紫檀芪调控核转录因子E2相关因子2对体外结肠癌细胞凋亡的影响

摘要：目的 探讨紫檀芪对人结肠癌细胞LoVo的作用，并研究核转录因子E2相关因子2（Nrf2）在紫檀芪作用LoVo细胞过程中的调控机制。方法 应用不同浓度的紫檀芪（5、10、20、40、60、80、100 μmol/L）处理LoVo细胞。CCK-8检测细胞活力，划痕实验检测细胞迁移，Transwell实验检测细胞侵袭，TUNEL染色检测细胞凋亡，JC-1检测线粒体膜电位水平，2’，7’-二氯荧光素二乙酸酯检测活性氧水平，Western blot检测细胞内Nrf2、磷酸化的Nrf2、血红素加氧酶-1及凋亡蛋白（Bcl2、Bax）的蛋白表达。此外，联合应用Nrf2特异性激动剂萝卜硫素后，重复检测细胞活力、细胞凋亡率及Nrf2的蛋白表达。结果 与对照组相比，40、60、80、100 μmol/L紫檀芪均可显著降低细胞活性（P=0.014，Plt;0.001，Plt;0.001，Plt;0.001）。5、10、20 μmol/L紫檀芪对LoVo细胞活性无影响，但可显著抑制细胞迁移（P=0.008，Plt;0.001，Plt;0.001）和侵袭（P均lt;0.001）。TUNEL染色、JC-1、2’，7’-二氯荧光素二乙酸酯染色结果显示40、60、80 μmol/L紫檀芪增加LoVo细胞凋亡（P=0.014，Plt;0.001，Plt;0.001），使线粒体膜电位去极化（P=0.026，Plt;0.001，Plt;0.001）并增加细胞内活性氧聚积（P均lt;0.001）。40、60、80 μmol/L紫檀芪下调了LoVo细胞中磷酸化的Nrf2（P=0.030，Plt;0.001，Plt;0.001）、血红素加氧酶-1（P=0.015，Plt;0.001，Plt;0.001）、Bcl2（P=0.039，Plt;0.001，Plt;0.001）的蛋白表达；60、80 μmol/L紫檀芪降低了Nrf2的蛋白表达（P=0.001，Plt;0.001），增加了Bax的蛋白表达（P均lt;0.001）。应用萝卜硫素联合处理后，紫檀芪抑制细胞活性（Plt;0.001）、增加细胞凋亡（Plt;0.001）及下调Nrf2表达（P=0.022）的作用明显减弱。结论 紫檀芪是一种有效抑制结肠癌细胞的化合物，其抗癌机制与抑制Nrf2通路有关。

关键词：紫檀芪；核转录因子E2相关因子2；结肠癌；细胞凋亡；活性氧

中图分类号： R574.6" 文献标识码： A" 文章编号：1000-503X（2024）04-0482-08

DOI：10.3881/j.issn.1000-503X.15988

Effect of Pterostilbene Regulating Nuclear Factor E2-Related Factor 2 on Apoptosis of Colon Cancer Cells in Vitro

SHI Xuehui1，2，FAN Chongxi2，YANG Quanlong1，2，WANG Xiaoying2，3，ZHAO Donglin1，2，LI Manhua2，WU Xueliang4，FAN Jianchun1，NING Shoubin2

1Postgraduate School，Hebei North University，Zhangjiakou，Hebei 075000，China

2Department of Gastroenterology，Air Force Medical Center of People’s Liberation Army，Beijing 100142，China

3The College of Life Sciences，Northwest University，Xi’an 710000，China

4Department of General Surgery，The First Affiliated Hospital of Hebei North University，Zhangjiakou，Hebei 075000，China

Corresponding author：NING Shoubin Tel：010-66928232，E-mail：ning-shoubin@163.com

ABSTRACT：Objective To investigate the effects of pterostilbene on human colon cancer LoVo cells and study the regulatory mechanism of nuclear factor E2-related factor 2 （Nrf2） in the process of pterostilbene acting on LoVo cells.Methods LoVo cells were treated with different concentrations （5，10，20，40，60，80，100 μmol/L） of pterostilbene.Cell viability，migration，invasion，and apoptosis were examined by CCK-8，scratch，Transwell，and TUNEL assays，respectively.The mitochondrial membrane potential was measured by the mitochondrial membrane potential assay kit with JC-1.The reactive oxygen species level was measured by 2’，7’-dichlorofluorescein diacetate.The protein levels of Nrf2，phosphorylated Nrf2，heme oxygenase 1，and apoptotic proteins （Bcl2 and Bax） were determined by Western blotting.In addition，cell viability，Nrf2 expression，and apoptosis rate were determined after co-application of the Nrf2-specific agonist sulforaphane.Results Compared with the control group，40，60，80，100 μmol/L pterostilbene reduced the viability of LoVo cells （P=0.014，Plt;0.001，Plt;0.001，Plt;0.001）.Pterostilbene at 5，10，20 μmol/L did not show effects on cell viability but inhibited cell migration （P=0.008，Plt;0.001，Plt;0.001） and invasion （all Plt;0.001）.Pterostilbene at 40，60，80 μmol/L increased apoptosis （P=0.014，Plt;0.001，Plt;0.001），promoted mitochondrial membrane potential depolarization （P=0.026，Plt;0.001，Plt;0.001） and reactive oxygen species accumulation （all Plt;0.001），and down-regulated the expression of phosphorylated Nrf2 （P=0.030，Plt;0.001，Plt;0.001），heme oxygenase 1 （P=0.015，Plt;0.001，Plt;0.001），and Bcl2 （P=0.039，Plt;0.001，Plt;0.001） in LoVo cells.Pterostilbene at 60，80 μmol/L down-regulated Nrf2 expression （P=0.001，Plt;0.001） and up-regulated Bax expression （both Plt;0.001）.The application of sulforaphane reversed the effects of pterostilbene on cell viability （Plt;0.001），apoptosis （Plt;0.001），and Nrf2 expression （P=0.022）.Conclusion Pterostilbene is a compound that can effectively inhibit colon cancer cells by inhibiting the Nrf2 pathway.

Key words：pterostilbene；nuclear factor E2-related factor 2；colon cancer；apoptosis；reactive oxygen species

Acta Acad Med Sin，2024，46（4）：482-489

结肠癌是一种常见的消化系统恶性肿瘤，发病率高且手术和放化疗预后不佳，极易出现肿瘤的复发和耐药，据统计，2020年结肠癌发病率为10%，死亡率为9.4%［1］。氧化应激损伤是指当细胞受到持续刺激时，线粒体内产生大量活性氧（reactive oxygen species，ROS），致使其功能异常，最终诱发细胞凋亡［2］。核转录因子E2相关因子2（nuclear factor E2-related factor 2，Nrf2）是机体强大的内源性抗氧化应激蛋白，在氧化应激损伤状态下，Nrf2发生磷酸化，激活血红素加氧酶-1（heme oxygenase-1，HO-1）的表达，发挥调节ROS、缓解炎性反应以及介导肿瘤进展的作用［3-4］。紫檀芪主要存在于葡萄、蓝莓等浆果中，具有抗氧化、抑制癌细胞增殖的功效［5］。有研究表明，紫檀芪能够抑制Nrf2依赖的抗氧化防御系统，降低黑色素瘤和胰腺癌细胞的增殖，其机制与诱导细胞凋亡有关［6］；但Nrf2在紫檀芪调控结肠癌生物学活性中的具体机制尚未完全阐明。本研究旨在探讨紫檀芪对结肠癌的作用，并分析紫檀芪调控Nrf2发挥抗结肠癌作用的潜在机制，为揭示紫檀芪抗结肠癌提供新的理论基础。

1 材料和方法

1.1 材料

结肠癌细胞LoVo（CL-0144）和DMEM高糖培养基（PM150210B）（武汉普诺赛生命科技有限公司），紫檀芪（T2888）和萝卜硫素（sulforaphane，SFN）（TQ0207）（美国TargetMol公司），CCK-8试剂盒（AQ308）、二甲基亚砜（AQ62650）和蛋白裂解液（AQ521）（北京翱擎生物科技有限公司），Transwell小室（CLS3422）和基质胶（356234）（美国Corning公司），结晶紫染色液（G1062）（北京索莱宝科技有限公司），JC-1线粒体膜电位（mitochondrial membrane potential，MMP）荧光探针检测试剂盒（40706ES60）（上海翊圣生物科技有限公司），细胞凋亡原位检测试剂盒（11684795910）、蛋白酶抑制剂（04693132001）和磷酸酶抑制剂（049-06845001）（德国Roche公司），DAPI染色液（C02-04002）（北京博奥森生物技术有限公司），ROS检测试剂盒（S0033S）（上海碧云天生物技术有限公司），Nrf2（16396-1-AP）、HO-1（10701-1-AP）、Bcl2（12789-1-AP）和Bax（50599-2-Ig）抗体（美国Proteintech公司），磷酸化的Nrf2（phosphorylated Nrf2，p-Nrf2）（ab76026）抗体（美国Abcam公司），β-actin（T0022）抗体（美国Affinity公司），辣根过氧化物酶标记的山羊抗小鼠IgG（H+L）（ZB-2305）和辣根过氧化物酶标记的山羊抗兔IgG（H+L）（ZB-2301）（北京中杉金桥生物技术有限公司）。

1.2 细胞培养和传代

细胞生长于DMEM高糖完全培养基（含10%的胎牛血清）中，培养环境37 ℃、5% CO2，隔天换液；细胞密度达90%以上时用0.25%胰蛋白酶消化传代。

1.3 CCK-8试剂盒评估细胞活力

细胞接种于96孔板中（1×104个/孔），对照组为无血清培养基，紫檀芪（20、40、60、80、100 μmol/L）处理细胞24 h。结束后，每孔加入100 μL DMEM和10 μL CCK-8试剂，避光孵育2 h，使用多功能酶标仪（SynergyH1，美国伯腾仪器有限公司）对细胞进行450 nm的吸光度值检测。

1.4 细胞划痕和Transwell实验

1.4.1 划痕实验

细胞于6孔板中培养（1×106个/孔）。当细胞生长到汇合时，使用200 μL微量移液器枪头在每孔中间划成线形伤口。PBS洗涤3次，加入紫檀芪（0、5、10、20 μmol/L）处理24 h，使用倒置显微镜（Primovert iLED，德国蔡司公司）拍摄划痕图像，并测量分析划痕之间的距离。

1.4.2 Transwell实验

基质胶稀释液覆盖在Transwell小室的上室（60 μL/孔），孵育3 h，水化后于上室接种细胞（8×104个/室）。上室细胞经紫檀芪（0、5、10、20 μmol/L）干预后，下室加入DMEM高糖完全培养基（600 μL/孔）于37 ℃、5% CO2培养箱中培养24 h。加入0.1%结晶紫染色液染色10 min，棉签擦拭未穿过聚碳酸酯膜上的细胞，倒置显微镜（Primovert iLED、德国卡尔蔡司公司）下观察侵袭细胞数。

1.5 TUNEL染色细胞凋亡检测

紫檀芪（0、40、60、80 μmol/L）作用细胞24 h，多聚甲醛固定细胞，并用0.5% Triton X-100处理20 min，加入预制TUNEL工作溶液，37 ℃避光 1 h，用DAPI染色液显色细胞核10 min。使用倒置荧光显微镜（Axio Scope A1，德国卡尔蔡司公司）拍摄图像，并对凋亡细胞进行计数。

1.6 MMP检测

紫檀芪（0、40、60、80 μmol/L）干预细胞24 h，加入JC-1工作液并在避光条件下培养20 min，弃去旧培养基，用JC-1染色缓冲液（1×）洗涤两次，每孔加入500 μL无血清培养基，倒置荧光显微镜下（Axio Scope A1，德国卡尔蔡司公司）拍摄图像，计算绿色荧光强度与红色荧光强度比值，分析MMP去极化水平。

1.7 细胞内ROS水平检测

紫檀芪（0、40、60、80 μmol/L）干预细胞24 h，无血清培养基将2’，7’-二氯荧光素二乙酸酯稀释为10 μmol/L，避光培养细胞20 min。倒置荧光显微镜下（Axio Scope A1，德国卡尔蔡司公司）拍摄图像。

1.8 Western blot检测

紫檀芪（0、40、60、80 μmol/L）作用细胞24 h，蛋白裂解液于冰上裂解细胞15 min，4 ℃环境下×12 000 g离心20 min，混合上样缓冲液高温变性。将蛋白样品凝胶电泳，转膜后用含5%脱脂牛奶封闭2 h，分别加入相应一抗（β-actin：1∶5000、Nrf2：1∶2000、p-Nrf2：1∶1000、HO-1：1∶3000、Bcl-2：1∶1000、Bax：1∶1000），4 ℃孵育过夜。次日将条带孵育相应二抗（1∶5000）中，室温1.5 h，化学发光显影，使用Bio-Rad成像系统（ChemiDoc MP，美国伯乐公司）采集数据。选取β-actin作为内参。

1.9 应用Nrf2激动剂重复实验

为了验证Nrf2在紫檀芪诱导细胞凋亡过程中的作用，筛选合适的Nrf2特异性激动剂SFN的应用浓度（1、2、5、10 μmol/L），然后给予一定量SFN联合紫檀芪（80 μmol/L）处理细胞并进行细胞活力、细胞凋亡率及Nrf2蛋白检测。

1.10 统计学处理

应用统计软件GraphPad prism 9进行统计分析，符合正态分布和方差齐性的数据以均数±标准差表示，多组间采用单因素方差分析评价均值差异，组间差异进一步分析采用Dunnett-t检验。每组实验均重复3次。Plt;0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 紫檀芪对细胞形态和活力的影响

紫檀芪作用细胞24 h，倒置显微镜下观察细胞形态，与对照组相比，随着紫檀芪浓度增加，细胞形态逐渐皱缩，且细胞附着数量逐渐下降（图1）。CCK-8结果显示，与对照组（100.00±1.41）%相比，20 μmol/L紫檀芪干预后细胞活力为（99.50±4.73）%（q=0.182，P=1.000），对细胞活力无影响。40、60、80、100 μmol/L紫檀芪干预后，细胞活力分别为（90.75±1.26）% （q=3.370，P=0.014）、（78.75±6.40）% （q=7.742，Plt;0.001）、（44.00±4.55）% （q=20.400，Plt;0.001）、（24.75±1.71）% （q=27.410，Plt;0.001），细胞活力均显著下降。

2.2 紫檀芪对细胞迁移、侵袭的影响

5、10、20 μmol/L紫檀芪处理细胞24 h后，细胞划痕实验结果显示，与对照组（101.70±2.89）%相比，随着浓度的增加，划痕间距的增宽率分别增加至（122.00±10.58）% （q=4.165，P=0.008）、（138.70±2.31）% （q=7.579，Plt;0.001）、（154.70±4.16）% （q=10.860，Plt;0.001）（图2A）。Transwell侵袭实验结果显示，与对照组（103.20±2.48）%相比，5、10、20 μmol/L紫檀芪作用细胞24 h后，穿过Transwell小室基底膜的细胞侵袭率分别减少至（77.50±5.01）% （q=12.460，Plt;0.001）、（49.50±2.81）% （q=26.050，Plt;0.001）、（31.83±3.43）% （q=34.620，Plt;0.001）（图2B）。

2.3 紫檀芪对细胞凋亡和MMP的影响

40、60、80 μmol/L紫檀芪处理24 h，与对照组相比，绿色荧光数量与蓝色荧光数量比值均显著增加（图3A），对照组凋亡率为（1.33±0.58）%，40、60、80 μmol/L紫檀芪处理24 h后，细胞凋亡率分别增加至（11.00±1.73）% （q=3.760，P=0.014）、（25.00±4.00）% （q=9.204，Plt;0.001）、（50.67±4.51）% （q=19.190，Plt;0.001）。通过MMP检测进一步证实，40、60、80 μmol/L紫檀芪处理24 h，与对照组相比，随着紫檀芪浓度的增加，绿色荧光强度与红色荧光强度比值均显著增加（图3B），对照组去极化水平为（1.33±0.58）%，40、60、80 μmol/L紫檀芪处理24 h后，MMP去极化水平分别增加至（11.00±2.65）% （q=3.327，P=0.026）、（24.67±5.51）% （q=8.030，Plt;0.001）、（48.00±3.61）% （q=16.060，Plt;0.001）。

2.4 紫檀芪对细胞内ROS的影响

与对照组（105.20±4.57）%相比，40、60、80 μmol/L紫檀芪处理24 h后，绿色荧光强度均显著增加（图4），ROS水平分别增加至（167.80±6.41）% （q=7.213，Plt;0.001）、（254.50±17.12）% （q=17.220，Plt;0.001）、（424.50±9.79）% （q=36.840，Plt;0.001）。

2.5 紫檀芪对Nrf2、HO-1以及相关凋亡蛋白表达的影响

Western blot结果显示，与对照组（84.78±4.02）%相比，40、60、80 μmol/L紫檀芪处理细胞后下调了p-Nrf2的蛋白表达，p-Nrf2的蛋白表达分别为（75.97±3.31）% （q=3.220，P=0.030）、（63.89±3.32）% （q=7.635，Plt;0.001）、（50.91±2.60）% （q=12.380，Plt;0.001）；与对照组（73.66±3.47）%相比，60、80 μmol/L紫檀芪处理细胞后降低了Nrf2的蛋白表达，Nrf2的蛋白表达分别为（59.31±3.25）% （q=6.130，P=0.001）、（49.19±2.97）% （q=10.450，Plt;0.001），40 μmol/L紫檀芪［（68.79±1.23）%］与对照组相比差异无统计学意义（q=2.081，P=0.163）；与对照组（99.12±10.74）%相比，40、60、80 μmol/L紫檀芪处理细胞后下调了HO-1的蛋白表达，HO-1的蛋白表达分别为（77.83±6.41）%（q=3.730， P=0.015）、（58.83±3.11）% （q=7.059，Plt;0.001）、（40.16±5.41）% （q=10.330，Plt;0.001）；与对照组（98.08±1.33）%相比，40、60、80 μmol/L紫檀芪处理细胞后降低了Bcl2的蛋白表达，Bcl2的蛋白表达分别为（92.07±3.04）% （q=3.044，P=0.039）、（70.54±2.37）% （q=13.950，Plt;0.001）、（55.62±2.60）% （q=21.510，Plt;0.001）；与对照组（37.01±2.97）%相比，60、80 μmol/L紫檀芪处理细胞后上调了Bax的蛋白表达，Bax的蛋白表达分别为（87.08±5.18）% （q=12.490，Plt;0.001）、（101.90±7.15）% （q=16.180，Plt;0.001），40 μmol/L紫檀芪［（41.99±3.10）%］与对照组相比差异无统计学意义（q=1.241，P=0.498）（图5）。

2.6 联合应用SFN后紫檀芪对细胞活性、凋亡和Nrf2蛋白的影响

为了证实Nrf2在紫檀芪诱导细胞凋亡中的具体作用，将Nrf2激动剂SFN联合应用于实验。1、2、5、10 μmol/L SFN处理细胞24 h后，CCK-8检测显示，与对照组（100.00±6.69）%相比，细胞活力分别为（100.70±5.89）% （q=0.146，P=1.000）、（98.75±8.48）% （q=0.270，P=0.996）、（98.30±6.53）% （q=0.367，P=0.988）、（86.05±4.51%）（q=3.014，P=0.029），提示SFN在浓度为10 μmol/L时，对细胞产生了毒性作用，因此，选用5 μmol/L用于后续实验。CCK-8检测显示，与80 μmol/L紫檀芪（56.11±2.36）%相比，SFN联合80 μmol/L紫檀芪细胞活力增加至（73.01±3.21）%（q=9.453，Plt;0.001）。细胞凋亡率检测显示，与80 μmol/L紫檀芪（48.00±2.65）%相比，SFN联合80 μmol/L紫檀芪细胞凋亡率减少至（25.33±2.08）% （q=14.080，Plt;0.001）（图6A）。Western blot结果显示，与80 μmol/L紫檀芪（48.53±1.94）%相比，SFN联合80 μmol/L紫檀芪上调了Nrf2蛋白的表达［（61.94±6.28）%；q=3.509，P=0.022］（图6B）。

3 讨论

结肠癌是一种常见的消化系统恶性肿瘤，手术和放化疗预后不佳，是导致人类死亡的主要原因之一［1］。Nrf2是结肠癌患者预后情况判定的指标之一，其变化与结肠黏膜细胞病变密切相关；通常Nrf2发生磷酸化，激活下游蛋白HO-1的表达，发挥抑制结肠癌的作用［7］。紫檀芪是白藜芦醇的甲基化衍生物，具有与白藜芦醇类似的抗氧化、抗真菌、抑制癌细胞增殖的作用，且稳定性和生物利用度更高［5］。紫檀芪作为一种有效的抗癌化合物，可通过激活多条分子通路发挥作用［8-13］。然而，紫檀芪对结肠癌的作用及潜在机制尚未完全阐明。

紫檀芪作为一种新兴抗肿瘤的活性单体，具有抑制多种癌细胞增殖的功效。Feng等［10］研究显示紫檀芪干预人食管癌细胞后细胞的活力显著降低。本研究显示PTE抑制了LoVo细胞的迁移和侵袭，随着浓度的增加，紫檀芪降低了细胞活性。

紫檀芪通过诱导凋亡相关蛋白可介导肿瘤细胞凋亡。Ning等［14］研究显示，p53通过靶向Bcl2、Bax抑制肿瘤细胞的增殖，Bcl2和Bax通过线粒体凋亡途径促进细胞凋亡，当Bcl2的表达水平降低或Bax表达水平升高时，可促进结肠癌细胞凋亡。有研究显示，紫檀芪干预口腔癌细胞后诱导了细胞的凋亡，通过下调Bcl2以及增加Bax蛋白表达发挥促进细胞凋亡的作用［15］。本研究显示，给予LoVo细胞紫檀芪处理，Bax/Bcl2蛋白表达比值增加，表明紫檀芪诱导结肠癌细胞的凋亡机制与Bcl2、Bax的蛋白表达有关。

ROS在细胞分裂、衰老和信号传导中发挥着重要作用，线粒体是氧气消耗的主要场所，当发生氧化应激损伤时，线粒体内产生大量ROS，使其功能异常，最终诱发细胞凋亡［2］。因此，激活ROS堆积是诱导肿瘤细胞凋亡的重要途径。有研究显示多种中药单体通过过度激活ROS的产生发挥抗癌作用［4，16］。另有研究表明紫檀芪增加了乳腺癌细胞内ROS的生成，证实紫檀芪诱导了ROS的堆积，激活内质网应激，发挥促进乳腺癌细胞凋亡的作用［17］。当发生氧化应激损伤时，MMP的去极化使线粒体膜通透性增加，激活线粒体蛋白（如凋亡诱导因子等）从线粒体基质释放至胞质，进而引发细胞凋亡。本研究应用2’，7’-二氯荧光素二乙酸酯检测ROS水平显示，绿色荧光强度明显增加；进一步通过JC-1检测MMP显示，绿色荧光强度与红色荧光强度比值显著增加；TUNEL染色检测细胞凋亡显示，绿/蓝荧光数量比例增大。ROS的聚积、MMP去极化水平和细胞凋亡率增加，表明紫檀芪致使线粒体功能失衡，诱导细胞最终发生凋亡反应。紫檀芪诱导了ROS的积聚，促进MMP去极化水平进一步加剧，升高了结肠癌细胞的凋亡率，表明紫檀芪诱导氧化应激反应是发挥促进结肠癌细胞凋亡的重要机制。

Nrf2是维持细胞稳态的主要转录因子，其在机体抗癌中发挥了关键作用，在稳定的生理状态下，Nrf2主要与其抑制剂Kelch样ECH相关蛋白1结合，以非活性的状态存在于胞质中；在氧化应激状态下，Nrf2发生磷酸化，Kelch样ECH相关蛋白1与Nrf2解离，导致Nrf2从胞质移位至胞核，并与抗氧化反应元件位点结合，激活下游蛋白HO-1的表达发挥抗癌作用［18-21］。研究表明在结肠癌细胞中Nrf2被过度激活，通过抑制肿瘤细胞凋亡以及增强肿瘤干细胞自我更新能力，诱导癌细胞增殖，最终导致结肠癌发生进展、转移和放化疗的耐受等［7］。由于Nrf2的过度表达发挥促癌作用，应用Nrf2抑制剂可能成为治疗癌症的新手段。研究者给予患者二甲双胍治疗后，结肠癌患者组织中Nrf2 mRNA表达水平显著降低，改善了患者的预后［22］。另有研究显示，汉黄芩素通过诱发ROS的积聚，抑制Nrf2的表达，促进结肠癌细胞的凋亡［23］。本研究紫檀芪诱导LoVo细胞线粒体氧化应激反应的同时，伴随着Nrf2、p-Nrf2以及Nrf2的下游调控蛋白HO-1表达下调。SFN可以阻止Nrf2的泛素化进而减少Nrf2的降解，联合应用SFN后明显减弱了紫檀芪对结肠癌细胞凋亡的作用，表明紫檀芪通过抑制Nrf2诱导结肠癌细胞的凋亡。

综上，紫檀芪通过显著增加ROS堆积，抑制Nrf2/HO-1表达，从而有效抑制结肠癌细胞的增殖、转移和侵袭。因此，紫檀芪有望成为有效的抗结肠癌备选化合物，但其抗癌机制还需进行更全面的研究。

利益冲突 所有作者声明无利益冲突

作者贡献声明 石学汇：研究设计与实施、撰写论文；范崇煕：论文修改；杨全龙、王晓莹、赵东林、李曼华、武雪亮、樊建春：数据搜集、整理及统计学分析；宁守斌：研究指导、设计、论文修改、审阅和定稿

参 考 文 献

［1］Sung H，Ferlay J，Siegel RL，et al.Global cancer statistics 2020：globocan estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries［J］.CA Cancer J Clin，2021，71（3）：209-249.DOI：10.3322/caac.21660.

［2］Zhang CX，Lin YL，Lu FF，et al.Krüppel-like factor 12 regulates aging ovarian granulosa cell apoptosis by repressing SPHK1 transcription and sphingosine-1-phosphate （S1P） production［J］.J Biol Chem，2023，299（9）：105126.DOI：10.1016/j.jbc.2023.105126.

［3］Liang Y，Fan C，Yan X，et al.Berberine ameliorates lipopolysaccharide-induced acute lung injury via the PERK-mediated Nrf2/HO-1 signaling axis［J］.Phytother Res，2019，33（1）：130-148.DOI：10.1002/ptr.6206.

［4］Liu C，Rokavec M，Huang Z，et al.Curcumin activates a ROS/KEAP1/NRF2/miR-34a/b/c cascade to suppress colorectal cancer metastasis［J］.Cell Death Differ，2023，30（7）：1771-1785.DOI：10.1038/s41418-023-01178-1.

［5］Akinwumi BC，Bordun KM，Anderson HD.Biological activities of stilbenoids［J］.Int J Mol Sci，2018，19（3）：792. DOI：10.3390/ijms19030792.

［6］Benlloch M，Obrador E，Valles SL，et al.Pterostilbene decreases the antioxidant defenses of aggressive cancer cells in vivo：a physiological glucocorticoids- and Nrf2-dependent mechanism［J］.Antioxid Redox Sign，2016，24（17）：974-990. DOI：10.1089/ars.2015.6437.

［7］Wu S，Lu H，Bai Y.Nrf2 in cancers：a double-edged sword［J］.Cancer Med，2019，8（5）：2252-2267.DOI：10.1002/cam4.2101.

［8］Kumar V，Haldar S，Das NS，et al.Pterostilbene-isothiocyanate inhibits breast cancer metastasis by selectively blocking IKK-β/NEMO interaction in cancer cells［J］.Biochem Pharmacol，2021，192：114717.DOI：10.1016/j.bcp.2021.114717.

［9］Wen W，Lowe G，Roberts CM，et al.Pterostilbene suppresses ovarian cancer growth via induction of apoptosis and blockade of cell cycle progression involving inhibition of the STAT3 pathway［J］.Int J Mol Sci，2018，19（7）：1983. DOI：10.3390/ijms19071983.

［10］Feng Y，Yang Y，Fan C，et al.Pterostilbene inhibits the growth of human esophageal cancer cells by regulating endoplasmic reticulum stress［J］.Cell Physiol Biochem，2016，38（3）：1226-1244.DOI：10.1159/000443071.

［11］Hemani R，Patel I，Inamdar N，et al.Dietary pterostilbene for MTA1-targeted interception in high-risk premalignant prostate cancer［J］.Cancer Prev Res （Phila），2022，15（2）：87-100.DOI：10.1158/1940-6207.CAPR-21-0242.

［12］Chen RJ，Lyu YJ，Chen YY，et al.Chloroquine potentiates the anticancer effect of pterostilbene on pancreatic cancer by inhibiting autophagy and downregulating the RAGE/STAT3 pathway［J］.Molecules，2021，26（21）：6741.DOI：10. 3390/molecules26216741.

［13］Khalil MI，Agamy AF，Elshewemi SS，et al.Pterostilbene induces apoptosis in hepatocellular carcinoma cells：biochemical，pathological，and molecular markers［J］.Saudi J Biol Sci，2023，30（8）：103717.DOI：10.1016/j.sjbs.2023.103717.

［14］Ning JY，Ma B，Huang JY，et al.Integrated network pharmacology and metabolomics reveal the action mechanisms of vincristine combined with celastrol against colon cancer［J］.J Pharm Biomed Anal，2023，239：115883.DOI：10.1016/j.jpba.2023.115883.

［15］Tang KW，Ke CC，Tseng CH，et al.Enhancement of anticancer potential of pterostilbene derivative by chalcone hybridization［J］.Molecules，2021，26（16）：4840.DOI：10. 3390/molecules26164840.

［16］Wang L，Wang C，Li X，et al.Melatonin and erastin emerge synergistic anti-tumor effects on oral squamous cell carcinoma by inducing apoptosis，ferroptosis，and inhibiting autophagy through promoting ROS［J］.Cell Mol Biol Lett，2023，28（1）：36.DOI：10.1186/s11658-023-00449-6.

［17］Hung CM，Liu LC，Ho CT，et al.Pterostilbene enhances TRAIL-induced apoptosis through the induction of death receptors and downregulation of cell survival proteins in trail-resistance triple negative breast cancer cells［J］.J Agric Food Chem，2017，65（51）：11179-11191.DOI：10.1021/acs.jafc.7b02358.

［18］Cho HY，Reddy SP，Kleeberger SR.Nrf2 defends the lung from oxidative stress［J］.Antioxid Redox Sign，2006，8（1-2）：76-87.DOI：10.1089/ars.2006.8.76.

［19］Ma Q.Role of Nrf2 in oxidative stress and toxicity［J］.Annu Rev Pharmacol Toxicol，2013，53：401-426.DOI：10.1146/annurev-pharmtox-011112-140320.

［20］Jung KA，Kwak MK.The Nrf2 system as a potential target for the development of indirect antioxidants［J］.Molecules，2010，15（10）：7266-7291.DOI：10.3390/molecules15107266.

［21］Katoh Y，Iida K，Kang MI，et al.Evolutionary conserved N-terminal domain of Nrf2 is essential for the Keap1-mediated degradation of the protein by proteasome［J］.Arch Biochem Biophys，2005，433（2）：342-350.DOI：10.1016/j.abb.2004.10.012.

［22］Sena P，Mancini S，Benincasa M，et al.Metformin induces apoptosis and alters cellular responses to oxidative stress in ht29 colon cancer cells：preliminary findings［J］.Int J Mol Sci，2018，19（5）：1478.DOI：10.3390/ijms19051478.

［23］Yao J，Zhao L，Zhao Q，et al.NF-κB and Nrf2 signaling pathways contribute to wogonin-mediated inhibition of inflammation-associated colorectal carcinogenesis［J］.Cell Death Dis，2014，5（6）：e1283.DOI：10.1038/cddis.2014.221.

（收稿日期：2024-01-02）