蜂胶软胶囊的体外溶出度测定

王灵波，蒋旭凯

(1.浙江省慈溪市第二人民医院药剂科，315315;2.湖州师范学院生命科学院，313000)

蜂胶是蜜蜂从长胶源植物的树芽、树皮等部位采集的树脂，再混以蜜蜂舌腺和蜡腺等腺体的分泌物，经蜜蜂反复代谢合成的一种胶状物质。其功效主要成分是黄酮类化合物，研究显示其具有抗菌消炎、抗病毒、抗肿瘤、抗氧化［1-4］等多种功效，现已成为各国科学研究的热点。蜂胶软胶囊是采用优质提纯蜂胶加工溶解后，以适当比例加入辅料中制成的软胶囊。查阅相关资料发现，目前关于蜂胶软胶囊的溶出度测定研究报道较少。笔者以蜂胶黄酮溶出度为评价指标，研究蜂胶软胶囊的体外溶出度。

1 仪器与试剂

1.1 仪器 ZRS-8型智能溶出仪(天津大学无线电厂)，752型紫外可见分光光度计(上海光谱仪器有限公司)，KQ-100B型超声波清洗器(昆山超声仪器有限公司)，BS124S型电子天平 (赛多利斯科学仪器有限公司)，数显鼓风干燥箱(上海博讯实验有限公司医疗设备厂)。

1.2 样品和试剂 纯蜂胶(广州禾杰蜂业有限公司)，蜂胶软胶囊(广州禾杰蜂业有限公司，规格:每粒0.5 g，批号:091201，091202，091203)，盐酸(浙江衢州巨化集团)，芦丁对照品(含量≥99%，中国药品生物制品检定所，批号:100080-200306)，聚乙二醇400(上海市南群化工有限公司)，丙三醇(北京市化工技术有限公司)。所用辅料为药用规格，所用试剂为分析纯。

2 方法与结果

2.1 溶出介质的选择［5］蜂胶软胶囊标示含量每粒0.5 g，含蜂胶总黄酮含量为30.13 mg。为模拟胃液酸度，选择0.1 mol·L-1盐酸(9→1 000 mL)为蜂胶软胶囊溶出度测定介质，可满足溶出条件。

2.2 线性关系考察

2.2.1 检测波长的选择 分别称取芦丁对照品和纯蜂胶适量，以0.1 mol·L-1盐酸为溶剂，超声处理溶解，用紫外分光光度计在200～400 nm范围内扫描，结果见图1和图2。从紫外光谱图所见，芦丁和纯蜂胶吸收图谱基本一致，纯蜂胶中除黄酮外的其他物质对其吸光度的影响可忽略不计。在265 nm和(372±5)nm处都有特征吸收峰，265 nm处吸光度最大，故选取265 nm为测定波长。

2.2.2 标准曲线建立［6-7］精密称取105℃干燥至恒质量的芦丁对照品0.100 2 g，加0.1 mol·L-1盐酸溶液，在50～60℃超声(功率250 W，频率20 kHz)30 min使其溶解并放冷至室温，并定容至100 mL量瓶中，吸取5.0 mL置于500 mL量瓶中，加0.1 mol·L-1盐酸溶液，充分振荡均匀，稀释至刻度，此时芦丁浓度10μg·mL-1。分别精密吸取该溶液 1.0，2.0，4.0，6.0，7.0，8.0 mL，置 于 10 mL 比 色 管 中，加0.1 mol·L-1盐酸溶液至10 mL，制成芦丁浓度为1.0，2.0，4.0，6.0，7.0，8.0 μg·mL-1溶液，以 0.1 mol·L-1盐酸溶液作参比液，在265 nm处测定吸光度值，以吸光度(A)对芦丁浓度(C)作直线回归，得线性回归方程:A=0.093 1C-0.058 8，r=0.999 5，表明芦丁在1.0～8.0μg·mL-1浓度范围内A和浓度呈良好的线性关系。

图1 芦丁紫外吸收光谱Fig．1 Ultraviolet absorption spectrum of rutoside

图2 纯蜂胶紫外吸收光谱Fig．2 Ultraviolet absorption spectrun of propolis

2.3.4 精密度实验 取线性关系下配制的4.0，6.0，8.0μg·mL-13种样品溶液，测定上述3种浓度溶液吸光度各6次。RSD=0.54%(n=18)，精密度符合规定。

2.3.5 加样回收率实验［8］精密称取同一批软胶囊内容物(不含空胶囊黄酮含量81.43 mg·g-1)共6份，各加入一定量对照品溶液(4μg·mL-1)，依法测定。平均加样回收率为99.35%，RSD=1.51%(n=6)。

2.4 软胶囊溶出影响因素的考察

2.4.1 溶出方法选择 分别按溶出度测定法(《中华人民共和国药典》2010版附录XC［9］-转篮法和桨法)测定，取样品1粒，以0.1 mol·L-1盐酸溶液1 000 mL为介质，转速为100 r·min-1，温度(37.0±0.5)℃，分于10，20，30，45，60 min 时取样 5 mL(随即补充同温空白介质5 mL)，经孔径0.45μm微孔滤膜过滤，弃去初滤液，取续滤液，作为供试品溶液，精密量取续滤液2.00 mL，置10 mL比色管中。加0.1 mol·L-1盐酸至刻度，用紫外分光光度计测其吸光度值，计算累积溶出百分率。结果表明，当采用转篮法100 r·min-1测定本品溶出度，45 min取样测定，溶出度达86.73%，且溶出均匀，而采用桨法100 r·min-1时，溶出度只有80.05%，且囊壳溶解后易附着于杯底，阻止药物的溶出，溶出均一性差，故选择转篮法作为样品溶出度的测定方法。

2.4.2 转速的选择 取同批次样品3粒，投入3个溶出杯中，分别以 50，75，100 r·min-1的转速，45 min 时按“2.4.1”取样，测定溶出度，当转速为 50，75和100 r·min-1时，45 min溶出度分别75.27%，83.52%，85.86%。为使样品充分溶出，采用转速100 r·min-1，该转速也是《中华人民共和国药典》2010年版(二部)收载的有关胶囊剂溶出度测定所选用的常用转速。

2.5 溶出度测定

2.5.1 溶出均一性 分别将同批6粒蜂胶软胶囊置于6个溶出杯中，转速为100 r·min-1，参照“2.4.1”分别于 10，20，30，45，60，70 min 取样测定，按回归方程计算累计溶出量。结果见表1，结果表明，样品溶出均一性良好。

以时间(t，min)为横坐标，平均累积溶出百分率(%)为纵坐标作图，见图3。

2.5.2 溶出参数提取 由威布尔(Weibull)分布函数可推导出 lnln{1/［1-F(t)］}=m ln(t- τ)-ln t0。借助Excle［10］，根据同批次不同时间平均累积溶出量求得Y=1.087 3X-3.408 4，lnln{1/［1-F(t)］}=1.087 3ln t-ln t0，得出溶出参数 T50=16.41，Td=22.

2.3 方法学考察

2.3.1 空白干扰实验 取样品空胶囊和辅料(聚乙二醇400和丙三醇)分别制成溶液，测定A值，结果显示，空胶囊和辅料对蜂胶软胶囊A值测定基本无影响。

2.3.2 重复性实验 取浓度为6.0μg·mL-1的样品溶液6份，平行测定其A值，平均A值为0.502，RSD=0.33%，重复性良好。

2.3.3 稳定性实验 取浓度为8.0μg·mL-1的样品溶液，分别于 0.5，1.0，1.5，2.0，2.5h 测定其 A，结果平均A为0.679，RSD=0.19%，表明样溶液在2.5 h内稳定。98，T80=35.6，m=1.087 3。

表1 样品累计溶出量Tab．1 Cumulative dissolution of the samples %

图3 蜂胶软胶囊溶出曲线Fig．3 Dissolution curves of propolis soft capsules

2.5.3 不同批次软胶囊溶出度测定 选取3批蜂胶胶囊，每批6粒，依本文溶出度测定法测定其45 min时溶出量，结果见表2。

表2 3批次样品45 min时溶出度Tab．2 Dissolution of the three batchs of samp les at 45 m in %

3 讨论

由表2可知，3批蜂胶胶囊在45 min的溶出量均大于标示含量的80%，符合《中华人民共和国药典》2010年版二部的要求，表明本溶出度实验及测定条件稳定可行。溶出方法选用转篮法，以0.1 mol·L-1盐酸溶液(9→1 000 mL)为溶出介质，体积1 000 mL，转速100 r·min-1，恒温(37.0±0.5)℃，采用紫外分光光度法测定吸光度，测定波长265 nm，45 min时取样，测定吸光度，计算溶出度。该方法可靠、准确、快速，可作为蜂胶软胶囊的溶出度的测定方法，能为考察和控制蜂胶软胶囊的质量提供参考，若样品45 min时的药物溶出标示量＞80%为合格。

本文中蜂胶软胶囊的溶出速率不是很快，45 min溶出度未达到90%，可能是由于软胶囊制剂的溶出度测定不同于一般的片剂和硬胶囊，本品内容物为油状混悬液，囊壳破裂后遇水溶性的溶出介质，油相有时因不能较快分散而易结成块状物，影响主药的溶出。且囊壳中含明胶，长期放置易粘连老化，溶出实验时易堵塞篮孔，对药物的溶出有阻碍作用。

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