独脚金素内酯及其信号转导通路的研究进展

张 哲，刘 方，张 超，宋水山

(1. 河北工业大学 化工学院，天津300130；2. 河北省科学院 生物研究所，石家庄050081；3.河北省主要农作物病害微生物控制工程技术研究中心，石家庄050081)

SLs是一种萜类小分子化合物，属于类胡萝卜素衍生物，是介导寄主植物与其根共生或寄生物相互作用的信号分子。Gomez-Roldan等[1]和Umehara等[2]同时且独立发现SLs能作为一种新型植物激素抑制植物分枝生长，与生长素和细胞分裂素两种激素共同调控植物分枝。随后，在过去的5年，研究发现了SLs作为新型植物激素的新证据[3]，鉴定到了一个可能的SLs受体[4]，并发现SLs的生物合成途径依赖于类胡萝卜素生物合成途径[5]。通过对SLs相关转基因和突变体植株表型的分析，使我们对于其生物合成以及信号转导途径有了较清晰的认知。

1 SLs的结构与生物学功能

SLs的核心结构是由C40类胡萝卜素裂解形成的三环内酯(ABC环)组成，其中A环和B环上存在可以被不同的取代基所取代的位置。ABC环可以通过烯醇醚键偶联一个稳定的不饱和环丁烯羟酸内酯(D环)形成一个四环结构。到目前为止，已经在植物根际分泌物中发现了至少19种天然的SLs。根据结构生物学可将SLs分为两种[6]，一种SLs的BCD环和(+)-独脚金醇的立体结构一致(图1中1-8号SLs)，另一种SLs的BCD环则与(-)-列当醇类似(图1中9-19号SLs)。SLs的立体结构和不同的化学修饰在其信号转导中起到的作用仍需要进一步研究。

近年来，对人工合成的SLs结构效应的研究日渐增多，不同的SLs结构会对其生物学功能产生不同影响[7-9]。研究表明，SLs分子中与诱导寄生植物种子萌发功能相关结构位于CD环，C环和D环的烯醚键是种子萌发所必需的。ABC环结构的不同会影响SLs对丛枝菌根菌丝生长的促进作用，但不会影响其诱导寄生植物种子萌发和抑制植物分枝的功能[10-12]。关于SLs作为植物激素的研究还比较少[13]，通过对豌豆中SLs结构效应的研究发现，迈克尔反应受体分子和甲基丁烯酸内酯或二甲基丁烯酸内酯的存在对于SLs分子的感知是至关重要的[14]。此外，SLs能依赖于其立体结构高效抑制根际分枝生长，但特异性很低[15]。通过在不同角度下观察到的不同生物学功能，可以推测出不同生物学功能对于SLs的感知方式不同。通过对SLs信号转导通路起着重要作用α/β水解酶的蛋白质生物化学和结构生物学的研究，可以对进一步了解SLs的感知方式，以及其功能和作用机制提供帮助。

图1 19种天然独脚金素内酯的结构

Fig 1 Structures of 19 kinds of natural SLs

2 SLs的主要生物学功能

SLs主要有3种生物学功能：诱导寄生植物种子萌发、促进丛枝真菌菌丝分枝[16]和养分吸收、抑制植物分枝生长[17]。

种子萌发是在适宜水分、温度、光照和氧气等外部条件下种子胚从相对静止状态变为生理活性状态，并长成自养生活幼苗的过程。根寄生植物的种子萌发依赖寄主植物的存在，但独脚金属和列当属种子在有适宜的外部条件而没有寄主植物的存在时可以长期保持休眠状态。有研究组从豇豆根的分泌物中分离到SLs类似物乙酰列当醇(orobanchyl acetate)，并发现其具有促进根寄生植物独脚金属种子萌发的生物活性，后来人们又从红三叶草根的分泌物中分离到化合物列当醇(orobanchol)，发现其亦具有很强的诱导寄生植物列当种子萌发的活性。

丛枝菌根真菌和寄主植物间存在共生关系。没有寄主植物时丛枝菌根真菌孢子萌发后菌丝生长缓慢，在其储存物质被全部消耗前就会停止生长。在这个体系中，真菌帮助宿主植物从土壤中获取氮、磷等植物生长所必需的矿质元素，宿主植物则为土壤真菌提供糖类和脂类等有机营养物质。Akiyama等[18]从百脉根中分离出一种可诱发丛枝菌根真菌分枝的SLs类似物5-脱氧独脚金醇(5-deoxy-strigol)，并证实了其可以促进从枝菌根真菌菌丝分枝。

通过对生长素存在抗性的豌豆rms(ramosus)突变体、拟南芥max(more axillary growth)突变体、水稻d(dwarf)突变体和矮牵牛花dad(decreasrd apical dominance)突变体的嫁接实验表明，植物根部存在一种可抑制植物侧芽生长并由根部向茎部运输的分枝抑制因子，这种抑制因子的合成需要RMS、MAX、D和DAD基因的表达。通过多分枝突变体中生长素和细胞分裂素含量的测定，猜测植物中还有一种未知的新型植物激素参与了分枝调控。Gomez-Roldan等和Umehara等通过几种多分枝突变体的表型实验，发现SLs量降低时分枝增加，体外施加SLs可使突变体表型恢复，表明SLs可以抑制植物分枝。

3 SLs的应用前景

独脚金属和列当属杂草完全寄生在寄主根部，人工除草对寄主作物造成严重伤害。抗除草剂的转基因寄主作物配合除草剂的方法，也因为对转基因作物安全性的质疑和使用除草剂会污染环境的原因而不能实施。研究发现，当独脚金属和列当属专性寄生植物种子靠近寄生植物主根时，寄主作物根部分泌的SLs可以诱导这些种子萌发从而引起一些主要寄主作物的产量严重减少。且SLs对独脚金属和列当属种子具有高度的活性，因此SLs或可被用作诱导杂草种子自杀性萌发的除草剂在种植作物播种或出苗前使用。

超过80%的陆地植物可通过主根将SLs分泌到根部刺激与植物共生的从枝菌根真菌，因此SLs将来可作为激素应用在农业生产上提高植物对非生物胁迫的抗性。大量研究表明，植物的营养状态，尤其是土壤中无机磷的可获得性，能够影响根部SLs的产生和分泌。减少无机磷的供给，就可以明显促进红三叶草根部列当醇的释放；同时减少氮和磷的供给，可以促进高粱根部5-脱氧独脚金醇的产生和分泌。即土壤中可溶性磷元素缺乏会促进宿主根系SLs分泌。

植物分枝受包括生长素和细胞分裂素在内的多种因素影响。植物体内是否存在其它调控植物分枝形成的化学因子也一直是人们想要了解的问题。SLs可以抑制植物分枝，这个功能使人为调节作物的分枝成为可能，利用其控制SLs在植物体内的合成与代谢进而调控植物分枝发育以塑造高产优质的理想株型。

图2 四种模式生物的独脚金素内酯生物合成及信号转导通路

4 SLs的生物合成与分布

通过对胡萝卜素合成途径中间产物和衍生物的研究，使人们对SLs的生物合成途径有了初步了解。类胡萝卜素生物合成途径抑制剂处理，以及类胡萝卜素裂解双加氧酶(Carotenoid cleavage dioxygenase，CCD)相关基因缺失突变，都能降低SLs诱导独脚金种子萌发的活性。因此推测SLs生物合成途径来源于类胡萝卜素生物合成途径。研究表明SLs分子的D环首先通过细胞色素单氧化酶P450与5-脱氧独脚金醇结合(图2)，然后BC环才开始合成。其经过进一步羟基化、环氧化/氧化和甲基化或乙酰化作用后，将形成羟基化的SLs或乙酰化的SLs。

已知的SLs大多数是从根渗出液和提取物中鉴定出来的。然而，有研究组从拟南芥和番茄木质部汁液中发现了列当醇[19,20]。由此推测，植物茎中SLs的表达水平可能很低，只在很少的茎组织中能检测到。通过嫁接实验发现SLs主要在植物根部表达，也有少量的SLs可以通过木质部转运到茎中。随后，从矮牵牛花木质部中得到的ABC环的转运蛋白PDR1[21]，它可以向茎中运输SLs。有趣的是，在木质部汁液中没有检测到在根提取液中含量充足的其它SLs。这表明植物中存在一种由载体蛋白组成的由下向上运输SLs的通路，且载体蛋白特异性识别SLs。

5 SLs的信号转导机制

SLs作用的分子机制和信号转导途径并不清楚，根据目前的大量研究结果可以推测独脚金素内酯在植物体内通过受体蛋白介导的信号转导而起作用。

通过对SLs相关转基因或突变体植株的表型实验分析发现，来自拟南芥的一类F-box蛋白MAX2和从水稻中发现的编码α/β折叠水解酶D14[22]可能是SLs的潜在受体。D14及其同源基因D88和HTD2突变的水稻及拟南芥对独脚金内酯不敏感。通过对牵牛花中D14的同源蛋白DAD2的表征，发现其同时具有受体的结构特性和水解酶活性，并暗示了一种SL与靶蛋白结合的新机制[23]，猜测D14可能是SLs的受体。通过X射线晶体学对DAD2，AtD14和OsD14研究证实了他们属于α/β折叠水解酶家族[24]。他们的结构构成了一个包含保守的起催化作用的Ser-His-Asp的疏水口袋。有研究组利用示差荧光显微镜技术发现DAD2可以与一种合成的独脚金素内酯 GR24互作，并通过等温滴定量热法检测出OsD14也可以与GR24互作。出人意料的是，DAD2与GR24的结合符合植物激素与受体蛋白结合的特征，但不稳定。同时，利用酵母双杂交试验中发现GR24可以同时与DAD2和一种安牵牛花中的F-box蛋白PhMAX2A互作。D14的结构和赤霉素受体蛋白GID1类似。然而，GID1在和赤霉素结合时构象会因为赤霉素信号转导途径的负调控因子DELLA的影响而发生改变[25]，D14的结构则在与SLs结合时表现出高稳定性[26]。D14与GR24的亲和力较弱，低于正常的受体与激素的亲和力水平，这表明可能存在其它协同因子或者共受体参与提高了亲和力。除此之外，不论是DAD2还是OsD14都可以催化GR24的水解，然而他们的水解酶活性都较低。

体外实验表明，在水稻和拟南芥中D14可以将GR24水解成为ABC环以及D环两种产物。在矮牵牛花中没有这两种产物，ABC环和一种未知的化合物一起保持了SLs的活性。关于SLs代谢途径和生物功能的研究仍然缺乏，对其衍生物分子的鉴定不足。尽管如此，根据最近生物化学和结构生物学的研究可以发现水解酶活性是新型植物激素SLs信号转导机制中必不可少的。据报道，野火燃烧产生的烟中存在一种结构类似于SLs，并参与种子萌发的化合物Karrikins，其信号转导机制类似于SLs的信号转导机制[27]。Karrikins和SLs同样可以与F-box蛋白MAX2作用。然而，D14的蛋白类似物KAI2，并不能与GR24结合，因为KAI2可以与Karrikins结合并使其水解。尽管苔藓植物中小立碗藓可以合成和响应SLs[28]，它们的基因组中却并没有通常的D14基因，只有几个D14类序列。D14及其类似基因很可能来自同一个祖先，但现在还不清楚是怎么在陆生植物的进化中演变出这种重复性的[29]。近期有研究表明，在维管束和非维管束植物中，SLs的生物合成和信号转导通路具有保守性。

6 SLs的进化起源

近期，有报道指出在苔藓类植物和轮藻目植物[30]中可以产生SLs，两者与陆生胚胎植物同源性较高[31]。其它绿藻植物的提取物和渗出液并不诱导寄生杂草种子的萌发。已知通过提取物和渗出液是否诱导寄生杂草种子萌发是迄今为止检测SLs最灵敏的方法。因此推测SLs可能在植物进化成陆生植物前就存在于植物中了。

除了检测SLs以外，研究人员还检测了SLs相关基因及转录产物。D27的同源物在所有绿色植物基因组中都存在，包括那些并不合成SLs的植物中。然而，至少在绿藻，苔藓和石松门的卷柏属植物中的D27同源物是不符合于标准形式的D27类似物，它们可能催化不同的反应拥有其它的功能[32]。与此形成对比的是，只在包括苔藓在内的有胚植物中发现了可以催化SLs生物合成反应的类胡萝卜素裂解双加氧酶基因CCD7和CCD8，而在轮藻目植物基因组缺失了这类基因。地钱中缺失了CCD8基因，这表明CCD8依赖的SLs合成途径在基础的有胚植物和轮藻目植物中被替代掉了。这也就能解释了为什么ccd8缺失突变体中也能检测到SLs[33]。此外，编码细胞色素P450的MAX1基因在除了小立碗藓和地钱以外的有胚植物中都存在[34]，而在绿藻基因组中则缺少该基因[35]。小立碗藓中合成的SLs是经过复杂的修饰之后形成的。另一个P450可以保证MAX1蛋白的功能，或者在SLs合成的最后一步与苔藓中不同，再次强调了SLs生物合成途径的灵活性。

维管束和非维管束植物感知SLs的机制可能不同。目前只有D14样序列在非维管束植物中被鉴定出来，尽管在所有有胚植物的基因组中均发现了MAX2 同源物，但遗传学和生理学证据表明苔藓MAX2 同源物可能不参与水立碗藓中SLs的信号应答。其它陆生植物和藻类组织的全基因组测序和SLs的定量分析可以让我们更好地理解SLs信号途径的进化。最近对轮藻目植物中SLs和其相关基因的研究表明SLs可以促进侧根的锚定，显示了其在植物建成过程中的激素功能。

7 结语

尽管对于SLs信号转导途径的认知正在不断加深，但仍有许多亟待解决的问题摆在我们面前。SLs受体D14识别F-box蛋白MAX2的机制尚不清楚，SLs信号转导途径中假定的阻遏蛋白也没有得到验证，这些阻遏蛋白可能通过26S蛋白酶体进行降解。此外，不同生物体，维管束和非维管束植物，寄生植物和真菌体内SLs受体的发现有着重要的生态学和农艺学意义，需要进一步研究。同时，具有特异的生物学活性的新SLs同源物的设计将会是接下来实验的主要方向。例如，拥有类似于天然SLs能控制植物分支和寄生物的低生物活性的同源物。

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