RhoA/ROCK信号通路在糖尿病结肠动力障碍中的作用
2015-03-21孙晓萌汤玉蓉
孙晓萌 汤玉蓉 朱 滢 林 琳
糖尿病(DM)胃肠动力障碍是DM常见的并发症,严重影响患者的生活质量和降糖药物的作用,其发病机制涉及氧化应激[1]、肠神经元减少[2]、糖基化终末产物形成[3]、Cajal间质细胞减少[4]等多个方面。随着研究的深入,胃肠平滑肌肌源性因素在该病中的作用受到关注,越来越多的研究认为,平滑肌是维持胃肠运动的基础,胃肠动力性疾病的发生与平滑肌收缩性的改变密切相关,因此,胃肠平滑肌细胞(SMC)自身病变对该病的发生起关键作用。RhoA/ROCK信号通路在体内普遍存在,参与调节包括SMC在内的多种细胞的功能。最近,有关RhoA/ROCK信号通路在DM并发症中的作用成为研究热点。因此,本文拟探讨RhoA/ROCK信号通路在DM结肠动力障碍中的可能作用。
1 DM结肠动力障碍
DM是多病因多系统的代谢性疾病,约75%DM患者有胃肠症状,常见的有吞咽困难、早饱、恶心、腹泻、腹胀和便秘等,其中便秘是最常见的症状[5]。孔维等[6]采用直肠测压法分别测定 DM 伴便秘患者和正常健康者的肛门直肠压力以及直肠对容量刺激的感觉阈值,结果发现,与对照组相比较,DM伴便秘患者的静息压、最大自主收缩压和排便压无明显差异,推测DM便秘发病可能与结肠慢传输有关,DM伴便秘患者可能存在结肠动力障碍。DM结肠动力障碍的临床特点是结肠蠕动减慢、排空延迟,其中以左半结肠及直肠乙状结肠为著[7]。Touw等[8]分段检测DM大鼠结肠收缩性发现,与正常大鼠相比较,DM大鼠全结肠收缩性均明显减弱,尤以中段结肠收缩性减弱最为显著。
既往研究认为,DM自主神经病变是导致DM胃肠并发症的主要原因,Chandrasekharan等[1]研究发现DM结肠动力障碍与氧化应激增加及肠神经元减少有关。随着研究的深入,越来越多的证据显示DM结肠收缩性减弱与平滑肌自身病变密切相关。张亚萍等[9]通过对正常大鼠及DM大鼠结肠超微结构的研究发现,与正常大鼠相比较,DM大鼠结肠超微结构变化显著,尤以SMC和微血管最为明显,电镜下显示SMC排列紊乱,胞内可见较多较大的沿质膜分布的溶解性空泡,线粒体肿胀,空泡样变。此外,孙曼怡等[10-11]在研究DM结肠动力障碍与结肠平滑肌病变的关系时发现,DM大鼠结肠SMC凋亡较对照组显著增加、SMC数目明显减少,进一步证实了平滑肌肌源性因素在DM结肠动力障碍中的作用。以上研究提示SMC结构或数目的改变与其功能的改变密切相关,SMC病变很可能是DM胃肠动力障碍的病因之一。
2 RhoA/ROCK信号通路
2.1 RhoA与ROCK蛋白
Rho蛋白是一种小分子三磷酸鸟苷结合蛋白,目前已从哺乳动物中分离出20种Rho蛋白家族成员。Rho家族分为六个亚家族,其中研究较多的是RhoA、Rac1和Cdc42。RhoA分布于人体大多数细胞中,如具有收缩功能的心肌细胞、平滑肌细胞以及具有侵袭生长能力的肿瘤细胞等[12-14]。RhoA蛋白一般以与二磷酸鸟苷结合的非活化的Rho-GDP形式存在于细胞质中,在激动剂等细胞外刺激因素作用下,GDP转变为GTP,Rho-GDP因此活化为Rho-GTP,并且转移到细胞膜上。RhoA的功能即是通过这两种形式不断转换来实现其分子开关作用,调节细胞间的信号转导[15]。
ROCK是RhoA蛋白下游最主要的效应分子之一[16],是一种相对分子质量约为160 000的丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶,其分子结构包括氨基端的催化结构域、中间结合Rho的α卷曲螺旋结构域和羧基端的催化结构域以及Cys/His区。ROCK有ROCKⅠ和ROCKⅡ两种异构体,两者分布广泛,在各种组织中均有表达,其中ROCKⅠ主要在非神经组织中表达,在大脑中几乎不表达;而ROCKⅡ主要在大脑、脊髓等神经系统表达[17]。
RhoA/ROCK信号通路参与调节细胞的多种功能,包括应力纤维和黏着斑的形成、细胞骨架的重组、细胞的分化、基因的表达和细胞凋亡等。RhoA/ROCK信号通路激活对于不同组织的细胞可能产生不同的效应,其中对平滑肌组织的生物学效应主要是调节SMC收缩。
2.2 RhoA/ROCK通路与SMC收缩
SMC的收缩是一个复杂的事件,其调节机制尚未完全阐明。公认的经典途径是钙依赖性机制,即各种刺激导致细胞内钙离子浓度增加,钙离子与钙调蛋白结合,进而激活钙离子/钙调蛋白依赖的肌球蛋白轻链激酶(MLCK),激活的MLCK进一步磷酸化肌球蛋白轻链(MLC),促进肌动蛋白和肌球蛋白之间的横桥周期,导致SMC收缩[18]。
目前认为,SMC收缩除了受细胞内钙离子浓度的影响外,还受到非钙依赖性机制的调节,即钙敏化机制。研究表明,钙敏化机制对维持SMC收缩有重要作用,近年来已成为研究热点。MLC的磷酸化水平是决定SMC收缩的一个关键因素,其磷酸化水平除受到MLCK的正向调控外,还受到非钙离子依赖性的肌球蛋白轻链磷酸酶(MLCP)的负向调控,MLCP促使已磷酸化的MLC去磷酸化,引起平滑肌舒张。钙敏化机制主要就是通过抑制MLCP活性使MLC磷酸化增加,导致平滑肌收缩增强,即通过抑制MLCP活性使平滑肌收缩或调节装置对钙离子的敏感性增加。研究显示,这种钙敏化机制主要是通过三聚体G蛋白,RhoA及其下游效应分子ROCK介导的。
MLCP是由一个相对分子质量为38 000的催化亚基、一个130 000的MLC结合亚基MYPT1和一个21 000功能尚不清楚的亚基共同组成。MLCP是ROCK最主要的底物之一,活化的ROCK可以与MLCP调节亚单位MYPT1结合,使其Thr-853和Thr-696位点发生磷酸化而导致MLCP失活,引起MLC磷酸化水平增加、平滑肌收缩增强。同时,ROCK也可以直接磷酸化MLC,促进平滑肌收缩。但在生理状态下,钙敏化机制主要是由ROCK所介导的MLCP失活来调节的[19]。研究发现,糖皮质激素可通过抑制RhoA信号来减轻支气管平滑肌的收缩,进而抑制过敏性支气管哮喘时的气管高反应性[20]。此外,应用ROCK抑制剂可减弱苯肾上腺素诱导的血管收缩[21]。以上研究均表明RhoA/ROCK信号通路与平滑肌收缩密切相关。
3 RhoA/ROCK通路与DM结肠动力障碍
研究表明,高血糖可引起一系列代谢紊乱,如氧化应激、糖基化末产物的形成等[22-24]。近年来的研究发现,高血糖也可以诱导多种器官组织中RhoA/ROCK信号通路活性异常,参与DM多种并发症的发生发展。研究证实,RhoA/ROCK信号通路在DM心肌收缩功能障碍中有重要作用。诱导型一氧化氮合成酶可以上调RhoA蛋白表达,导致下游效应分子ROCK激活,活化的ROCK进一步激活LIM 激酶,最终引起DM 心肌功能障碍[25]。此外,RhoA/ROCK信号通路也可以通过直接磷酸化,激活蛋白激酶C,并且与PDK-1/AKT信号通路相互作用而参与DM 心肌病变[26]。研究表明,RhoA/ROCK信号通路除了参与血管平滑肌的收缩,还与病理状态下的血管SMC增殖和迁移有关[27]。
目前,RhoA/ROCK信号通路与DM并发症的机制研究主要集中在心血管、肾脏、视网膜以及神经系统等方面,而在DM胃肠病变中的研究较少。平滑肌是维持胃肠运动的基础,胃肠动力性疾病的发生与平滑肌收缩性的改变密切相关。RhoA/ROCK信号通路是非钙离子依赖途径调节平滑肌收缩的主要途径之一。研究表明,RhoA/ROCK信号通路是调节血管平滑肌收缩的主要途径,可控制细胞迁移、增殖、分化、凋亡、存活和基因转录[28]。Bhetwal等[29]在探讨DM大鼠胃平滑肌功能障碍导致DM胃轻瘫的具体机制时发现,与对照组相比较,DM大鼠胃平滑肌组织中ROCK的表达减少,同时DM大鼠胃平滑肌组织中MYPT1的磷酸化水平也减少,提示DM胃轻瘫与RhoA/ROCK信号通路被抑制有关。此外,Ohama等[30]在探讨炎症性肠病(IBD)肠运动功能紊乱的机制时也发现,钙敏感蛋白MYPT1是导致IBD肠平滑肌收缩性减弱的关键分子之一。ROCK是通过磷酸化MYPT1来抑制 MLCP活性、调控平滑肌收缩的,因此,MYPT1的磷酸化水平常用来反映平滑肌收缩的程度。上述研究结果提示,RhoA/ROCK信号通路抑制与病理性胃肠平滑肌收缩性减弱密切相关。但是,目前尚未有该钙敏化通路中相关蛋白的表达或者活性改变与DM结肠动力障碍关系的研究报道。高血糖是否可改变结肠平滑肌组织RhoA/ROCK信号通路的活性,高血糖是否通过与DM心肌等病变相似的病理机制导致DM胃肠病变等问题尚需进一步探索。
4 小结
大量研究证实RhoA/ROCK信号通路参与多种平滑肌病变相关疾病(如哮喘、高血压等)。然而,该通路在DM胃肠平滑肌病变中的作用以及该信号通路与其他信号通路的交叉调节等许多方面尚不明确。探讨RhoA/ROCK信号通路在DM结肠平滑肌病变中的作用,对于阐明DM结肠动力障碍的发生机制和建立新的治疗策略具有深远意义。
1 Chandrasekharan B,Anitha M,Blatt R,et al.Colonic motor dysfunction in human diabetes is associated with enteric neuronal loss and increased oxidative stress.Neurogastroenterol Motil,2011,23:131-138,e126.
2 Furlan MM, Molinari SL, Miranda Neto MH.Morphoquantitative effects of acute diabetes on the myenteric neurons of the proximal colon of adult rats.Arq Neuropsiquiatr,2002,60:576-581.
3 Jeyabal PV,Kumar R,Gangula PR,et al.Inhibitors of advanced glycation end-products prevent loss of enteric neuronal nitric oxide synthase in diabetic rats.Neurogastroenterol Motil,2008,20:253-261.
4 Yamamoto T,Watabe K,Nakahara M,et al.Disturbed gastrointestinal motility and decreased interstitial cells of Cajal in diabetic db/db mice.J Gastroenterol Hepatol,2008,23:660-667.
5 Bytzer P,Talley NJ,Hammer J,et al.GI symptoms in diabetes mellitus are associated with both poor glycemic control and diabetic complications.Am J Gastroenterol,2002,97:604-611.
6 孔维,孙侃,朱曙光,等.糖尿病便秘患者肛门直肠动力学的研究.中国实用内科杂志,2006,15:1183-1102.
7 Jung HK,Kim DY,Moon IH,et al.Colonic transit time in diabetic patients-comparison with healthy subject and the effect of autonomic neuropathy.Yonsei Med J,2003,44:265-272.
8 Touw K,Chakraborty S,Zhang W,et al.Altered calcium signaling in colonic smooth muscle of type 1 diabetic mice.Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol,2012,302:G66-G76.
9 张亚萍,高革,张宽学,等.糖尿病胃肠功能紊乱模型胃肠道超微结构变化的研究.临床消化病杂志,2002,14:150-152.
10 孙曼怡,刘燕,冯凭.糖尿病结肠动力障碍大鼠远端结肠平滑肌细胞bax、bcl-2及caspase-3的表达.郑州大学学报:医学版,2012,47:344-347.
11 孙曼怡,刘燕,冯凭.糖尿病结肠动力障碍近端结肠平滑肌细胞相关凋亡基因表达的研究.天津医药,2011,39:448-451.
12 Lim SM,Kreipe BA,Trzeciakowski J,et al.Extracellular matrix effect on RhoA signaling modulation in vascular smooth muscle cells.Exp Cell Res,2010,316:2833-2848.
13 Ikeda S,Satoh K,Kikuchi N,et al.Crucial role of rho-kinase in pressure overload-induced right ventricular hypertrophy and dysfunction in mice.Arterioscler Thromb Vasc Biol,2014,34:1260-1271.
14 Li B,Antonyak MA,Zhang J,et al.RhoA triggers a specific signaling pathway that generates transforming microvesicles in cancer cells.Oncogene,2012,31:4740-4749.
15 Narumiya S,Yasuda S.Rho GTPases in animal cell mitosis.Curr Opin Cell Biol,2006,18:199-205.
16 Bustelo XR,Sauzeau V,Berenjeno IM.GTP-binding proteins of the Rho/Rac family:regulation,effectors and functions in vivo.Bioessays,2007,29:356-370.
17 Nunes KP,Rigsby CS,Webb RC.RhoA/Rho-kinase and vascular diseases:what is the link?Cell Mol Life Sci,2010,67:3823-3836.
18 Hu W,Feng P.Myosin light chain kinase is involved in the mechanism of gastrointestinal dysfunction in diabetic rats.Dig Dis Sci,2012,57:1197-1202.
19 Somlyo AP,Somlyo AV.Ca2+sensitivity of smooth muscle and nonmuscle myosinⅡ:modulated by G proteins,kinases,and myosin phosphatase.Physiol Rev,2003,83:1325-1358.
20 Yoshihiko C,Kuko G,Mayu H,et al.Glucocorticoids ameliorate antigen-induced bronchial smooth muscle hyperresponsiveness by inhibiting upregulation of RhoA in rats.J Pharmacol Sci,2008,106:615-625.
21 Chitaley K,Webb RC.Nitric oxide induces dilation of rat aorta via inhibition of rho-kinase signaling.Hypertension,2002,39:438-442.
22 Garay-Sevilla ME,Regalado JC,Malacara JM,et al.Advanced glycosylation end products in skin,serum,saliva and urine and its association with complications of patients with type 2 diabetes mellitus.J Endocrinol Invest,2005,28:223-230.
23 Basta G,Schmidt AM,De Caterina R.Advanced glycation end products and vascular inflammation:implications for accelerated atherosclerosis in diabetes.Cardiovasc Res,2004,63:582-592.
24 Roehrs M,Figueiredo CG,Zanchi MM,et al.Bixin and norbixin have opposite effects on glycemia,lipidemia,and oxidative stress in streptozotocin-induced diabetic rats.Int J Endocrinol,2014:839095.
25 Soliman H,Craig GP,Nagareddy P,et al.Role of inducible nitric oxide synthase in induction of RhoA expression in hearts from diabetic rats.Cardiovasc Res,2008,79:322-330.
26 Lin G,Brownsey RW,Macleod KM.Complex regulation of PKCb2 and PDK-1/AKT by ROCK2 in diabetic heart.PLoS One,2014,9:e86520.
27 Mukai Y,Shimokawa H,Matoba T,et al.Involvement of Rho kinase in hypertensive vascular disease:a novel therapeutic target in hypertension.FASEB J,2001,15:1062-1064.
28 Loirand G,Guerin P,Pacaud P.Rho kinases in cardiovascular physiology and pathophysiology.Circulation Research,2006,98:322-334.
29 Bhetwal BP,An C,Baker SA,et al.Impaired contractile responses and altered expression and phosphorylation of Ca2+sensitization proteins in gastric antrum smooth muscles from ob/ob mice.J Muscle Res Cell Motil,2013,34:137-149.
30 Ohama T,Hori M,Sato K,et al.Chronic treatment with interleukin-1βattenuates contractions by decreasing the activities of CPI-17 and MYPT-1in intestinal smooth muscle.J Biol Chem,2003,278:48794-48804.