抗氧化处理在器官移植中的发展趋势

曾永茂 李建军

南华大学附属第二医院肾移植科，湖南衡阳 421000

抗氧化处理在器官移植中的发展趋势

曾永茂 李建军▲

南华大学附属第二医院肾移植科，湖南衡阳 421000

氧化应激反应是影响器官移植进程的一个关键性因素。人们普遍认为，氧化应激反应在缺血/再灌注时特异性表达，导致大量活性氧的产生，引起一系列的氧化损伤。此外，边缘供体器官更加容易受到氧化损伤。大量的研究提示抗氧化治疗能够改善移植器官的功能，提高移植器官的利用率。本文针对供体、移植物、受体概述目前国内外新兴的抗氧化治疗方案。

抗氧化剂；器官移植；活性氧；预处理；机械灌注

缺血/再灌注损伤（IRI）是目前临床上常见的问题，特别是对移植器官。缺血/再灌注损伤不仅能诱发急性排斥反应、移植肾功能恢复延迟，甚至可加重慢性排斥反应。缺血/再灌注损伤直接导致内皮细胞和薄壁细胞的损伤，使血管通透性增加，产生大量的炎性因子及活性氧（ROS）。

氧化应激是体内氧化与抗氧化系统失衡，倾向于氧化，导致中性粒细胞炎性浸润，蛋白酶分泌增加，产生大量氧化中间产物，是参与IRI最常见的机制。目前已经证明缺血仅仅激活氧化应激反应，而再灌注过程导致大量活性氧的产生、补体系统的激活和炎症反应。大量实验证实，缺血的内皮细胞是活性氧的来源。而线粒体功能能障碍，中性粒细胞的激活，黄嘌呤氧化酶和NADPH氧化酶类在这个过程中发挥关键性作用。随后大量的活性氧引起细胞和组织的脂质、蛋白质和DNA损伤以致细胞凋亡和组织损伤。

活性氧的产生对于移植物损伤和受体的并发症具有重要关系。另外，边缘供体更容易受到氧化应激的影响，从而降低移植器官的利用率，加重器官短缺。为了减轻这种不良后果，大量的基础实验及临床试验正在研究氧化应激反应，针对整个移植过程，包括供体、移植物的保存和受体。近年来发现了一些新的处理方法可降低活性氧的产生，减轻缺血/再灌注损伤。因此，本文就目前在器官移植中的抗氧化方案的发展及相应的机制进行综述。

1 抗氧化处理对于捐献者

1.1 局部缺血预处理

局部缺血预处理（LIPC）是一个普遍接受的抗氧化治疗方法。经典缺血预处理，即在真正的缺血损伤发生前对该器官或组织提前给予一次短暂的亚致死性缺血损伤，以提高器官对随后缺血的耐受性，从而达到器官保护的作用。早在20世纪80年代，研究者发现缺血预处理能有效减轻缺血再灌注损伤。最近的一项研究表明，LIPC发生时可激活脂质氧化应激相关的转录因子，调节细胞氧化还原状态，抑制氧化损伤细胞组件，改变Ca2+的干扰，防止细胞核损伤和DNA碎片形成[1]。在随机临床试验中，对60例肝脏器官捐献者阻断肝脏血流10分钟作为预处理，观察是否获得IRI耐受，结果表明LIPC极大地提高了肝细胞对缺血及再灌注损伤的耐受性[2]。然而，相关研究并不能证明LIPC对减少肝脏部分切除手术并发症及减轻肝移植中缺血再灌损伤有明显效果[3-4]。这些有争议的结果，可能跟诱发LIPC的手段及缺血预处理的时间不同有关。此外，不同的器官、年龄、性别对于缺血的耐受性也不同。

1.2 氢预处理

在IRI中，氢在抗氧化系统中扮演着重要角色。低浓度H2O2预处理能减轻细胞的氧化损伤，抑制氧化损伤诱导的细胞凋亡，具有很好的抗氧化损伤和抗细胞凋亡的保护作用[5]。在重症监护室中，虽然机械通气（MV）常常用于支持捐献者生命，但也可以引起氧化应激和炎症反应，导致呼吸机肺损伤（VILI）和降低移植物生存率[6]。为了防止VILI发生，C.-S.Huang等研究表明，吸入低浓度氢能有效降低呼吸机肺损伤及炎症反应[7]。在肺移植中，氢预处理在肺组织再灌注期间可有效较少活性氧[8]。另外有文献报道：在肝脏移植前，使用浓度为2%的氢对供体预处理，可有效减轻肝脏IRI[9]。因此，氢预处理可能是一种有效的方法提高边缘器官的利用率。但对于氢吸入的最佳浓度目前还没具体方案。另一个研究显示，在慢性乙型肝炎患者中，富氢水（HRW）能够明显降低氧化应激反应及HBV-DNA复制率，从而改善肝功能[10]。因此，在不久的将来，可能会出现一些新型的富氢抗氧化物质用于边缘器官的保存及运输。

1.3 抗氧化酶及非酶类抗氧化剂的使用

在心脏死亡器官捐献过程中，将产生大量的活性氧，而这些活性氧将是影响移植物利用率的关键性因素。过氧化氢酶和SOD等抗氧化剂的使用能有效减轻氧化应激反应及缺血再灌注损伤。但是，在一些相关文献中认为，抗氧化酶无法穿过细胞膜屏障并在体内很快被消耗，原因在于血管内皮细胞上没有抗氧化酶相关的结合位点[11]。另外有文献认为，非酶类抗氧化剂，如N-乙酰半胱氨酸、姜黄素等，只能缓解轻微的氧化损伤，而在急性炎症反应及缺血再灌注损伤中的作用是有限的[12]。怎样提高抗氧化酶及非酶类抗氧化剂的生物利用度及疗效是我们面临的一个关键性问题。利用生物学技术，这个研究取得了一些进展。具有免疫识别的抗氧化酶在供体肺移植模型中的具体应用已被证明是一个有效的方法。以纳米技术为基础，将抗氧化酶与特定抗体结合，利用抗体与细胞表面特异性抗原识别及结合，使具有纳米尺度的抗氧化酶进入细胞内，从而减轻氧化应激反应。有研究表明，血小板内皮细胞粘附分子-1就是这样一个特定识别区域，将具有免疫靶向治疗的过氧化氢酶应用的猪的肺移植模型中，能明显改善肺的气体交换及微循环[13]。同样，具有免疫识别血小板内皮细胞粘附因子-1的超氧化物歧化酶也能够有效降低肺动脉内皮细胞的ROS损伤级别[14]。

2 抗氧化处理对于移植物

目前认为，移植物发生缺血是氧化应激反应最严重的时期，特别是在静态冷保存期间。而机械灌注及几种不同的保存技术能够有效减少移植物损伤。

2.1 机械灌注

目前，公民逝世后器官捐献已成为我国器官移植供器官的主要来源。然而，捐献器官本身可能存在功能受损以及较长时间的热缺血、冷缺血，导致IRI更为严重，明显影响移植预后。机械灌注越来越多地作为一种扩大器官来源和延长器官储存时间的有效方法。这项动态技术利用流动的灌流液不仅能够带走移植器官产生的代谢产物而且能够为移植物提供一定的营养及促使内皮细胞修复。因而可增加边缘器官的利用率及延长器官保存时间。但机械灌注受压力、灌流速度、氧合情况等参数综合影响，其广泛应用于临床还需大量多中心实验验证[15]。但低温机械灌注所诱发的冷损伤，如氧化应激损伤，也是不能忽视的。有关文献报道，灌流液温度在20℃时所产生的活性氧远远低于8℃及4℃[16]。在临床试验中也有相关报道，在肺移植中，常温机械灌注4小时比低温灌注4小时具有更好的生理稳定性[17]。另外，灌注液的成分也是影响氧化应激反应的一个重要因素。有文献报道，灌注液中含有一定数量的血细胞及短时间的供氧可有效减轻炎症反应及氧化应激[18]。但这其中的机制及氧的最佳浓度并没有相关报道。为了进一步减轻氧化应激损伤，往灌注液中加入尿激酶、抗氧化酶等其他成分可能是一个不错的方案。

2.2 聚合物保存液

针 对 传 统 的 UW（University of Wisconsin）保存液粘滞度大、钾离子含量高的缺点，国内外学者已对其进行了多种改良，其中聚乙二醇（Polyethylene Glycol，PEG）作为替代UW液中羟乙基淀粉（HES）的一种新型大分子物质，已在多种新型器官保存液中得到应用，对器官保存发挥了重要作用。目前，在以PEG为基础上新开发了几种新型的器官保存液，如Polysol和IGL-1保存液。

UW保存液应用于器官保存以来，移植器官的保存取得了较大进步，器官保存液也成为了绝大多数器官保存的金标准。该保存液所含的各种成分可有效减少缺血再灌注损伤，其中的羟乙基淀粉作为器官保存液中的重要胶体分子，在预防移植物间质水肿方面发挥了重要作用，但有研究表明羟乙基淀粉可增加器官保存液的黏滞度并易引起红细胞聚集，从而导致移植物内微循环障碍，影响保存效果[19]。在Polysol器官保存液中，PEG具有胶体共性，同时具有低粘滞性，其中包含维生素，氨基酸和氧自由基清除剂（包括别嘌呤醇，谷胱甘肽，维生素E，维生素C），具有很强的抗氧化能力。在大鼠部分肝脏移植中，Polysol保存液能够有效改善微循环，促进细胞再生，抑制细胞凋亡，从而提高部分肝脏移植成活率[20]。然而，一份临床研究报道，在9对亲属肾脏移植中，Polysol保存液组比UW保存液组的受者抗体介入更早，发生急性排斥反应率更高[21]。目前Polysol保存液中作用机制及不利因素并不是很明朗，需要各个实验中心共同努力。

IGL-1（Institute Georges Lopez-1）保存液具有粘滞度低 ，高钠，低钾等特点。IGL-1保存液已应用于胰腺、肾脏、肠和肝脏的静态冷藏。IGL-1保存液可通过AMPK和AKT两条途径激活内皮型一氧化氮合酶抑制内皮细胞功能紊乱和减轻移植物氧化应激反应。有文献报道，在肝脏保存中，IGL-1保存液能更有效的减轻缺血再灌注损伤[22]。但IGL-1保存液未能广泛应用于临床可能与其保存效果的不确定性有关。在一份临床研究报告中发现在肝脏移植中，IGL-1保存液组与UW保存液组比较，并没有降低肝移植术后出现的肝动脉血栓形成、移植肝脏无功能、胆道梗阻的发生率[23]。但IGL-1保存液减轻缺血再灌注机制较明确，且成本远低于UW保存液，因此仍具有一定的研究价值。

2.3 气体补充剂

在肝脏、肾脏、胰腺、骨髓、肺、肠移植等移植器官冷保存中，富含氢气的保存液具有抗氧化能力。相关文献报道，富氢保存液的抗氧化能力可能与其能够抑制高迁移率族蛋白B1释放或者清除氧自由基有关[24]。一方面，新型富氢UW液用于大鼠肾脏移植模型中发现，富氢UW液通过保护肾小管上皮细胞、抑制炎症反应能有效改善移植肾功能和延长大鼠存活率[25]。同样，在大鼠肠移植模型中，富氢UW液不仅能有效减轻移植物损伤，还能提高受者存活率。机制可能是富氢UW液能够减轻氧化应激反应[26]。此外，将富氢吸入剂与富氢保存液相结合，延长移植器官保存时间，提高受者生存率，这需要进一步的基础及临床研究。

NO是一种双原子气态信号分子，能够减轻超氧化物对组织的毒害和发生减轻炎症反应。另外，NO能够调节细胞内线粒体的能量代谢从而影响缺血再灌注期间活性氧的产生。有关文献报道， 在肝移植中，加氧灌注液中加入NO用于肝脏的灌注及冷保存，能明显较低肝脏的缺血再灌注损伤。其机制可能是减少了ET-I的释放[27]。另有文献报道，在心脏死亡器官捐献肺移植中，间接体内灌注含有NO能有效降低热缺血损伤，同时也能改善移植肺功能[28]。尽管NO在临床中已被用于治疗儿童急性呼吸窘迫综合征，但具体应用器官移植中还有待基础及临床研究。

CO也是一种气体信号分子，与血红蛋白辅基具有很高的亲和力。一份研究报告指出，含有CO的器官保存液能有效改善移植器官功能[29]。在另一份研究报告指出，在大鼠肾移植模型中，体内灌注含有CO的保存液能明显减轻氧化应激反应、提高受体生存率。其机制可能与CO与细胞色素P450紧密结合有关。H2S被认为是第三种气体信号分子，能够舒张血管平滑肌，抑制细胞凋亡，调节炎症反应，减轻氧化应激反应[30]。含有H2S的器官保存液是否具有同样的效果值得我们去研究。

3 抗氧化处理对于受者

3.1 远期缺血预处理

远期缺血预处理（remote ischemic postconditioning，RIPoC）是指在器官移植几个周期前通过预先处理远端肢体造成缺血现象，从而诱导出机体对缺血再灌注损伤产生耐受。远期缺血预处理后能抑制机体内NF-Bp65和丙二醛（MDA）表达，从而增强移植后移植物的抗氧化潜力。从基础研究到临床应用中，J.Wu等人研究中，每周夹闭受者暴露的髂外动脉5分钟后再恢复灌注，总共3个周期，结果提示远期缺血预处理能够改善移植术后移植肾功能早期恢复[31]。然而，有关文献报道，在肾脏或者肝脏移植的两个随机试验中，并没有得出类似的结论[32]。原因可能跟远程缺血预处理方法有关[33]。因此，远程缺血预处理仍然是一种简单、有效的方法减轻移植物缺血再灌注损伤。但这种方法需要预测器官捐献的时机，对于DCD（心脏死亡器官捐献）供体肯定不合适。另外，有研究提示远程缺血预处理应该发生在移植手术24小时之前[34]。但是无论是在基础研究或者临床试验对于缺血/再灌注时间及具体次数到目前为止没有达成共识。因此，制定一个共同的方案及远程缺血预处理潜在机制是两个重要的课题。

4 展望

原发性无功能、移植物功能恢复延迟、宿主抗移植物反应等并发症与氧化应激反应的发生密切相关，特别是在DCD供体中。本文分别对供体、移植物、受体相关抗氧化处理以提高移植物生存率和改善远期并发症进行综述。然而，氧化应激反应有关机制的不完善严重妨碍相关处理方法的运用。同时缺血预处理的利弊及程序的复杂性存在争议，但此方法在不久的将来仍可能被广泛运用于实验及临床。以上方法都需要大量的基础及临床试验去完善相关机制及指南。

静态冷藏在几十年前被认为是一种最佳的器官保存方法，但此方法并不一定适合目前边缘器官的保存。为了提高边缘器官利用率，新型器官保存液的研究与开发显得势在必行。综合运用抗氧化剂的方法可能比单纯在保存液中加入活性氧清除剂更有效。尽管常温机械灌注的抗氧化能力并不是很明确，但此方法值得深入研究。因此，建立标准的模型及统一的方案为抗氧化处理在基础及临床上运用是非常重要的。此外，针对供体、移植物和受体的局部抗氧化处理或者系统抗氧化处理潜在的不利因素也应该引起重视。

[1] TM Xue，LD Tao，J Zhang，et al.Intestinal ischemic preconditioning reduces liver ischemia reperfusion injury in rats[J].Molecular Medicine Reports，2016，13（3）：2511-2517. [2] A Amador，L Grande，J Mart，et al.Ischemic preconditioning in deceased donor liver transplantation：a prospective randomized clinical trial[J].American Journal of Transplantation，2006，7（9）：2180-2189.

[3] HA Zapata-Chavira，P Cordero-Perez A，Casillas-Ram rez，et al.Is ischemic preconditioning a useful therapeutic strategy in liver transplantation? Results from the first pilot study in Mexico[J].Archives of Medical Research，2015，6（4）：296-302.

[4] A Rodrlguez，P Taura，MI Garcla Domingo，et al.Hepatic cytoprotective effect of ischemic and anesthetic preconditioning before liver resection when using intermittent vascular inflow occlusion：a randomized clinical trial[J].Surgery，2015，157（2）：249-259.

[5] 陈旭光，唐俊明，张蕾，等.过氧化氢预处理对H9c2心肌细胞氧化应激损伤的保护作用[J].现代生物医学进展，2013，34：6615-6618，6656.

[6] A Chacon-Cabrera，Y Rojas，L Mart nez-Caro，et al. Influence of mechanical ventilation and sepsis on redox balance in diaphragm， myocardium，limb muscles， and lungs[J].Translational Research，2014，164（6）：477-495. [7] CS Huang，T Kawamura，S Lee，et al.Hydrogen inhalation ameliorates ventilator-induced lung injury[J].Critical Care，2010，14（6）：234-235.

[8] T Kawamura，CS Huang，N Tochigi，et al.Inhaled hydrogen gas therapy for prevention of lung transplant-induced ischemia/reperfusion injury in rats[J].Transplantation，2010，90（12）：1344-1351.

[9] CB Zhang，YC Tang，XJ Xu，et al.Wang.Hydrogen gas inhalation protects against liver ischemia/reperfusion injury by activating the NF-kB signaling pathway[J].Experimental and Therapeutic Medicine，2015，9（6）：2114-2120.

[10] C Xia，W Liu，D Zeng，et al.Effect of hydrogen-rich water on oxidative stress， liver function， and viral load in patients with chronic hepatitis B[J].Clinical and Translational Science，2013，6（5）：372-375.

[11] E Hood，E Simone，P Wattamwar，et al.Nanocarriers for vascular delivery of antioxidants[J].Nanomedicine，2011，6（7）：1257-1272.

[12] M Christofidou-Solomidou，VR Muzykantov.Antioxidant strategies in respiratory medicine[J].Treatments in Respiratory Medicine，2006，5（1）：47-78.

[13] G Preissler，F Loehe，IV Huff，et al.Targeted endothelial delivery of nanosized catalase immunoconjugates protects lung grafts donated after cardiac death[J].Transplantation，2011，92（4）：380-387.

[14] VV Shuvaev，J Han，KJ Yu，et al.PECAM-targeted delivery of SOD inhibits endothelial inflammatory response[J].The FASEB Journal，2011，25（1）：348-357.

[15] 中国医师协会器官移植分会，中华医学会外科学分会器官移植学组，中国肝移植注册中心科学委员会.中国移植器官保护专家共识[J/OL].器官移植，2016，7（5）：339-350.

[16] M Vairetti，A Ferrigno，F Carlucci，et al.Subnormothermic machine perfusion protects steatotic livers against preservation injury：a potential for donor pool increase[J]. Liver Transplantation，2009，15（1）：20-29.

[17] M Cypel，JC Yeung，L Mingyao，et al.Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation[J]. The New England Journal of Medicine，2011，364（15）：1431-1440.

[18] E Ozcinar，EN Okatan，E Tuncay，et al.Improvement of functional recovery of donor heart following cold static storage with doxycycline cardioplegia[J].Cardiovascular Toxicology，2014，14（1）：64-73.

[19] 赵闻雨.聚乙二醇在器官保存中的应用及作用机制[J].中华器官移植杂志，2009，30（4）：252-254.

[20] S Yagi，BM Doorschodt，M Afify，et al.Improved preservation and microcirculation with POLYSOL after partial liver transplantation in rats[J].Journal of Surgical Research，2011，167（2），375-383.

[21] JM Schreinemachers，FJ Bemelman，MM Idu，et al.First clinical experience with polysol solution：pilot study in living kidney transplantation[J].Transplantation Proceedings，2013，45（1）：38-45.

[22] D Tabka，M Bejaoui，J Javellaud，et al.Effects of institut georges lopez1 and celsior preservation solutions on livergraft injury[J].World Journal of Gastroenterology，2015，21（14）：4159-4168.

[23] F Dondero，C Paugam-Burtz，F Danjou，et al.A randomized study comparing IGL-1 to the university of Wisconsin preservation solution in liver transplantation[J]. Annals of Transplantation， 2010，15（4）：7-14.

[24] Y Liu，L Yang，K Tao，et al.Protective effects of hydrogen enriched saline on liver ischemia reperfusion injury by reducing oxidative stress and HMGB1 release[J].BMC Gastroenterology，2014（14）：12-13.

[25] T Abe，XK Li，K Yazawaetal.Hydrogen-rich universityof wisconsin solution attenuates renal cold ischemia-reperfusion injury[J].Transplantation，2012，94（1）：14-21.

[26] B M Buchholz，K Masutani，T Kawamura，et al. Hydrogenenriched preservation protects the isogeneic intestinal graft and amends recipient gastric function during transplantation[J].Transplantation，2011，92（9）：985-992.

[27] S Kageyama，S Yagi，H Tanaka，et al.Graft reconditioning with nitric oxide gas in rat liver transplantation from cardiac deathdonors[J].Transplantation，2014，97（6）：618-625.

[28] BM Dong，JB Abano，TM Egan.Nitric oxide ventilation of rat lungs from non-heart-beating donors improves posttransplant function[J].American Journal of Transplantation，2009，9（12）：2707-2715.

[29] KS Ozaki，J Yoshida，S Ueki，et al.Carbon monoxide inhibits apoptosis during cold storage and protects kidney grafts donated after cardiac death[J].Transplant International，2012，25（1）：107-117.

[30] CK Nicholson，JW Calvert.Hydrogen sulfide and ischemia-reperfusion injury[J].Pharmacological Research，2010，62（4）：289-297.

[31] WH Kim，JH Lee，JS Koetal.Effect of remote ischemic postconditioning on patients undergoing living donor liver transplantation[J].Liver Transplantation，2014，20（11）：1383-1392.

[32] WH Kim，JH Lee，GS Kim，et al.The effect of remote ischemic postconditioning on graft function in patients undergoing living donor kidney transplantation[J]. Transplantation，2014，98（5）：529-536.

[33] RC Daly，Y Topilsky，L Joyceetal.Combined heart and liver transplantation： protection of the cardiac graft from antibody rejection by initial liver implantation[J]. Transplantation，2013，95（2）：2-4.

[34] KE Wever，TP Menting，M Roversetal.Ischemic preconditioning in the animal kidney， a systematic review and meta analysis[J].PLoS ONE，2012，7（2）：32296.

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B

2095-0616（2016）21-224-05

2016-08-28）

▲通讯作者