黄金鲫肠道和肝胰脏对添加植酸酶的全植物蛋白饲料钙磷离体消化率的影响

2015-01-21丛林梅王桂芹

饲料工业 2015年18期

■丛林梅李萌王桂芹

（吉林农业大学动物科学技术学院，吉林长春 130118）

由于动物性蛋白源的紧缺和价格的提升，如何节约动物性蛋白源，减轻集约化养殖对水体的负担，已成为水产养殖业和饲料加工业的研究热点。植物性蛋白源的替代可以很好地解决这个问题，但是植物性蛋白源中含有的植酸和植酸磷较多，植物性饲料中所含的植酸磷几乎不能被鱼体消化利用，大部分随粪便排出而损失。植酸盐中的磷通过螯合作用可降低鱼类对钙、锌、锰、铁、钾以及蛋白质等的利用率。鱼类对植酸磷的利用依赖于可将植酸盐分解的植酸酶的存在。但在鱼体内天然存在的这种酶含量几乎没有，因而鱼体本身并不能利用植酸磷[1]。外源植酸酶的添加可以很好地解决这个问题，植酸酶可以将植酸磷分解，这样不仅解决了植酸不能被鱼体利用的难题，还可以释放更多的磷，起到节约磷源的作用。

由于不同种鱼的消化道和消化能力不同，不同的饲料原料具有不同的化学结构和组成，所以鱼类对各种饲料有不同的消化能力[2]。现阶段对鱼类离体消化的研究主要集中在不同食性的鱼种，比如铜鱼（Brass gudgeon）[3]、兰州鲇（Silurus lanzhouensis）[4]等，不同饲料原料的蛋白质消化率[5]、不同加工工艺对干物质和脂肪的消化率的影响[6]以及添加植酸酶对禽类和生长猪钙、磷离体消化率的研究已有报道[1，7]。与体内的表观消化率测定方法相比，离体消化的方法测定植物性饲料有效钙、磷含量的方法具有快速、简便又相对准确的优点。由于植物性饲料中的植酸含量相对较高，钙的生物学效价相对较低[8]，同时钙的添加在饲料配制上所占成本较低，一般都认为植物性饲料钙有效率的评定意义不大，因此也造成目前少有这方面的报道。利用鱼肠道的粗酶提取液测定其对添加不同剂量植酸酶饲料的钙、磷离体消化率，并以此作为评价饲料添加植酸酶前后其生物利用率高低的依据，为植酸酶在黄金鲫配合饲料中的应用提供参考。

1 材料与方法

1.1 试验材料

试验用黄金鲫幼鱼（10.71±0.16）g购自二八一四渔场。试验用植酸酶购自中国上海生物工程有限公司（酶活力为5 000 U/kg），试验共6组。对照组添加磷酸二氢钙，试验组添加植酸酶水平分别为0、300、600、900、1 200 U/kg。植酸酶以次粉为载体进行稀释混均添加并制备饲料[9]。饲料粉碎后过60目筛，-20℃保存备用。试验饲料的配方及营养水平见表1。

1.2 方法

1.2.1 消化道粗酶液的制备

将鲜活试验鱼致死，迅速解剖取出前肠（第一个回折处以前为前肠）和肝胰脏，去除肠系膜和肠道内容物后，称取一定重量肠和肝胰脏组织，按重量与体积比1∶20加入0.2 mol/l pH值7.2磷酸缓冲液，用组织匀浆器在冰浴中匀浆后，0～4℃下3 500 r/min离心20 min，取上清液为消化道粗酶液[10]。

1.2.2 离体消化方法

将粉碎的饲料样品称取1.000 g置于250 ml带塞三角瓶中，同时加入0.2 mol/l pH值7.2磷酸缓冲液46 ml，加消化道粗酶液4 ml，30℃水浴摇床孵育12 h，加青霉素和硫酸链霉素150 IU/ml，每4 h补充1次。消化后，用定量滤纸过滤，30℃蒸馏水冲洗3～4次，取滤渣（含滤纸）105℃烘至恒重，称重。测定消化过滤前后钙磷含量[11]。

消化试验中，每2 h测量一次，共进行8 h的消化。测量时，将残渣无损失地转移至已恒重的150 ml的烧杯中，在65℃条件下烘至无水痕后，105℃烘至恒重，饲料中钙和总磷的测定采用GBT 6436—2002和GBT 6437—2002。

表1 黄金鲫试验饲料配方及营养水平

1.3 测定指标

钙离体消化率（%）=100×[消化前饲料样品钙的含量（g）-消化后滤渣钙的含量（g）]/消化前饲料样品钙的含量（g）；

磷离体消化率（%）=100×[消化前饲料样品磷的含量（g）-消化后滤渣磷的含量（g）]/消化前饲料样品磷的含量（g）。

1.4 数据处理

采用SPSS（17.0）进行单因素方差分析，采用Duncan's多重比较分析组间差异的显著性程度，试验数据均用“平均值±标准差（Mean±S.D.）”来表示。

2 结果

2.1 植酸酶对黄金鲫磷离体消化率的影响(见表2、表3)

表2 不同时间黄金鲫肠道消化液对饲料磷离体消化率的影响（%）

表3 不同时间黄金鲫肝胰脏消化液对饲料磷离体消化率的影响（%）

由表2可知，随着各组黄金鲫饲料中植酸酶添加量的逐渐增加，肠道离体消化率随消化时间变化都有逐渐升高的趋势。消化2 h后，当植酸酶添加到第3组(600 U/kg)时与对照组相比差异不显著，但显著高于前两个试验组，即第1组(0 U/kg)与第2组(300 U/kg)(P＜0.05)；随着植酸酶的继续添加，第3组与第4组(900 U/kg)、第5组（1 200 U/kg）没有显著差异。消化4 h后，当植酸酶添加到第4组（900 U/kg）时与对照组相比差异不显著，但显著高于前三个试验组，即第1组（0 U/kg）、第2组（300 U/kg）与第3组(600 U/kg)（P＜0.05）；随着植酸酶的继续添加，第4组与第5组(1 200 U/kg)没有显著差异。消化6 h后，当植酸酶添加到第4组（900 U/kg）时与对照组相比差异不显著，但显著高于前三个试验组，即第1组（0 U/kg）、第2组（300 U/kg）与第3组（600 U/kg）（P＜0.05）；第4组随着植酸酶的继续添加，与第5组（1 200 U/kg）没有显著差异（P＞0.05）。消化8 h后，当植酸酶添加到第3组（600 U/kg）时与对照组相比差异不显著，但显著高于前两个试验组，即第1组（0 U/kg）与第2组（300 U/kg）（P＜0.05）；随着植酸酶的继续添加，第3组与第4组（900 U/kg）、第5组（1 200 U/kg）没有显著差异。

以消化8 h时肠道消化液中磷消化率的数据建立方程，植酸酶含量与离体磷消化率的线性关系为y=-0.000 003x2+0.011 5x+43.052，R2=0.978 8。

由表3可知，随着黄金鲫饲料中植酸酶添加量的逐渐升高肝胰脏离体消化率随消化时间变化都有逐渐升高的趋势。消化2 h后，当植酸酶添加到第4组（900 U/kg）时与对照组相比差异不显著，但显著高于前三个试验组，即第1组（0 U/kg）、第2组（300 U/kg）与第3组（600 U/kg）（P＜0.05）；第4组随着植酸酶的继续添加，与第5组（1 200 U/kg）没有显著差异（P＞0.05）；消化4 h后，当植酸酶添加到第3组（600 U/kg）时与对照组差异不显著，但显著高于第1组（0 U/kg）(P＜0.05)；随着植酸酶的继续添加，第3组与第4组（900 U/kg）、第5组（1 200 U/kg）相比没有显著差异。消化6 h后，当植酸酶添加到第4组（900 U/kg）时与对照组相比差异不显著，但显著高于前三个试验组，即第1组(0 U/kg)、第2组(300 U/kg)、第3组（600 U/kg）（P＜0.05）；随着植酸酶的继续添加，第4组与第5组（1 200 U/kg）相比没有显著差异。消化8 h后，当植酸酶添加到第3组(600 U/kg)时与对照组相比差异不显著，但显著高于前两个试验组，即第1组(0 U/kg)与第2组（300 U/kg）（P＜0.05）；随着植酸酶的继续添加，第3组与第4组（900 U/kg）、第5组（1 200 U/kg）相比没有显著差异。

以消化8 h时肝胰脏消化液中磷消化率的数据建立方程，植酸酶含量与离体磷消化率的线性关系为y=-0.000 007x2+0.015 2x+52.133，R2=0.980 5。

2.2 植酸酶对黄金鲫钙离体消化率的影响(见表4、表5)

由表4可知，随着黄金鲫饲料中植酸酶添加量的逐渐增加，随消化时间变化肠道离体消化率都有逐渐升高的趋势。消化2 h后，当植酸酶添加到第3组（600 U/kg）时与对照组相比差异不显著，但显著高于前两个试验组，即第1组（0 U/kg）与第2组（300 U/kg）（P＜0.05）；随着植酸酶的继续添加，与第4组（900 U/kg）、第5组（1 200 U/kg）相比没有显著差异。消化4 h后，当植酸酶添加到第3组（600 U/kg）时与对照组相比差异不显著，随着植酸酶的继续添加，消化率有继续升高趋势，与第4组（900 U/kg）相比没有显著差异；但第4组显著高于第1组（0 U/kg）和第2组(300 U/kg)(P＜0.05)，第5组(1 200 U/kg)显著高于对照组和第1～第3组(P＜0.05)；第4组(900 U/kg)与第5组（1 200 U/kg）没有显著差异。消化6 h后，当植酸酶添加到第4组（900 U/kg）时与对照组相比差异不显著，但显著高于前三个试验组，即第1组（0 U/kg）、第2组（300 U/kg）与第3组（600 U/kg）（P＜0.05）；随着植酸酶的继续添加，第4组与第5组（1 200 U/kg）相比没有差异。消化8 h后，当植酸酶添加到第3组(600 U/kg)时与对照组相比差异不显著，但显著高于前两个试验组，即第1组（0 U/kg）与第 2组（300 U/kg）（P＜0.05）；随着植酸酶的继续添加，第3组与第4组（900 U/kg）、第5组（1 200 U/kg）相比没有显著差异。

表4 不同时间黄金鲫肠道消化液对饲料钙离体消化率的影响（%）

表5 不同时间黄金鲫肝胰脏消化液对饲料钙离体消化率的影响（%）

以消化8 h时肠道消化液中钙消化率的数据建立方程，植酸酶含量与离体钙消化率的线性关系为y=-0.000 005x2+0.013 7x+43.214，R2=0.987。

由表5可知，随着黄金鲫饲料中植酸酶添加量的逐渐增加，随消化时间变化肝胰脏离体消化率都有逐渐升高的趋势。消化2 h后，当植酸酶添加到第3组(600 U/kg)时与对照组相比差异不显著，第3组与前两个试验组第1组(0 U/kg)与第2组(300 U/kg)相比差异也不显著；随着植酸酶的继续添加，第4组（900 U/kg）与第5组（1 200 U/kg）消化率有逐渐上升的趋势，第4组与对照组、第3组相比差异不显著，但显著高于第1组（0 U/kg）与第2组（300 U/kg）（P＜0.05），第4组（900 U/kg）与第5组（1 200 U/kg）没有显著差异，但第5组显著高于对照组（P＜0.05）。消化4 h后，当植酸酶添加到第3组(600 U/kg)时与对照组相比差异不显著，但显著高于前两个试验组，即第1组(0 U/kg)与第2组(300 U/kg)(P＜0.05)；随着植酸酶的继续添加，第3组与第4组(900 U/kg)、第5组(1 200 U/kg)没有显著差异；消化6 h后，当植酸酶添加到第3组（600 U/kg）时与对照组相比差异不显著，但显著高于前两个试验组，即第1组（0 U/kg）与第2组（300 U/kg）（P＜0.05）；随着植酸酶的继续添加，与第4组（900 U/kg）、第5组（1 200 U/kg）没有显著差异。消化8 h后，当植酸酶添加到第4组（900 U/kg）时与对照组相比差异不显著，但显著高于前三个试验组，即第1组（0 U/kg）、第2组（300 U）与第3组（600 U/kg）（P＜0.05），随着植酸酶的继续添加，与第5组（1 200 U/kg）没有显著差异。

以消化8 h时肝胰脏消化液中钙消化率的数据建立方程，植酸酶含量与离体钙消化率的线性关系为y=-0.000 000 7x2+0.004x+58.271，R2=0.956 4。

3 讨论

3.1 植酸酶对黄金鲫全植物蛋白饲料的磷离体消化率的影响

在离体消化的研究过程中，研究者以消化酶发挥其最佳水解能力，饲料消化率最大为原则来确定最佳消化时间[12]。本试验也以饲料磷离体消化率最大为原则，同时也参考饲料在肠道的平均存留时间来确定仿生消化系统小肠期的最佳消化时间。本试验中离体磷消化率随植酸酶的增加而提高，这与Drake等[12]的研究相一致。但本试验的结果与很多禽类消化道试验存在较大差异[13-15]，这可能是因为鱼类与禽类的消化系统存在差异，植酸酶和蛋白酶在畜禽消化饲料蛋白质过程中起着至关重要的作用，只有经过植酸酶和蛋白酶的初步消化后，磷才能被小肠充分的吸收，所以植酸酶和蛋白酶将直接对饲料磷离体消化率产生影响[16]，这可能是因为物种不同，鱼类与禽类和大动物的消化系统存在差异导致的。

鱼类对各饲料原料磷的消化主要是体内消化道中所分泌的各种酶的活性在起作用。本试验发现黄金鲫肠道的酶解能力很强，可能由于其胰脏弥散在肠系膜上，本试验还发现消化道各部位对饲料原料的消化能力与酶活性大小的分布有相似的趋势，即酶活性越高的部位，对饲料的消化能力就越强。适量的植酸酶可以显著提高饲料磷的离体消化率，这与李东卫等[16]对猪的研究结果相一致，而且与体内添加植酸酶对磷的消化率有相同的趋势。

3.2 植酸酶对黄金鲫全植物蛋白饲料钙的离体消化率的影响

饲料钙的离体消化率的测定原理与磷一样，也是根据消化前后的养分含量差值，测定试管中消化出的钙的含量（相当于可吸收利用量），由此计算出饲料钙的离体消化率。但小肠液对饲料钙离体消化率的影响与它们对饲料磷离体消化率的影响存在很大区别，不同之处在于饲料磷的消化率在肝胰脏消化液中比在肠道消化液中高，而钙消化率正好相反。这可能是因为胰蛋白酶对磷的消化率影响大于钙消化率，与左建军等[11]、Drake等[12]和李东卫等[16]的研究结果相一致。小肠液添加植酸酶对饲料钙离体消化率的影响与其对饲料磷离体消化率的影响相似，而且钙的消化率要比磷的高。