采收成熟度与贮藏温度对甜樱桃果实生理生化变化的影响

1 材料与方法

1.1 材料与仪器

实验品种为露地栽培的“晚红珠”甜樱桃果实。按淡红色和深红色分为两个成熟度。其中淡红色为成熟度低的果实，采摘时其平均可溶性固形物含量为14.21%，硬度为2.50N/cm2;深红色的为成熟度高的果实，采摘时其可溶性固形物含量为16.76%，硬度为2.35 N/cm2。挑选无机械损伤无虫害的果实进行实验;化学试剂均为化学纯。

电子天平 PL203，上海;电子天平 SPS401F，梅特勒-托利多仪器有限公司;匀浆机 T25，德国IKA;低温冷冻离心机 BR4i，法国;紫外可见分光光度计 UV-2100型，龙尼柯仪器有限公司;紫外可见分光光度计 Lamda-25，美国;电热恒温水浴锅DKS-24，上海嘉兴市中兴医疗仪器有限公司;超声波清洗器 SK5210HP，上海科学超声仪器有限公司;电热干燥箱 DHG9053A，上海。

1.2 实验方法

表1 测定SOD活性时反应系统中试剂用量(mL)

本实验将刚采摘的“晚红珠”甜樱桃经预冷处理后，按低成熟度和高成熟度分为两组，再将两组分别分为重量相等的两份，分别放在0℃(标记为低成熟度0℃和高成熟度0℃)和2℃(标记为低成熟度2℃和高成熟度2℃)的冷库中贮藏。处理当天起为第0d，贮藏前20d，每4d取样一次，贮藏20d后每8d取样一次，测定各项指标。

1.2.1 PPO、POD活性及MDA含量的测定

1.2.1.1 提取液的制备取20g去皮果肉，加1g PVPP于20mL 0.2mol/L磷酸缓冲液(pH=6.4)中，冰浴研磨，4℃冰冻离心机13000×g离心30min，取上清液测定酶活性和MDA含量。

1.2.1.2 PPO活性的测定 PPO活性测定参照Galeazzi等(1981)［4］的方法，并加以改进:将0.5mL粗酶提取液加入3mL 0.5mol/L的邻苯二酚溶液(用0.2mol/L pH6.4的磷酸缓冲液配成)中。反应温度为25℃，加酶液后5s开始扫描10s内398nm处吸光值变化，酶活性以ΔOD398nm·min-1·g-1FW表示，重复3次。

1.2.1.3 POD活性的测定 POD活性的测定按照Putter(1974)［5］的方法，稍作修改:将0.5mL粗酶提取液加入2mL 0.1%M愈创木酚(用0.2mol/L pH=6.4的磷酸缓冲液配成)中，在30℃水浴中平衡5min，然后加入1mL 0.08%H2O2(用0.2mol/L pH=6.4的磷酸缓冲液配成)混匀，1min后扫描1min内460nm处吸光值变化，酶活性以 ΔOD460nmmin-1·g-1·FW表示，重复3次。

1.2.1.4 MDA含量的测定 MDA含量的测定参照Heath和Pacontroler(1968)［6］的方法:将1.5mL粗酶提取液加入2.5mL 0.5%的硫代巴比妥酸(TBA，用15%的三氯乙酸配成)溶液中，混匀后在沸水浴中煮沸18min，迅速用自来水冷却并在10000×g离心机中离心10min。取上清液在532nm和600nm波长下分别测定光密度值。

1.2.2 总酚物质、类黄酮、花青素含量的测定

1.2.2.1 提取称取2.0g果肉组织，加入少许经预冷的1%HCl-甲醇溶液，在水浴条件下研磨匀浆，转入20mL刻度试管中。再用1%HCl-甲醇溶液冲洗研钵，并转移到试管中，定容至刻度，混匀，于4℃避光提取20min，期间摇动数次，然后过滤，收集滤液待用。

1.2.2.2 测定以1%HCl-甲醇溶液作空白参比调零，取滤液分别于波长280、325、530、600nm处测定溶液的吸光度值，重复三次。以每克组织在波长280nm处吸光度值表示总酚含量;在波长325nm处吸光度值表示类黄酮物质含量;在波长530nm和600nm处吸光度值之差表示花青素含量。

1.2.3 SOD活性测定 SOD活性的测定参照Constantine和Stanley(1977)［7］的方法。

1.2.3.1 提取取 20g去皮果肉，加1g PVPP于20mL 0.2mol/L磷酸缓冲液(pH=6.4)中，冰浴研磨，4℃冰冻离心机13000×g离心30min，取上清液测定酶活性。

1.2.3.2 测定每个处理取4个干净的比色管，测定样品的总体积为3mL，按表1进行加样:试液全部加完后，充分混匀，除1号管置于暗处外，其余均在25℃，光强适宜的自然光下光照8min，然后立即遮光停止反应，于560nm波长处以1号管液调零，测定光密度。以2、3号管液光密度的平均值作为还原率100%，以50%抑制的酶液量(μL)为1个酶活单位，按下列公式计算酶活力:

公式:A为酶活力(g-1·h-1FW);D1为2，3号杯光密度的平均值;D2为测定样品的光密度值;B为一个酶活力单位的酶液量(μL);W:样品鲜重(g);T为反应时间8(min)。

2 结果与分析

2.1 PPO活性的变化

PPO通常被认为是在果实的贮藏过程中对果实发生褐变衰老影响最重要的酶。从图1中可以看出，两种果实从采前较高的温度下经过预冷进入冷库中，PPO活性持续下降，在第12d时达到最小值，说明此过程中，细胞活动降低，甜樱桃正处于后熟期;12d后PPO活性开始上升，说明果实开始进入褐变衰老期。总体看来，在整个贮藏过程中，两种成熟度低的果实PPO的活性相差不大，低成熟度果实的PPO活性略小于成熟度高的果实。2℃的贮藏环境比0℃的贮藏环境下的甜樱桃PPO活性略高。

图1 不同成熟度与贮藏温度对甜樱桃PPO活性变化的影响

2.2 POD活性的变化

POD是果实内部普遍存在的一种重要的氧化还原酶，它在果实的生长发育、成熟衰老、抗病、抗氧化、抗逆境胁迫中都会不断发生变化。

从图2可以看出，整个贮藏过程中，两个贮藏温度条件下，两种成熟度的甜樱桃的POD活性不断增大。四组处理在前12d POD的活性增加较平稳，12d后POD的活性急剧增加，说明前12d存贮环境和成熟衰老对果实细胞影响不大，12d后细胞衰老加速，果实细胞有了巨大变化。2℃的贮藏环境比0℃的贮藏环境POD活性变化明显，成熟度高的比成熟度低的POD活性变化明显。

图2 不同成熟度与贮藏温度对甜樱桃POD活性变化的影响

2.3 MDA含量的变化

MDA是脂类过氧化的重要产物之一，MDA可与蛋白质的氨基发生作用导致多肽链的链内交联和链间交联，致使细胞膜产生间隙，膜透性增加，其功能受损。从图3中可以看出，两个贮藏温度条件下，两种成熟度的甜樱桃的MDA含量在整个贮藏过程中都是逐渐增加的;成熟度高的比成熟度低的甜樱桃的MDA含量高;0℃的贮藏环境比2℃的贮藏环境下的甜樱桃的MDA含量高。

2.4 总酚物质、类黄酮、花青素含量的变化

甜樱桃中的酚类物质、类黄酮、花青素与果实的色泽发育、品质和风味形成、成熟衰老等过程密切相关。

由图4～图6可以得出以下结论:两个贮藏温度条件下，两种成熟度的甜樱桃的总酚物质、类黄酮、花青素含量随着贮藏时间的增加一直是在减少的，且2℃的贮藏环境比0℃的贮藏环境更易引起以上三个指标的下降，成熟度高的果实花青素含量在前16d有一个缓慢的下降过程，之后下降趋势增加，有可能因为成熟度高的果实在16d左右的时候有个应激性反应使得色泽、风味等产生突变。

2.5 超氧化物歧化酶(SOD)活性变化

SOD能够清除超氧自由基，防御活性氧或其他过氧化物自由基对细胞膜的伤害，从而减少自由基对有机体的毒害。如图7，两个贮藏温度条件下，两种成熟度的甜樱桃的SOD活性都是在贮藏前8d快速增加，贮藏8～12d基本没变化，之后开始减少。且2℃的贮藏环境和0℃的贮藏环境相比，对SOD活性的影响不大。

图4 不同成熟度与贮藏温度对甜樱桃总酚物质含量的影响

图5 不同成熟度与贮藏温度对甜樱桃类黄酮物质含量的影响

图6 不同成熟度与贮藏温度对甜樱桃花青素含量的影响

图7 不同成熟度与贮藏温度对甜樱桃SOD活性的影响

3 结论

0℃和2℃的贮藏环境下，在整个贮藏时间内都没有对甜樱桃产生冷害。甜樱桃在贮藏期的前12d内细胞代谢正常，没有衰老和褐变的迹象。其总酚、花青素、类黄酮物质含量下降缓慢，POD活性略微增长，PPO活性快速下降到一个最小值，SOD活性快速上升到一个最高点;贮藏12d后，细胞开始衰老，类黄酮含量加速下降，PPO、POD活性急速上升，SOD活性开始下降。在整个贮藏过程中MDA含量在逐渐上升;总酚和花青素含量都在逐渐下降;0℃的贮藏环境比2℃更有利于甜樱桃的贮藏，低温可以减缓类黄酮含量的下降，也能有效降低PPO、POD的活性，减缓MDA含量的增长。

综上所述，两种成熟度的甜樱桃在贮藏期的前12d都不会发生褐变、细胞衰老，12d以后开始衰老软化;在实验期内成熟度高的甜樱桃比成熟度低的衰老、软化严重;0℃比2℃的贮藏环境减缓了甜樱桃衰老软化的发生，有利于其长期贮藏。

［1］潘凤荣.樱桃新品种—晚红珠［J］.山西果树，2009，7 (3):54.

［2］施俊凤，薛梦林，王春生，等.甜樱桃采后生理特性与保鲜技术的研究现状与进展［J］.保鲜与加工，2009，9(6):7-9.

［3］焦中高，刘杰超，王思新.甜樱桃采后生理和贮藏保鲜［J］.果树学报，2003，20(6):498-502.

［4］Galeazzi M A，Sgarbieri V C，Constantinides S M，et al. Isolation，purification and physicochemical characterization of polyphenoloxidases(PPO)from a dwarf variety of banana［J］. Journal of Food Science，1981，46(1):150-155.

［5］Putter J.Methods of enzymatic analysis［M］.New York: Academy Press，1974:685-689.

［6］Heath R L，PackerL.Photoperoxidation in isolated chloroplasts.I.Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation［J］.Archives of Biochemistry and Biophysics，1968，125(1): 189-198.

［7］Constantine N G，Stanley K R.Superoxide dismutases［J］. Plant Physio，1977，59:309-314.

Effects of harvest maturity stages and storage temperatures on physiological and biochemical changes of postharvest sweet cherry

LIU Cheng-hui1，JIANG Ai-li1，QIAO Xiao-fei1，WU Xiao-bin2，LAN Xin-zhe2，HU Wen-zhong1，*
(1.College of Life Science，Dalian Nationalities University，Dalian 116600，China; 2.College of Food Engineering，Dalian Polytechnic University，Dalian 116034，China)

New varieties of sweet cherry“Wan Hong Zhu”were used as the test material.The sweet cherry was mainly picked by maturity stage into two parts of high and low.After pre-cooling，they were stored differently at 0℃and 2℃in the refrigerator.Samples were made and changes were measured in relevant indicators every four days. The conclusion indicated that two maturity stages of sweet cherry’s POD activity and MDA content gradually increased during storage，the PPO activity of sweet cherry first decreased and then increased to minimum at 12 days，then increased gradually.The total phenols，flavonoids and anthocyanin showed a descending trend.The SOD activity of sweet cherry increased firstly，and then gradually decreased.Aging speed of high maturity cherries was faster than low maturity cherries.The 0℃ storage conditions were more favorable than 2℃ conditions storage of sweet cherries.

sweet cherry“Wan Hong Zhu”;maturity stage;enzyme activity

TS255.3

1002-0306(2011)03-0371-04

2010-12-03 *通讯联系人

刘程惠(1979-)，女，硕士，工程师，研究方向:食品科学。

辽宁省科学技术计划项目;国家人力资源和社会保障部留学人员科技活动项目;辽宁省教育厅科研项目(2009S023)。