皮瓣移植术后缺血再灌注损伤病理生理机制的研究现状

冯康虎，方鹏飞，侯召权

（1.甘肃省中医院，甘肃兰州730050；2.甘肃省中医院白银分院，甘肃白银730900；

3.甘肃中医药大学，甘肃兰州730000）

皮瓣移植术后缺血再灌注损伤病理生理机制的研究现状

冯康虎1，方鹏飞2，侯召权3

（1.甘肃省中医院，甘肃兰州730050；2.甘肃省中医院白银分院，甘肃白银730900；

3.甘肃中医药大学，甘肃兰州730000）

缺血再灌注损伤发生在组织血循环建立之后，血循环阻断后自由基在组织内快速聚集，造成内皮细胞损伤，内皮肿胀，血流再次灌注时毛细血管通透性增强，产生大量氧化物。其发病过程包括继发性缺血，活性氧类的产生，中性粒细胞大量聚集，一氧化氮的消耗，细胞凋亡等。近年来，在整形外科、创伤显微外科领域，缺血再灌注损伤问题逐渐成为研究热点。本文对皮瓣移植术后缺血再灌注损伤病理生理机制进行综述。

缺血再灌注；活性氧；一氧化氮；超氧化物歧化酶；细胞凋亡

皮瓣成活率与微血管开放数、口径及血流速度呈正比。而微循环状态与激光多普勒血流量测定、病理组织学变化，以及活体皮瓣成活率呈正相关［1］。缺血再灌注（Ischaemi-reperfusion，I-R）损伤发生在皮瓣血循环建立之后，皮瓣血循环阻断后自由基在皮瓣内快速聚集，造成内皮细胞损伤，内皮肿胀，血流再次灌注时毛细血管通透性增强。皮肤和皮下组织相对来说较耐受缺血再灌注损伤，一般可以耐受≥6小时的暖缺血或时间更长的冷缺血。肌肉组织不耐受缺血性损伤，3个小时暖缺血后便会发生不可逆的转变。

动脉缺血是组织区域血流量不足的一个特定因素［2］，组织缺血周期超过耐受极限，炎症会向坏死结果发展。此外，再灌注后，一系列的病理生理变化也会导致组织损伤发生［3］。大量临床病例面临因缺血再灌注导致不同器官系统损伤，也会使并发症发生率升高、住院时间延长、医疗费用增加。另外，I-R损伤也是移植组织或器官功能障碍的重要原因，使得移植器官功能衰竭和急、慢性排斥反应发生率较高［4］。游离皮瓣转移重建手术是一种特定的移植类型，是自体移植的一种形式，将组织转移到病人身体的另一部位，移植成功率为90%～95%［5］。但是，即使手术成功的病人，也有一小部分出现术后I-R损伤的迹象。有时甚至引起创伤病人部分或完全皮瓣损失。自体移植不同于其他类型移植，不发生免疫学排斥反应。因此，皮瓣移植术后是研究I-R损伤的理想模式。

1　继发性缺血

皮瓣移植术后，I-R总是发生于从一个区域移植到另一个区域的游离皮瓣，且不能预防，该机制被称为原发性缺血。任何循环损害导致的I-R均可视为继发性缺血。继发性缺血通常是由手术操作不熟练造成的。继发性缺血应与两个不同类型的缺血区别：第一个是远端缺血，常由于损伤太大丧失血液供应［6］。第二个是由血管吻合故障引起的缺血。因吻合故障导致手术后皮瓣坏死的发病率为1%～5%［7］，最常见的原因是血栓形成。其他可能的原因是受区血管质量差，受区预先存在疾病、供体血管动脉粥样硬化或全身性问题，如低血压或血液高凝状态［8］。吻合故障还可能造成的后果是血管外部机械压缩，例如扭曲的血管、血肿、过高张力的伤口缝合或压缩。以前的淋巴结清扫术、辐射治疗和术后血肿已被证明是吻合失败的危险因素［7］。

动脉和静脉闭塞可导致皮瓣损伤，其中以静脉闭塞更为常见。应当注意的是，静脉闭塞引起更多的组织损伤，进而导致动脉闭塞［6］。皮瓣缺血一般可通过动、静脉血流信号或皮肤颜色来识别，但这些变化并不明显。缺血性损伤会导致部分皮瓣坏死，有时甚至造成整个皮瓣损失［9］。继发性缺血对皮瓣造成的危害更甚于原发性缺血。动物研究已证实，比起原发性缺血，皮瓣对继发性缺血的耐受性更差。然而，继发性缺血并不能预防。因此，在减少组织损伤的同时，还应努力提高显微外科医生的操作水平，减少继发性I-R损伤。

2　活性氧类的产生

组织缺血，特别是再灌注后，活性氧类（ROS）产生［10］。ROS包括超氧阴离子、自由基和过氧化物，能够启动I-R损伤［11］。ROS有两个不同的来源：黄嘌呤氧化酶系统的内皮细胞和烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸（NADPH）氧化酶系统中的嗜中性粒细胞［6～9］。活性氧形成于再灌注过程，能够引起一系列变化，影响微循环，例如，内皮细胞肿胀、血管收缩、毛细血管通透性增加。这些机制已被动物实验所证实。皮瓣缺血由显著的黄嘌呤氧化酶系统监管，该系统可能是ROS产生的主要来源，通常发生在缺血期间［12］。这些发生在大多数随意皮瓣移植术中的正向调节在皮肤免疫反应期间尤为重要［13］。别嘌呤醇的系统性调控抑制黄嘌呤氧化酶系统，减少活性氧形成，显著提高大鼠皮瓣的存活率。抗氧化剂是具有该能力的化合物，它可以中和活性氧，防止组织损伤。一部分抗氧化剂为内源性的，由体内产生（例如谷胱甘肽、泛醇、尿酸），而其他的则通过饮食提供，即外源性抗氧化剂（例如维生素C和E、脂肪酸、核黄素、类胡萝卜素）。抗氧化剂可以防止组织损伤，中和或减少ROS产生。众所周知，氧化应激正向调节内源性抗氧化剂在体内产生［14］。然而，再灌注期间，许多ROS在较短时间内生成，从而促进抗氧化系统生成［15］。抗氧化剂浓度在体内快速衰退。在I-R中的抗氧化剂水平表明，出现这种情况可能受益于抗氧化剂治疗［16］。从文献中已知，I-R发生之前或发生期间一直存在抗氧化剂的调控保护作用，并改善身体器官功能［17］。

动物研究显示，不同的抗氧化剂调控皮肤功能，提高皮瓣生存率。例如，谷胱甘肽（GSH）是最重要的一个抗氧化剂，可以避免身体出现氧化应激反应。在大鼠皮瓣的研究中，GSH水平在I-R后显著低于对照组，而抑制内源性谷胱甘肽产生，则会加重I-R引起的组织损伤。此外，I-R前GSH心脏给药可减轻心肌损害。其他抗氧化剂，如超氧化物歧化酶（SOD）、二甲基亚砜（DMSO）、维生素C（抗坏血酸）和E已被用来防止组织损伤。大鼠研究表明，在缺血预治疗中利用DMSO的抗氧化作用能将初级缺血时间显著缩短，维生素C也显示出较强的抗氧化作用［18］。在大鼠腹部皮瓣模型中，维生素C灌注能显著提升皮瓣存活率。Aydogan等［11］发现，外科皮瓣缺血诱导（Ischaemia-induced）坏死的风险是维生素C减少。Sumer等［18］连续10天把DMSO溶液喷洒在皮瓣手术区，皮瓣坏死面积治疗组比对照组显著减少。许多抗氧化剂，如维生素C和E、超氧化物歧化酶、DMSO、GSH、CAPE，已被证实能够有效减少I-R损伤。但该机制对I-R损伤并不具备特异性，因此，应用抗氧化剂可能仅在人类中有效。

3　中性粒细胞大量聚集

I-R损伤还有一个重要表现是大量聚集的中性粒细胞［19］。白细胞外渗是一个多步骤的过程，ROS的形成有助于趋化和激活黏附分子，导致中性粒细胞浸润［20］。白细胞外渗的过程被分成3个步骤：滚动、黏附和迁移。刺激白细胞与内皮滚动接触。接下来，白细胞牢牢黏附于内皮，最后迁移进入组织。缺血皮瓣内被证实有大量中性粒细胞浸润。髓过氧化物酶（MPO）是具有特定活性的嗜中性粒细胞，被广泛用作酶标记中性粒细胞浸润程度。在大鼠研究中，坏死的皮瓣组织内表现出比存活皮瓣组织更高的髓过氧化物酶活性。嗜中性粒细胞参与炎症反应，其通过NADPH氧化酶产生的自由基在呼吸系统中破裂［21］。抑制嗜中性粒细胞活性能够减少自由基产生的数量，并减轻I-R损伤程度。预处理中使用免疫药物能显著减少中性粒细胞浸润，提高皮瓣成活率。因此，这也可能是预防缺血再灌注损伤的关键。

4　一氧化氮（NO）的消耗

I-R的第四个重要机制是耗尽NO。L-精氨酸（L-arginine）是一种氨基酸，具有免疫刺激效应和分解代谢作用，能提高病人的伤口愈合和免疫功能。L-精氨酸是前体（以前称为内皮源性舒张因素），内皮细胞和神经元中的L-精氨酸通过NO合酶（NOS）转化成NO。NO被认为在I-R损伤中起保护作用，其通过调节血管张力抑制血小板聚集和黏附，抑制白细胞黏附于内皮，清除自由基，维持正常血管通透性，抑制平滑肌细胞增殖，增强免疫系统功能，降低对内皮细胞的刺激，防止I-R对组织的损伤。然而，NO也可能加重I-R损伤，这也许是NOS生成原生型NOS和诱导型一氧化氮合酶（iNOS）不同亚型的结果［22］。iNOS的出现有助于I-R损伤的进一步发展。它可与氧自由基进行化学反应，形成过氧亚硝酸盐（Oxygen nitrite），产生过氧化脂肪，从而导致额外的再灌注通过增加自由基产生损伤。缺血时iNOS的产生促进组织损伤和坏死，而原生型NOS的产生，会抑制血小板聚集、黏附，抑制中性粒细胞浸润，从而发挥保护作用［23］。然而，在初始缺血期，原生型NOS产生高浓度NO，导致其前体局部耗竭［24］。因此，NO不再由内皮和游离氧生成，而由自由基产生，而其产物也不再是NO［25］。这也是再灌注期间产生70%的氧自由基的原因。由于血管收缩，NO浓度降低，毛细血管中性粒细胞和血栓形成堵塞微循环。L-精氨酸可能有助于提高原生型NOS水平，从而支持微循环并提高皮瓣活力［26］。Mittermayr等［24］使用NO供体尝试改善皮瓣活力，并获得了成功。在I-R损伤中L-精氨酸/NO代谢的确切作用目前还不清楚，但有更多的证据证明L-精氨酸和NO具有保护作用。

5　细胞凋亡

I-R的最后一个重要特点是细胞凋亡（Cell Apoptosis）。细胞凋亡是一个积极调控细胞死亡的机制，其特点是跨核小体DNA碎片，发生在凋亡过程相对较晚期。细胞凋亡的功能是去除多余细胞，并清理开发组织碎片或受损细胞。细胞凋亡的过程是可逆的。坏死实际上是细胞在非调节的炎症特征中的一个死亡过程［27］。凋亡和坏死最初被认为是完全不同的两个实体。然而，它们的演化机制却十分相似。再灌注的标志是炎症和细胞内容物释放，同时有细胞坏死过程。然而，细胞凋亡显示出I-R损伤显著促进细胞死亡。再灌注ROS损伤细胞DNA和线粒体，而后两者又是强大的细胞凋亡诱导剂，半胱氨酸蛋白酶级联被激活，导致了与细胞凋亡有关的变化，例如，形态变化、细胞收缩。值得注意的是，细胞凋亡时不会发生膜溶解或炎症。大鼠研究证实了细胞凋亡的作用，在皮瓣移植术后用蛋白酶抑制剂进行预处理，缺血时间显著延长。缺血持续时间越长或在其后发生再灌注，则细胞凋亡的表现越明显。目前还不清楚组织坏死或细胞凋亡是否是I-R损伤后细胞死亡的主要类型，也有可能是凋亡过程不能完成由此转变为不完全性坏死。已明确的是，延迟或抑制去除凋亡细胞的吞噬细胞，会产生二次数小时内的坏死，这一发现支持肝I-R损伤的研究，表明第一小时再灌注的凋亡细胞数目显著增加。然而，细胞凋亡的总量可能＜5%。另外，坏死部分在再灌注期间逐渐增大，并且似乎是细胞的主要死亡模式。

总之，组织缺血性再灌注损伤是多种疾病共有的病理生理机制，目前对其研究较多，但缺乏对创伤外科、皮瓣移植术后的针对性研究。缺血再灌注损伤的病理生理机制较为复杂，目前缺乏较权威的实验研究结果，需要进行深入及详细探讨，为临床降低皮瓣坏死率提供理论依据。

［1］罗力生，高建华.移植皮瓣的微循环研究［J］.中华显微外科杂志，1997，20（3）：207-209.

［2］Arslan E，Basterzi Y，Aksoy A，et al.The additive effects ofcarnitine and ascorbic acid on distally burned dorsal skin flap in rats［J］.Med Sci Monit，2005（11）：176-180.

［3］Cetin C，Kose A A，Aral E，et al.Protective effect of fucoidin（a neutrophil rolling inhibitor）on ischemia reperfusion injury：experimental study in rat epigastric island flaps［J］.Ann Plast Surg，2001（47）：540-546.

［4］Kuo Y R，Wang F S，Jeng S F，et al.Nitrosoglutathione promotes flap survival via suppression of reperfusion injury-induced superoxide and inducible nitric oxide synthase induction［J］.J Trauma，2004（57）：1025-1031.［5］Harder Y，Amon M，Laschke M W，et al.An old dream revitalised：preconditioning strategies to protect surgical flaps from critical ischaemia and ischaemia-reperfusion injury［J］.J Plast Reconstr Aesthet Surg，2008（61）：503-511.

［6］Siemionow M，Arslan E.Ischemia/reperfusion injury：a review in relation to free tissue transfers［J］.Microsurgery，2004（24）：468-475.

［7］Nahabedian M Y，Momen B，Manson P N.Factors associated with anastomotic failure after microvascular reconstruction of the breast［J］.Plast Reconstr Surg，2004（114）：74-82.

［8］Yoshida W B，Campos E B.Ischemia and reperfusion in skin flaps：effects of mannitol and vitamin C in reducing necrosis area in a rat experimental model［J］.Acta CI-R Bras，2005（20）：358-363.

［9］Kroll S S.Fat necrosis in free transverse rectus abdominis myocutaneous and deep inferior epigastric perforator flaps［J］.Plast Reconstr Surg，2000（106）：576-583.

［10］Ozmen S，Ayhan S，DemI-R Y，et al.Impact of gradual blood flow increase on ischaemia-reperfusion injury in the rat cremaster microcI-Rculation model［J］.J Plast Reconstr Aesthet Surg，2008（61）：939-948.

［11］Aydogan H，Gurlek A，Parlakpinar H，et al.Beneficial effects of caffeic acid phenethyl ester（CAPE）on the ischaemia-reperfusion injury in rat skin flaps［J］.J Plast Reconstr Aesthet Surg，2007（60）：563-568.

［12］Kakita T，Suzuki M，Takeuchi H，et al.Significance of xanthine oxidase in the production of intracellular oxygen radicals in an in-vitro hypoxiareoxygenation model［J］.J Hepatobiliary Pancreat Surg，2002（9）：249-255.［13］Nakai K，Kadiiska M B，Jiang J J，et al.Free radical production requi-Res both inducible nitric oxide synthase and xanthine oxidase in LPS-treated skin［J］.Proc Natl Acad Sci USA，2006（103）：4616-4621.

［14］Coban Y K，Kurutas E B，CI-Ralik H.Ischemia-reperfusion injury of adipofascial tissue：an experimental study evaluating early histologic and biochemical alterations in rats［J］.Mediators Inflamm，2005（2005）：304-308.

［15］Chew B P，Park J S.Carotenoid action on the immune response［J］.J Nutr，2004（134）：257-261.

［16］RamI-Res P R，Ji L L.Glutathione supplementation and training increases myocardial resistance to ischemia-reperfusion in vivo［J］.Am J Physiol Heart CI-Rc Physiol，2001（281）：679-688.

［17］De Celle T，Heeringa P，Strzelecka A E，et al.Sustained protective effects of 7-monohydroxyethylrutoside in an in vivo model of cardiac ischemia-reperfusion［J］.Eur J Pharmacol，2004（494）：205-212.

［18］Sumer B D，Gastman B R，Gao F，et al.Caspase inhibition enhances ischemic tolerance of fasciocutaneous flaps［J］.Laryngoscope，2005（115）：1358-1361.

［19］Jaeschke H.Molecular mechanisms of hepatic ischemia-reperfusion injury and preconditioning［J］.Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol，2003（284）：15-26.

［20］De Vries B，Kohl J，Leclercq W K，et al.Complement factor C5a mediates renal ischemia-reperfusion injury independent from neutrophils［J］.J Immunol，2003（170）：3883-3889.

［21］Askar I，Oktay M F，Gurlek A，et al.Protective effects of some antineoplastic agents on ischemia-reperfusion injury in epigastric island skin flaps［J］.Microsurgery，2006（26）：193-199.

［22］Kim E K，Hong J P.The effect of recombinant human erythropoietin on ischemia-reperfusion injury：an experimental study in a rat TRAM flap model［J］.Plast Reconstr Surg，2007（120）：1774-1781.

［23］Kuo Y R，Wang F S，Jeng S F，et al.Nitrosoglutathione improves blood perfusion and flap survival by suppressing iNOS but protecting cNOS expression in the flap vessels after ischemia/reperfusion injury［J］.Surgery，2004（135）：437-446.

［24］Mittermayr R，Valentini D，Fitzal F，et al.Protective effect of a novel NO-donor on ischemia/reperfusion injury in a rat epigastric flap model［J］. Wound RepaI-R Regen，2003（11）：3-10.

［25］Nanobashvili J，Neumayer C，Fuegl A，et al.Combined L-arginine and antioxidative vitamin treatment mollifies ischemia-reperfusion injury of skeletal muscle［J］.J Vasc Surg，2004（39）：868-877.

［26］Scarabelli T M，Gottlieb R A.Functional and clinical repercussions of myocyte apoptosis in the multifaceted damage by ischemia/reperfusion injury：old and new concepts after 10 years of contributions［J］.Cell Death Differ，2004，11（2）：144-152.

［27］Jaeschke H.Reperfusion injury after warm ischemia or cold storage of the liver：role of apoptotic cell death［J］.Transplant Proc，2002（34）：2656-2658.

R622+.1

A

1671-1246（2015）23-0151-03

注：本文系甘肃省自然科技基金计划（1212RJZA086）