21]用黑龙江立克次体感染用Tim-3-人IgG1-Fc融合蛋白封闭了Tim信号通路的血管内皮细胞，感染3 d后发现该细胞内立克次体数量显著多于对照细胞，提示Tim-3信号通路的阻断能够降低血管内皮细胞杀立克次体的效能。用黑龙江立克次体感染稳定高表达或低表达Tim-3的血管内皮细胞，3 d后发现Tim-3高表达细胞的立克次体数量显著低于对照细胞，而Tim-3低表达细胞的立克次体数量显著高于对照细胞。这些说明Tim-3高表达能够增强血管内皮细胞杀立克次体作用，而抑制Tim-3表达或阻断Tim-3信号通路则能抑制血管内皮细胞的抗立克次体相关细胞因子和趋化因子的表达，进而降低血管内皮细胞杀伤胞内立克次体的效能。

杨小梅等[21]还发现黑龙江立克次体感染3 d后，无论是阻断Tim-3信号通路还是降低Tim-3表达的血管内皮细胞，其一氧化氮合酶(iNOS)mRNA表达水平和IFN-γ mRNA表达水平显著下降。国外研究已经证明IFN-γ能够诱导巨噬细胞增加NO合成去杀伤胞内菌，因此该结果提示Tim-3表达下降或Tim-3信号通路阻断能够抑制血管内皮细胞的IFN-γ mRNA表达，进而减少iNOS表达和NO合成去降低血管内皮细胞杀立克次体的效能。另外，黑龙江立克次体感染3 d后，Tim-3高表达小鼠的脾脏IFN-γ和TNF-α以及iNOS mRNA表达水平均显著高于野生型小鼠，而脾脏内立克次体数量则显著低于野生型小鼠。这些说明Tim-3高表达和Tim-3信号通路激活能够上调宿主和宿主细胞IFN-γ和TNF-α表达，进而增加iNOS表达和NO合成去杀伤胞内、外的立克次体。

5 结 语

近年来，研究证明我国分离的黑龙江立克次体为毒力较强的致病菌，测定了黑龙江立克次体和立氏立克次体表面蛋白质组并发现了新保护性抗原，同时研究证明这些保护性抗原能够诱导抗原特异CD4+和CD8+T细胞增殖并产生高水平IFN-γ和/或TNF-α，以及诱导高水平特异性IgG2a，在这些免疫因素的协同作用下使机体能够有效抵抗立克次体感染。另外，研究首次证明Tim-3高表达和Tim-3信号通路激活能够增强宿主和宿主细胞—血管内皮细胞清除立克次体感染的能力。

未来将研究表面蛋白在斑点热立克次体与宿主细胞相互作用中所扮演角色，以及它们对宿主细胞Tim-3信号通路的影响，并鉴定保护性表面蛋白抗原的CD4+和CD8+T细胞表位。通过这些研究，将进一步阐明斑点热立克次体的分子致病机制，研发出有效的斑点热分子疫苗，并为斑点热的治疗提供新思路。

[1] Chan YG, Riley SP, Martinez JJ. Adherence to and invasion of host cells by spotted fever group rickettsia species[J]. Front Microbiol, 2010, 1: 139.

[2] Lou D, Wu YM, Wang B, et al. The isolation and identification of Rickettsia heilongjiangensis, a new member of spotted fever group[J]. Chin J Microbiol Immunol,1985, 7(5): 250-253. (in Chinese)

娄丹，吴益民，王冰，等. 斑点热立克次体的一个新成员—黑龙江立克次体分离鉴定[J].中华微生物学和免疫学杂志，1985,7(5):250-253.

[3] Meng YF, Duan CS, Wang XL, et al. Primary study onRickettsiaheilongjiangensisinfection of vascular endothelial cells[J]. Chin J Zoonoses, 2011, 27(6): 6-10. (in Chinese)

孟艳芬, 段长松, 王锡乐,等. 黑龙江立克次体感染血管内皮细胞的初步研究[J]. 中国人兽共患病学报. 2011，27(6): 6-10.

[4] Duan C, Meng Y, Wang X, et al. Exploratory study on pathogenesis of far-eastern spotted fever[J]. Am J Trop Med Hyg, 2011, 85(3): 504-509.

[5] Duan C, Tong Y, Huang Y, et al. Complete genome sequence ofRickettsiaheilongjiangensis, an emerging tick-transmitted human pathogen[J]. J Bacteriol, 2011, 193(19): 5564-5565.

[6] Duan C, Xiong X, Qi Y, et al. Genomic and comparative genomic analyses ofRickettsiaheilongjiangensisprovide insight into its evolution and pathogenesis[J]. Infect Genet Evolut, 2014, 26: 274-282.

[7] Renesto P, Samson L, Ogata H, et al. Identification of two putative rickettsial adhensins by proteomic analysis[J]. Res Microbiol, 2006, 157, 7: 605-612.

[8] Qi Y, Xiong X, Wang X, et al. Proteome analysis and serological characterization of surface-exposed proteins ofRickettsiaheilongjiangensis[J]. PLoS ONE, 2013, 8(7): e70440.

[9] Qi Y, Gong Y, Xiong X, et al. Microarray of surface-exposed proteins of rickettsia heilongjiangensis for serodiagnosis of Far-eastern spotted fever[J]. BMC Infect Dis, 2014, 14: 332.

[10] Gong W, Xiong X, Qi Y, et al. Identification of novel surface-exposed proteins ofRickettsiarickettsiiby affinity purification and proteomics[J]. PLoS One, 2014, 9(6): e100253.

[11] Feng HM, Whitworth T, Olano JP, et al. Fc-dependent polyclonal antibodies and antibodies to outer membrane proteins A and B, but not to lipopolysaccharide, protect SCID mice against fatalRicketssiaconoriiinfection[J]. Infect Immun, 2004, 72(4): 2222-2228.

[12] Gong W, Xiong X, Qi Yong, et al. Surface protein Adr2 ofRickettsiarickettsiiinduced protective immunity against Rocky Mountain spotted fever in C3H/HeN mice[J]. Vaccine, 2014, 32: 2027-2033

[13] Qi Y, Xiong X, Duan C, et al. Recombinant protein YbgF induces protective immunity againstRickettsiaheilongjiangensisinfection in C3H/HeN mice[J]. Vaccine, 2013, 31: 5643-5650

[14] Gong W, Qi Yong, Xiong X, et al. TheRickettsiarickettsiiouter membrane protein YbgF induces protective immunity in C3H/HeN mice[J]. Human Vaccines Immunotherapeutics, 2015, 11(3): 642-649.

[15] Gong W, Wang P, Xiong X, et al. Enhanced protection againstRickettsiarickettsiiinfection in C3H/HeN mice by immunization with a combination of a recombinant adhesin rAdr2 and a protein fragment rOmpB-4 derived from outer membrane protein B[J]. Vaccine, 2015, 33: 985-992.

[16] Gong W, Wang P, Xiong X, et al. Chloroform-methanol residue ofCoxiellaburnetiimarkedly potentiated the specific immunoprotection elicited by a recombinant protein fragment rOmpB-4 derived from outer membrane protein B ofRickettsiarickettsiiin C3H/HeN mice[J]. PLoS One, 2015, 10(4): e0124664.

[17] Meng Y, Xiong X, Qi Y, et al. Protective immunity againstRickettsiaheilongjiangensisin a C3H/HeN mouse model mediated by outer membrane protein B-pulsed dendritic cells[J]. Sci China Life Sci, 2015, 58(3): 287-296.

[18] Mansueto P, Vitale G, Cascio A, et al. New insight into immunity and immunopathology of rickettsial diseases, clinical and developmental immunology[J]. Clin Dev Immunol, 2012, 2012: 967852.

[19] Wang Y, Xiong X, Wu D, et al. Efficient activation of T cells by human monocyte-derived dendritic cells (HMDCs) pulsed withCoxiellaburnetiiouter membrane protein Com1 but not by HspB-pulsed HMDCs[J]. BMC Immunol, 2011, 12: 52.

[20] Xiong X, Qi Y, Gong W, et al. Exploratory study on Th1 epitope-induced protective immunity againstCoxiellaburnetiiinfection[J]. PLoS One, 2014, 9(1): e87206.

[21] Yang X, Jiao J, Han J, et al. Enhanced expression of T-cell immunoglobulin and mucin domain protein 3 in endothelial cells facilitates intracellular killing ofRickettsiaheilongjiangensis[J]. J Infect Dis, 2016, 213: 71-79.

Experimental studies on infection and immunity of spotted fever group rickettsiae in China

XIONG Xiao-lu, JIAO Jun, WEN Bo-hai

(StateKeyLaboratoryofPathogenandBiosecurity,InstituteofMicrobiologyandEpidemiology,AcademyofMilitaryMedicalSciences,Beijing100071,China)

Studies showed thatRickettsiaheilongjiangensiscould infect human vascular endothelial cells (ECs) and BALB/c mice, causing bacteremia and organ damage in mice; whole genomic sequence assay revealed the virulence-associated genes ofR.heilongjiangensis. The study of surface proteome identified the surface proteins ofR.heilongjiangensisandR.rickettsii. By immunization of C3H/HeN mice with the surface proteins, several protective antigens were determined, which could efficiently induce proliferation and secretion of IFN-γ and/or TNF-α of in CD4+and CD8+T cells and elicited production of IgG2a in B cells, by which, the rickettsial organisms were eradicated in mice. We usedR.heilongjiangensisto infect ECs with low expression of Tim-3 and overexpressed Tim-3 or mice with overexpressed Tim-3, our results strongly demonstrated that enhanced Tim-3 expression could inhibit rickettsial growth, bothinvivoin mice andinvitroin ECs.

spotted fever group rickettsiae; infection; immunity; protective antigen

Wen Bo-hai, Email: bohaiwen@sohu.com

10.3969/j.issn.1002-2694.2016.010.013

国家自然科学基金(No.31470894)

温博海，Email: bohaiwen@sohu.com

军事医学科学院微生物流行病研究所，病原生物生物安全国家重点实验室，北京 100071

R376

A

1002-2694(2016)10-0917-05

2016-05-09；

2016-08-17

Supported by the National Natural Science Foundation of China (No. 31470894)