白细胞介素-10过表达巨噬细胞的极化和靶向成像研究

摘要：目的 "通过转录组测序和离体组织成像技术探讨过表达白细胞介素（IL）-10对巨噬细胞极化和动脉粥样硬化（AS）斑块靶向能力的潜在影响。方法 "通过慢病毒感染构建过表达IL-10的巨噬细胞（IL-10M），进行转录组测序与差异基因分析，通过RT-qPCR和流式细胞术验证巨噬细胞极化标志物的表达变化。通过尾静脉注射，将IL-10M和ConM注入西方饮食造模后的ApoE-/-小鼠，利用主动脉大体和病理荧光成像观察细胞对主动脉斑块的靶向能力。结果 "转录组分析显示，IL-10M与对照组（ConM）有1271个差异表达基因，其中与巨噬细胞极化相关的多个关键基因差异显著。IL-10M中，M1型标志物Cd86、肿瘤坏死因子（Tnf）表达下调，Il-1beta表达上调；M2型标志物甘露糖受体1（Mrc1）表达上调，精氨酸酶2（Arg2）表达下调。RT-qPCR验证发现IL-10M Mrc1、Tnf-alpha和Il-1beta表达与测序结果一致。流式分析结果显示，与ConM相比，IL-10M组中CD86表达水平较低（Plt;0.05）。尾静脉注射后，小鼠主动脉斑块处可分别观察到IL-10M和ConM 的荧光信号。结论 "过表达IL-10可调节巨噬细胞极化相关标志物的表达，并且可以不改变巨噬细胞对斑块的靶向能力。

关键词：白细胞介素-10；巨噬细胞；极化；靶向；动脉粥样硬化

Investigation on the polarization and targeting imaging of macrophages overexpressing interleukin-10

WANG Mingyi1， 2， CHENG Yang2， 4， CAI Xingxuan2， 4， CHEN Jie1， 2， ZHOU Shanshan2， 3， ZHANG Luo1， 5， CHEN Yundai2， 3

1Medical School of Chinese PLA， Beijing 100853， China; 2Senior Department of Cardiology， the Sixth Medical Center of PLA General Hospital， Beijing 100048， China; 3Department of Cardiology， First Medical Center of PLA General Hospital， Beijing 100853， China; 4The Second Medical School of Southern Medical University， Guangzhou 510515， China; 5The Medical Innovation Research Division of PLA General Hospital， Beijing 100853， China

Abstract： Objective To comprehensively investigate the potential impact of interleukin‑10 （IL‑10） overexpression on macrophage polarization and their targeting capabilities towards atherosclerotic plaques through transcriptome sequencing and ex vivo tissue imaging techniques. Methods Transcriptome sequencing and differential gene analysis were performed after infecting macrophages with a lentivirus to induce overexpression of IL‑10 （IL‑10M）. The changes in expression levels of macrophage polarization markers were validated using RT‑qPCR and flow cytometry. Subsequently， ApoE-/- mice were intravenously administered IL‑10M and ConM via the tail vein after being fed a Western diet， and the targeting efficiency of cells towards aortic plaques was assessed through ex vivo and histological fluorescence imaging. Results Transcriptomic analysis revealed that there were 1271 differentially expressed genes in IL-10M compared to the control group （ConM）. The IL-10M group exhibited significant expression changes in several key genes associated with macrophage polarization. M1 phenotype markers Cd86 and tumor necrosis factor （Tnf） exhibited downregulation， while Il-1beta demonstrated upregulation in IL‑10M; M2 phenotype marker mannose receptor 1 （Mrc1） displayed upregulation， whereas arginase‑2 （Arg2） showed downregulation. RT-qPCR confirmed the expression of Mrc1， Tnf-alpha， and Il‑1beta in IL‑10M， consistent with the sequencing results. Furthermore， flow cytometry revealed a reduction in CD86 expression levels in IL‑10M compared to ConM. After intravenous injection， fluorescence signals of IL‑10M and ConM can be respectively observed at the site of atherosclerotic plaque in mice aorta. Conclusion The overexpression of IL‑10 modulated the expression of markers associated with macrophage polarization while preserving their targeting ability towards plaques. This discovery establishes a scientific foundation for further investigation into the potential role of IL‑10 in preventing and treating atherosclerosis， thereby supporting the development of novel anti-inflammatory therapeutic strategies.

Keywords： interleukin-10; macrophage; polarization; targeting; atherosclerosis

心血管病是我国居民死亡的主要原因之一［1］ ，其中动脉粥样硬化（AS）是心血管病发病的关键病理基础［2］。炎症在AS的形成机制中扮演着重要角色，已有临床试验证明了抗炎药物秋水仙碱［3］和抗白细胞介素（IL）-1β 单克隆抗体卡那奴单抗［4］可以通过降低炎症水平为冠心病患者带来益处。IL-10是一种主要由巨噬细胞和调节性T细胞等免疫细胞产生的抗炎细胞因子，能够有效抑制活化的巨噬细胞和树突状细胞产生炎症介质［5］，与冠心病患者的预后相关［6］。既往研究显示，利用重组腺相关病毒或纳米颗粒包裹IL-10的基因或蛋白，再将其导入ApoE-/-或Ldlr-/-小鼠中，可影响斑块内炎症从而抑制斑块的进展［7， 8］。巨噬细胞是AS病变中最为丰富的免疫细胞，其功能状态决定了斑块炎性微环境的稳定，如何调控斑块内巨噬细胞的功能状态使其有利于斑块消退是目前的研究热点［9］。已知巨噬细胞受到Th2细胞产生的细胞因子IL-4和IL-13刺激，可以极化为抗炎的M2表型，分泌抗炎因子IL-10［10］，但是人为地从基因层面将巨噬细胞修饰为高表达IL-10的状态是否有利于巨噬细胞更高效地发挥抗炎作用目前尚不完全清楚。有研究发现利用慢病毒将IL-10基因导入预先极化为促炎的M1型巨噬细胞后，肿瘤坏死因子（TNF）-α的分泌减少了1.5倍，而将IL-10导入未经处理的巨噬细胞后再进行炎性刺激，TNF-α的分泌减少了2.5倍［11］。为进一步明确这种修饰方法对巨噬细胞的影响，本研究拟采用转录组测序技术，利用其测序通量高、深度广的特点，充分检测过表达IL-10后巨噬细胞转录水平的变化特点，并在动物模型中导入过表达IL-10的巨噬细胞后进行成像分析，初步探索其对斑块的靶向作用。

1 "材料与方法

1.1 "细胞培养

RAW264.7和HEK293T细胞在RPMI 1640培养基（Gibco）中培养，培养基中添加10%的胎牛血清（Gibco）、100 μg/mL青霉素和100 μg/mL链霉素。

1.2 "构建过表达IL-10的巨噬细胞

分别将搭载和未搭载小鼠IL-10基因的慢病毒载体与质粒混合后转染HEK293T细胞。收集病毒颗粒，感染RAW264.7细胞。用含有5 μg/mL嘌呤霉素的培养基中筛选成功感染慢病毒的RAW264.7细胞。将感染携带IL-10基因的慢病毒的细胞标记为IL-10M，将感染空白病毒的细胞标记为ConM。

1.3 "转录组测序

IL-10M和ConM分别设置3个生物学重复。使用 TRIzol（Magen）裂解细胞，提取总 RNA。通过生物分析仪（Agilent）测定RNA完整值，RNA完整值gt;7的RNA样本可用于构建文库。按照文库制备试剂盒（武汉ABclonal）说明制备双端测序文库。以mRNA片段作为模板，使用随机引物和核糖核酸内切酶合成cDNA的第一链，使用DNA聚合酶 I、核糖核酸内切酶、缓冲液和dNTPs合成cDNA的第二链。连接接头序列和合成的cDNA双链，以便进行PCR扩增。PCR产物纯化后使用生物分析仪评估其质量，使用 NovaSeq 6000测序平台（Illumina）进行双端150 bp测序。

1.4 "测序结果分析

1.4.1 "差异表达分析及富集分析 " 原始数据去除接头序列后过滤掉低质量（整个reads中，碱基质量值≤25的碱基数量占比超过60%）和N（无法确定碱基信息）比例大于5%的reads，获得适用于进一步分析的Clean reads。使用HISAT2.0工具将Clean reads与小鼠参考基因组数据进行比对，得到Mapped reads，以便进行后续分析。根据基因的长度计算每个基因的FPKM值，使用DESeq2工具进行差异表达基因的组间比较，筛选差异表达基因的阈值为：|Log2FoldChange|gt;1和Padjlt;0.05。依据筛选结果对差异表达基因绘制热图。使用R4.2进行KEGG通路富集分析，绘制气泡图。

1.4.2 "巨噬细胞极化关键基因的筛选 " 结合既往文献［12， 13］，筛选出与巨噬细胞极化相关的关键信号分子和表型标志物，比较组间差异并绘制热图实现可视化。

1.5 "RT-qPCR检测巨噬细胞极化标志物

使用RNAsimple Total RNA Kit（TOYOBO）提取mRNA。按照ReverTra Ace qPCR RT Master Mix试剂盒（TOYOBO）使用说明进行反转录。将反转录得到的cDNA与SYBR Green Real-Time PCR RT Master Mix试剂盒（TOYOBO）混合，根据说明进行实时荧光定量PCR（RT-qPCR）。实验至少重复3次，Beta-actin作为内参。使用2-∆∆Ct法计算样品的相对表达量。

设计的引物如下：

Mrc1： forward 5'-CTCTGTTCAGCTATTGGACGC-3'，

reverse 5'-TGGCACTCCCAAACATAATTTGA-3';

Arg1： forward 5'-CTGGGGATTGGCAAGGTGAT-3'，

reverse 5'-CAGCCCGTCGACATCAAAG-3';

Tnf‑alpha： forward 5'-AGCCGATGGGTTGTACCTTG

-3'，

reverse 5'-ATAGCAAATCGGCTGACGGT-3';

Il-1beta： forward 5'-CTGCAGCTGGAGAGTGTGG-3'

reverse 5'-GGGGAACTCTGCAGACTCAA-3'，

Beta-actin： forward 5'-GGCTGTATTCCCCTCCATCG-3'，

reverse 5'-CCAGTTGGTAACAATGCCATGT-3'.

1.6 "流式细胞术检测巨噬细胞极化标志物

IL-10M和ConM采用PBS洗涤并悬浮于含0.5%胎牛血清的PBS溶液中。根据制造商的说明，采用抗甘露糖受体1（MRC1）、CD86、F4/80和CD11b的稀释抗体孵育细胞。孵育好的细胞用流式细胞仪（BD）进行检测，使用FACSDiva8.0.2进一步分析检测结果。

1.7 "AS模型小鼠的构建

选择8周龄的雄性ApoE-/-小鼠，喂食含21%脂肪、50%碳水化合物、20%蛋白质和0.21%胆固醇的西方饮食饲料3月，以诱导AS。本研究所有动物实验均经中国人民解放军总医院实验动物伦理委员会批准（批准号：2022-X18-109）。

1.8 "IL-10M对斑块的靶向能力验证

ApoE-/-小鼠造模完成后，经尾静脉注射IL-10M和ConM。根据既往文献报道，选择1×107个细胞/针作为注射剂量。注射后6 h取主动脉进行离体荧光成像和病理切片荧光成像检测IL-10M中绿色荧光蛋白的荧光信号，验证IL-10M和ConM对斑块的靶向性。

1.9 "统计学分析

采用GraphPad Prism9.0软件及R studio4.2.1进行统计学分析。计量资料以均数±标准差表示，两两比较采用独立样本t检验。以Plt;0.05为差异有统计学意义。

2 "结果

2.1 "差异基因分析

IL-10M和ConM有1271个差异基因，其中615个基因表达上调（图1A）。KEGG富集分析结果显示，显著性排名前5的通路分别是：“造血细胞系”、“破骨细胞分化”、“细胞因子与细胞因子受体相互作用”、“系统性红斑狼疮”、“补体与凝血级联反应”（图1B）。

2.2 "巨噬细胞极化相关差异基因分析

Nfkbie、Ppargc1a、Lamtor2、Klf4、Klf1、Ccl5在IL-10M中表达上调，Irf4、Irf7、Tlr8、Ccl2、Cxcl16、Cxcl10、Pf4在IL-10M中下调。IL-10M中M1表型标志物Cd86、Tnf表达下调，而Il-1beta表达上调；M2表型标志物Mrc1表达上调，而精氨酸酶2（Arg2）表达下调（图2、表1）。

2.3 巨噬细胞极化相关差异基因的实验验证

RT-qPCR结果显示，IL-10M Mrc1表达上调，Tnf-alpha表达下调，Il-1beta表达上调（Plt;0.05），与测序结果一致；Arg1表达上调（Plt;0.05，图3A～D）。流式分析结果显示，IL-10M与ConM中，MRC1阳性细胞的比例相近（图3E），而在IL-10M中，CD86阳性细胞的比例较低（Plt;0.05，图3F）。

2.4 "基因编辑巨噬细胞对斑块的靶向性验证

注射1×107个IL-10M和ConM后6 h，小鼠心、肝、脾、肺、肾的离体成像结果显示IL‑10M和ConM的荧光信号主要集中在肝脏，其次是肺和脾，小鼠主动脉离体荧光成像结果显示主动脉上也出现了强烈的荧光信号（图4），对小鼠动脉的斑块区域进行病理切片，同样观察到来自IL-10M和ConM的绿色荧光（图5）。

3 "讨论

本研究发现，转录组分析结果表明IL-10显著影响巨噬细胞的基因表达模式，差异基因主要富集在巨噬细胞极化相关的信号通路上；IL-10M中，与巨噬细胞极化相关的关键基因变化显著，其中M2型标志物Mrc1的基因表达显著上调；细胞实验进一步佐证了过表达IL-10可影响巨噬细胞极化标志物的表达。初步证明了IL-10M可经循环系统靶向到主动脉斑块。

基于转录组测序结果的生物信息学分析是探索基因层面差异的常用方法。本研究对IL-10M和ConM的转录组数据进行分析，结果显示两者有1271个差异基因，KEGG富集分析结果显示差异基因显著富集的前5条通路均与免疫调节有关，这为后续分析提供了方向。巨噬细胞是AS病变中最为丰富的免疫细胞，具有高度异质性和可塑性，能对微环境信号作出快速反应［14］。既往研究根据巨噬细胞在病变中功能转化的特点对其进行分类，M1型巨噬细胞为炎性巨噬细胞，在AS病变中会释放促AS的细胞因子（如IL-6和IL‑12）以及活性氧和氮物质，从而加剧斑块中的氧化应激，通常在进展性斑块中积聚，而M2型巨噬细胞为抗炎性巨噬细胞，在退行性斑块中促进组织修复和重塑［15］。本研究筛选出转录组差异基因中与巨噬细胞极化有关的调控分子和标志物，并对标志物进行细胞学实验验证，结果显示，与转录组分析结果一致，IL-10M中Mrc1的表达显著上调。Mrc1是巨噬细胞M2型极化的标志物之一，与清道夫受体CD163共同属于甘露糖受体，它们有助于清除斑块内出血区域含甘露糖的血清糖蛋白和血红蛋白-触珠蛋白复合物［16， 17］。人颈动脉斑块的免疫组织化学分析证实了斑块中M1和M2巨噬细胞标记物的存在，有症状冠心病患者（n=34）的颈动脉斑块中富含M1型巨噬细胞，而无症状患者（n=46）的斑块中富含M2型巨噬细胞，其中甘露糖受体阳性巨噬细胞在远离坏死核心的斑块稳定区更为丰富［18， 19］。本研究中，IL‑10M Mrc1的表达显著升高，这一特点可能是IL‑10M具有抗斑块作用的理论依据。此外细胞实验和转录组分析结果均显示IL-10M中M1极化标志物Cd86和Tnf的表达下调，进一步证明了IL-10M可能具有M2表型巨噬细胞的特点。然而，转录组分析和细胞实验结果均显示IL-10M中M1极化标志物Il-1beta表达上调。IL-1β是炎症反应的关键介质，对于宿主的防御反应和抵抗病原体至关重要［20］。IL-10M是采用慢病毒感染的方式构建的，虽然慢病毒作为基因编辑工具理论上不具备致病活性，但无法排除其作为外界刺激物引起细胞防御反应的可能，后续研究中可以通过控制慢病毒的剂量与感染时长来减少潜在的免疫防御反应。ARG1和ARG2是哺乳动物ARG的异构体，催化相同的反应，前者定位在胞质，后者定位在线粒体［21］，既往文献报道IL-10可诱导巨噬细胞ARG1和ARG2的表达［22-24］，而本研究分析结果显示IL-10M的Arg2表达下调、Arg1表达上调。目前关于巨噬细胞过表达IL-10对Arg2影响的报道仍然较少，这一现象值得在后续研究中进一步探索。

炎症反应是AS相关疾病的潜在致病机制，IL-10作为一种抗炎的细胞因子，在炎性相关疾病中发挥保护作用［25］。有研究报道，血清中IL-10水平升高与C反应蛋白水平升高的急性冠脉综合征患者预后良好相关［26］。临床前研究提供了更多的证据，IL-10敲除（IL10-/-）的C57BL/6J小鼠相比野生型（IL10+/+）小鼠更容易形成斑块［27］；敲除ApoE-/-小鼠髓系细胞的IL-10基因导致小鼠斑块面积增大［28］。对IL-10-/-小鼠肌肉注射编码IL-10的质粒DNA可显著提高其IL-10水平，并抑制60%的斑块形成［27］；利用重组腺相关病毒在ApoE-/-或Ldlr-/-小鼠中导入IL-10基因可以有效地抑制斑块形成［7， 29］，利用纳米颗粒或外泌体包裹IL-10蛋白或mRNA，再导入ApoE-/-或Ldlr -/-小鼠也可有效抑制斑块进展和稳定斑块［8， 30-32］。综上，IL-10作为一种天然存在于体内且结构功能明确的抗炎因子，在AS干预中有广泛的应用前景。本研究通过慢病毒感染的方法构建了能够过表达IL-10的基因修饰巨噬细胞，利用同样在体内天然存在的巨噬细胞作为IL-10发挥抗炎作用的载体。

鉴于IL-10M的极化特点可能有助于延缓斑块进展，本研究随后检测了IL-10M对AS斑块的主动靶向能力，结果显示，IL-10M的绿色荧光出现在主动脉斑块中，初步证明了IL-10M可以保有生理状态下巨噬细胞受到斑块局部炎症信号招募的功能。在注射细胞后肝脏中显示出更高的荧光信号强度，可见IL-10M进入体内后主要被肝脏的免疫网络清除，因此为了使IL-10M能够更多地靶向到斑块，需要合适的注射剂量与频次。目前已有诸多临床前研究探索了巨噬细胞作为药物载体在疾病模型中的干预效果。有研究同样通过慢病毒感染的方式使RAW264.7细胞过表达IL-10、TGFRcFc、CD147等抗肺纤维化蛋白，随后以小鼠体质量1×105细胞/g的剂量，每隔1周经鼻腔吸入1种修饰后细胞，模型小鼠的肺纤维化程度明显减少［33］。另有研究对帕金森病模型小鼠静脉注射搭载了神经营养因子质粒DNA的RAW264.7巨噬细胞（5×106个细胞/针）后21 d在小鼠脑半球中发现了注射的细胞，并表现出神经保护效果［34］。将表达兔羧酸酯酶的RAW264.7细胞经腹腔注射（2×106/针）注入Pan02小鼠胰腺癌模型，结果显示，只有肿瘤内出现了RAW264.7的荧光信号，且小鼠的存活时间至少延长了10%［35］。RAW264.7细胞对巨噬细胞相关病变具有靶向能力，而IL-10可使巨噬细胞具备抗炎能力，因此IL-10M在AS的靶向治疗中有潜在的应用前景。

综上，过表达IL-10可调节巨噬细胞的极化表型，促进M2型标志物Mrc1的上调，这一特点可能是IL-10抗AS的潜在机制，结合IL-10M对斑块的靶向能力，可以推测IL-10M有望成为治疗AS的新型干预药物，为AS的抗炎治疗提供新的思路。

参考文献：

［1］ " "中国心血管健康与疾病报告编写组. 中国心血管健康与疾病报告2022概要［J］. 中国循环杂志， 2023， 38（6）： 583-612.

［2］ " "Vaduganathan M， Mensah GA， Turco JV， et al. The global burden of cardiovascular diseases and risk： a compass for future health［J］. J Am Coll Cardiol， 2022， 80（25）： 2361-71.

［3］ " Bouabdallaoui N， Tardif JC， Waters DD， et al. Time-to-treatment initiation of colchicine and cardiovascular outcomes after myocardial infarction in the Colchicine Cardiovascular Outcomes Trial （COLCOT）［J］. Eur Heart J， 2020， 41（42）： 4092-9.

［4］ " Weber C， von Hundelshausen P. CANTOS trial validates the inflammatory pathogenesis of atherosclerosis： setting the stage for a new chapter in therapeutic targeting［J］. Circ Res， 2017， 121（10）： 1119-21.

［5］ " "Ouyang WJ， Rutz S， Crellin NK， et al. Regulation and functions of the IL-10 family of cytokines in inflammation and disease［J］. Annu Rev Immunol， 2011， 29： 71-109.

［6］ " "Cavusoglu E， Marmur JD， Hojjati MR， et al. Plasma interleukin-10 levels and adverse outcomes in acute coronary syndrome［J］. Am J Med， 2011， 124（8）： 724-30.

［7］ " "Liu Y， Li DY， Chen JW， et al. Inhibition of atherogenesis in LDLR knockout mice by systemic delivery of adeno-associated virus type 2-hIL-10［J］. Atherosclerosis， 2006， 188（1）： 19-27.

［8］ " "Kim M， Sahu A， Hwang Y， et al. Targeted delivery of anti-inflammatory cytokine by nanocarrier reduces atherosclerosis in Apo E-/- mice［J］. Biomaterials， 2020， 226： 119550.

［9］ " Peng RY， Ji H， Jin LB， et al. Macrophage‑based therapies for atherosclerosis management［J］. J Immunol Res， 2020， 2020： 8131754.

［10］ "Porta C， Rimoldi M， Raes G， et al. Tolerance and M2 （alternative） macrophage polarization are related processes orchestrated by p50 nuclear factor kappaB［J］. Proc Natl Acad Sci U S A， 2009， 106（35）： 14978-83.

［11］ "Boehler RM， Kuo R， Shin S， et al. Lentivirus delivery of IL‑10 to promote and sustain macrophage polarization towards an anti-inflammatory phenotype［J］. Biotechnol Bioeng， 2014， 111（6）： 1210-21.

［12］ "Vergadi E， Ieronymaki E， Lyroni K， et al. Akt signaling pathway in macrophage activation and M1/M2 polarization［J］. J Immunol， 2017， 198（3）： 1006-14.

［13］ "Chen YN， Hu MR， Wang L， et al. Macrophage M1/M2 polarization［J］. Eur J Pharmacol， 2020， 877： 173090.

［14］ Hou PB， Fang JK， Liu ZH， et al. Macrophage polarization and metabolism in atherosclerosis［J］. Cell Death Dis， 2023， 14（10）： 691.

［15］ "Adamson S， Leitinger N. Phenotypic modulation of macrophages in response to plaque lipids［J］. Curr Opin Lipidol， 2011， 22（5）： 335-42.

［16］ Boyle JJ， Harrington HA， Piper E， et al. Coronary intraplaque hemorrhage evokes a novel atheroprotective macrophage phenotype［J］. Am J Pathol， 2009， 174（3）： 1097-108.

［17］ Feinberg H， Park-Snyder S， Kolatkar AR， et al. Structure of a C-type carbohydrate recognition domain from the macrophage mannose receptor［J］. J Biol Chem， 2000， 275（28）： 21539-48.

［18］Bouhlel MA， Derudas B， Rigamonti E， et al. PPARgamma activation primes human monocytes into alternative M2 macrophages with anti‑inflammatory properties［J］. Cell Metab， 2007， 6（2）： 137-43.

［19］ "de Gaetano M， Crean D， Barry M， et al. M1- and M2-type macrophage responses are predictive of adverse outcomes in human atherosclerosis［J］. Front Immunol， 2016， 7： 275.

［20］ "Lopez-Castejon G， Brough D. Understanding the mechanism of IL-1β secretion［J］. Cytokine Growth Factor Rev， 2011， 22（4）： 189-95.

［21］ "Niu FL， Yu Y， Li ZZ， et al. Arginase： an emerging and promising therapeutic target for cancer treatment［J］. Biomedecine Pharmacother， 2022， 149： 112840.

［22］ "Schreiber T， Ehlers S， Heitmann L， et al. Autocrine IL-10 induces hallmarks of alternative activation in macrophages and suppresses antituberculosis effector mechanisms without compromising T cell immunity［J］. J Immunol， 2009， 183（2）： 1301-12.

［23］ "Dowling JK， Afzal R， Gearing LJ， et al. Mitochondrial arginase-2 is essential for IL‑10 metabolic reprogramming of inflammatory macrophages［J］. Nat Commun， 2021， 12（1）： 1460.

［24］ Lang R， Patel D， Morris JJ， et al. Shaping gene expression in activated and resting primary macrophages by IL‑10［J］. J Immunol， 2002， 169（5）： 2253-63.

［25］ Iyer SS， Cheng GH. Role of interleukin 10 transcriptional regulation in inflammation and autoimmune disease［J］. Crit Rev Immunol， 2012， 32（1）： 23-63.

［26］ Heeschen C， Dimmeler S， Hamm CW， et al. Serum level of the antiinflammatory cytokine interleukin‑10 is an important prognostic determinant in patients with acute coronary syndromes［J］. Circulation， 2003， 107（16）： 2109-14.

［27］ "Mallat Z， Besnard S， Duriez M， et al. Protective role of interleukin-10 in atherosclerosis［J］. Circ Res， 1999， 85（8）： e17-e24.

［28］ "Orecchioni M， Wolf D， Suryawanshi V， et al. Deleting interleukin-10 from myeloid cells exacerbates atherosclerosis in Apoe-/- mice［J］. Cell Mol Life Sci， 2022， 80（1）： 10.

［29］ "Yoshioka T， Okada T， Maeda Y， et al. Adeno-associated virus vector-mediated interleukin‑10 gene transfer inhibits atherosclerosis in apolipoprotein E‑deficient mice［J］. Gene Ther， 2004， 11（24）： 1772-9.

［30］ Kamaly N， Fredman G， Fojas JJ， et al. Targeted interleukin‑10 nanotherapeutics developed with a microfluidic chip enhance resolution of inflammation in advanced atherosclerosis［J］. ACS Nano， 2016， 10（5）： 5280-92.

［31］ Gao MZ， Tang MP， Ho W， et al. Modulating plaque inflammation via targeted mRNA nanoparticles for the treatment of atherosclerosis［J］. ACS Nano， 2023， 17（18）： 17721-39.

［32］ Bu T， Li ZL， Hou Y， et al. Exosome-mediated delivery of inflammation‑responsive Il‑10 mRNA for controlled atherosclerosis treatment［J］. Theranostics， 2021， 11（20）： 9988-10000.

［33］ "Liu HY， Yang CP， Gao Y， et al. Macrophage-based delivery of anti-fibrotic proteins alleviates bleomycin-induced pulmonary fibrosis in mice［J］. Bioeng Transl Med， 2023， 8（5）： e10555.

［34］ Haney MJ， Zhao YL， Harrison EB， et al. Specific transfection of inflamed brain by macrophages： a new therapeutic strategy for neurodegenerative diseases［J］. PLoS One， 2013， 8（4）： e61852.

［35］ Basel MT， Balivada S， Shrestha TB， et al. A cell-delivered and cell-activated SN38-dextran prodrug increases survival in a murine disseminated pancreatic cancer model［J］. Small， 2012， 8（6）： 913-20.

（编辑：林 "萍）