外泌体在心肌梗死治疗中的研究新进展

侯永波　余骏马　朱海娟

摘要：心肌梗死是致死率较高的疾病之一，且疾病后期进展常导致慢性心力衰竭的发生，探索新的治疗方法对于心肌梗死的预后十分重要。外泌体是由细胞或组织液释放的直径为30～150 nm的纳米级囊泡，其囊泡内携带着来自亲代细胞分泌的特异DNA、RNA、蛋白质、脂质和代谢废物等物质，其作为心肌梗死的潜在治疗方法在基础实验中早已被证实。就不同细胞组织来源的外泌体、工程化外泌体以及外泌体细胞膜融合策略在心肌梗死治疗中的研究进展进行综述，为外泌体在临床上的应用提供科学证据。

关键词：心肌梗死；外泌体；间质干细胞；成纤维细胞；巨噬细胞；膜融合；微RNAs

中图分类号：R541文献标志码：ADOI：10.11958/20230440

New research progress of exosomes in the treatment of myocardial infarction

HOU Yongbo YU Junma ZHU Haijuan

1 College of Anesthesiology-Wannan Medical College， Wuhu 241002， China; 2 Department of Anesthesiology， the Third Affiliated Hospital of Anhui Medical University， Hefei First People's Hospital; 3 Department of Anesthesiology，

Maternal and Child Health Hospital Affiliated to Anhui Medical University

Corresponding Author E-mail： 35880762@qq.com

Abstract： Myocardial infarction is one of the most lethal diseases， and the progression of the disease often leads to the occurrence of chronic heart failure. Therefore， it is very important to explore new treatment methods for the prognosis of myocardial infarction. Exosomes are nanoscale vesicles with a diameter of 30-150 nm released from cells or tissue fluid. The vesicles carry specific DNA， RNA， proteins， lipids， metabolic waste and other substances secreted by parental cells. As a potential treatment for myocardial infarction， it has long been confirmed in basic experiments. This article reviews the latest research progress of exosomes from different cells and tissues， engineered exosomes and exosome cell membrane fusion strategies in the treatment of myocardial infarction， and provides scientific evidence for the clinical application of exosomes.

Key words： myocardial infarction; exosomes; mesenchymal stem cells; fibroblasts; macrophages; membrane fusion; microRNAs

急性心肌梗死（AMI）可造成心肌細胞永久性死亡和组织继发性纤维化瘢痕，严重影响患者生存质量。尽管临床上再灌注治疗获得了一定疗效，但由于心室重构的原因，部分患者最终进展为慢性心力衰竭。因此探索新的治疗药物和技术对于心肌梗死治疗具有重要意义。外泌体是一类细胞外囊泡，由Johnstone于1983年从绵羊的网织红细胞中发现。起初研究者认为外泌体仅作为细胞代谢过程中的“垃圾袋”这一角色存在。随着对外泌体的深入研究，发现其还具有细胞信号转导、组织发育与修复、免疫调节等多个重要的病理生理作用［1］。机体多种细胞均可分泌外泌体，其携带的独特蛋白质和遗传物质基于亲代细胞类型及细胞生理状态而存在差异［2］。不同细胞来源的外泌体以不同机制在缺血心肌处发挥保护效应。此外，通过构建工程化外泌体和外泌体细胞膜融合策略，提高了外泌体靶向能力和治疗效率，为外泌体生物制剂开发提供了新的方向。

1 不同细胞来源外泌体的心肌保护作用

1.1 间充质干细胞（mesenchymal stem cell，MSCs）源性外泌体 MSCs是一种多能干细胞，具有自我更新和多向分化的潜能。近年来，越来越多的研究证明MSCs衍生的外泌体通过递送囊泡内信号分子至缺血心肌，对受损的心肌细胞同样具有保护能力［3-5］。Tang等［3］发现，间充质干细胞源性外泌体（mesenchymal stem cell-derived exosomes，MSC-exos）可通过递送miR-320b至受体细胞，下调受体细胞中的NOD样受体热蛋白结构域相关蛋白3（NLRP3）蛋白表达，抑制大鼠梗死区心肌细胞焦亡，减小心肌梗死面积。在另一项研究中，MSC-exos来源的miR-486-5p通过抑制H9C2心肌细胞缺氧状态中磷酸酶基因（PTEN）的表达，从而激活下游磷脂酰肌醇3-激酶/磷酸激酶B（PI3K/AKT）通路，最终诱导H9C2心肌细胞增殖并减少其凋亡［4］。此外，MSC-exos还可通过基因修饰使外泌体富集特定基因，来调节受体细胞的生物学行为。Sun等［5］将过表达缺氧诱导因子-1α（HIF-1α）慢病毒载体转染至MSCs中，将过表达HIF-1α的MSC-exos经尾静脉血管注入到心肌梗死大鼠体循环中，28 d后发现梗死心肌纤维化程度降低，心室重构减轻，同时超声结果显示大鼠左心室收缩末期内径和右心室舒张末期内径降低，左心室射血分数和左心室短轴缩短率提高，保护了心脏泵功能，对心肌梗死起到明显治疗作用。

1.2 心脏祖细胞源性外泌体（cardiac progenitor cells，CPCs-exos） 祖细胞也称前体细胞，分化程度处于干细胞和成体细胞两者之间，拥有向心肌、心脏血管等心脏组织结构分化的潜能［6］。CPCs-exos通过调节蛋白质或靶基因的表达，修复受损心肌和实现心脏保护效应。Youn等［7］利用生物合成技术构建高表达具有促血管生成作用的miR-322的CPCs-exos，与单独注射CPCs-exos相比，高表达的miR-322通过烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸氧化酶2（NOX2）调节内皮细胞迁移和刺激毛细血管生成，促进心肌修复。除促血管生成作用外，CPCs-exos中的一些miRNA也可通过降低心肌细胞缺血缺氧状态下的氧化应激来发挥心肌保护效应。Xiao等［8］研究发现，心肌缺血再灌注期间，缺血心肌处活性氧大量生成，受氧化应激刺激的CPCs分泌高表达miR-21的外泌体，旁分泌的外泌体通过与邻近细胞膜融合传递miR-21，抑制靶细胞中的程序性细胞死亡因子4（PDCD4）的表达，从而减少心肌细胞氧化应激继发的细胞凋亡。

1.3 血浆源性外泌体 除了干细胞来源之外，一些研究发现循环血液中的一些外泌体同样具有心肌保护效应。Vicencio等［9］研究证实血浆来源的外泌体其囊泡膜表面的热休克蛋白（HSP70）通过調控Toll样受体4-细胞外调节蛋白激酶1/2-P38丝裂原活化蛋白激酶（TLR4-ERK1/2-P38 MAPK）信号轴，使HSP27磷酸化，从而产生心肌保护效应。此外，当慢性心力衰竭的心肌经历缺血时，血浆来源的外泌体对心肌也同样具有保护作用。Luo等［10］通过永久性结扎大鼠心脏冠状动脉28 d构建梗死后慢性心力衰竭模型，于心肌缺血前输注缺血预处理后的供体大鼠血浆外泌体，发现心肌缺血面积显著降低，同时乳酸脱氢酶、肌钙蛋白，以及肌酸激酶同工酶指标均优于对照组。但血浆来源的外泌体并非全部具有保护作用，不同疾病状态下的外泌体因内容物含量差异而发挥不同的病理生理作用。研究发现，健康志愿者血浆中的外泌体所包含的miR-342-3p能分别靶向心肌细胞中的SRY-box转录因子6（SOX6）和转录因子EB（TFEB）基因，抑制心肌细胞的凋亡和自噬，然而处于急性心肌梗死康复期（梗死后3～7 d）患者的血浆外泌体中miR-342-3p的含量是显著下调的，对心脏修复不利［11］。因此，血浆源性的外泌体对缺血心肌的作用可能是多方面复杂的，还需要进一步探究。

1.4 心肌细胞源性外泌体 不同微环境下的心肌细胞分泌的外泌体内容物会有所差异，从而发挥出不同的心肌修复能力。此外，心肌细胞与心脏中其他细胞（如内皮细胞、成纤维细胞、巨噬细胞等）间的细胞通讯和心脏功能关系密切且重要。Turner等［12］通过对左心室肥大和正常左心室人群样本的人诱导多功能干细胞源性心肌细胞（hiPSC-CMs）及其各自分泌的外泌体RNA种类测序，发现两者之间细胞和外泌体中RNA种类和数量呈现明显不同的表达模式，接着将两组外泌体分别和人诱导多功能干细胞源性内皮细胞共孵育后，发现左心室肥大组外泌体促进了内皮细胞增殖，但血管生成和迁移减少，血管生成功能失调，表明不同环境中外泌体的功能会受到调节，且外泌体作为细胞间信息通信介质的重要作用。

1.5 心脏成纤维细胞源性外泌体 心肌梗死后长时间缺血过程中，心肌细胞陆续死亡，后期成纤维细胞增多，分泌胶原外纤维促进瘢痕组织的形成，大量的瘢痕组织会代替正常的心脏结构，导致心脏收缩舒张功能受损，影响全身供血。但在心肌梗死期间心脏成纤维细胞分泌的外泌体中的miRNA表达异常，产生心肌保护作用。Liu等［13］研究表明，在SD大鼠心肌梗死模型中，心肌成纤维细胞分泌的外泌体中miR-133a表达异常升高，其通过靶向结合心肌细胞内的ELAV样RNA结合蛋白1（ELAVL1）基因，抑制心肌细胞焦亡。Luo等［14］通过建立细胞缺氧复氧和动物缺血再灌注模型，用富含miR-423-3p的心脏成纤维细胞源性外泌体干预，发现其靶向下游基因RAP2C，减轻了细胞凋亡，缩小了梗死面积，提示RAP2C作为一种新型靶向治疗的可能性。

1.6 巨噬细胞源性外泌体 炎症调控在心肌梗死后心室重构的过程发挥重要作用，并与心肌梗死继发的各种病理生理过程密切相关。巨噬细胞是机体固有免疫细胞，根据炎症微环境的改变表现出促炎M1表型或抗炎M2表型。研究表明，在心肌梗死后M1型巨噬细胞浸润梗死心肌，随后表型动态改变为M2表型，有助于从炎症向修复的转变［15］，这一作用可能是通过巨噬细胞来源的外泌体来调控的。Wang等［16］发现，心肌梗死后M1型巨噬细胞分泌高表达miR-155的M1型-外泌体（M1-exos），并可从巨噬细胞转移到心肌成纤维细胞，基因敲除miR-155的小鼠心肌梗死后心脏破裂的发生率降低，心功能改善，而给予M1-exos或miR-155模拟物后，心脏破裂发生率增加、炎症反应也会加剧。Liu等［17］发现，心肌梗死后多个促炎miRNAs在M1-exos中高表达，包括上述的miR-155，其被转移到内皮细胞，通过下调沉默信息调节因子1/腺苷酸活化蛋白激酶α2（Sirt1/AMPKα2）-内皮型NO合酶，抑制内皮细胞血管生成。Dai等［18］发现，M2型巨噬细胞来源外泌体（M2-exos）通过呈递miR-148a至心肌细胞，下调靶基因硫氧还蛋白相互作用蛋白（TXNIP），通过调控Toll4样受体/核因子κB/NOD样受体热蛋白结构域相关蛋白3（TLR4/NF-κB/NLRP3）炎症信号通路来减轻心肌缺血再灌注损伤。另一项研究发现，静脉注射M2-exos至心肌梗死后小鼠可将miR-1271-5p传递给心肌细胞，下调转录子编码基因SOX6表达，减少心肌细胞凋亡，保护心脏功能［19］。

此外，心肌细胞源性外泌体［20］、骨髓间充质干细胞源性外泌体［21］、脂肪源性间充质干细胞外泌体［22］及人脐带间充质干细胞源性外泌体［15］等均可通过调控巨噬细胞极化及其迁移来减轻炎症和心肌损伤，促进巨噬细胞极化可能是不同细胞来源外泌体发挥炎症调控作用、改善心肌梗死后重构的关键环节。

2 工程化外泌體和外泌体-细胞膜融合

外泌体是天然生物膜包被的直径在30～150 nm的纳米级囊泡，因囊泡膜具有与亲代细胞相似的蛋白和脂质组成，能被亲代细胞优先特异性摄取［23］。在动物实验中，外泌体主要通过心肌注射、冠状动脉注射和外周静脉注射途径给药。虽然心肌注射效果更佳，但临床实践中操作困难、风险大、难以推广，外周静脉给药后进入循环中的外泌体会随着血流进入其他非特异性器官，如血流丰富的肝、肺、脾、肾等，心肌组织摄取量较少［24］，且容易被免疫系统清除及补体系统破坏［25］，导致体内存留半衰期短。因此需要寻求新的方法来提高外泌体的免疫相容性和对心肌组织靶向特性。目前具有前景的研究是构建工程化外泌体和外泌体-细胞膜融合策略。

2.1 工程化外泌体 当来自于同源异体的外泌体进入实验动物的全身血管循环系统内时，滞留时间越长，越有利于外泌体在体内的组织分布及提高治疗效果［26］。Wei等［27］将分离纯化的高表达CD47外泌体经尾静脉注射入大鼠体内120 min后仍能在血浆中被检测到，远远超过低于30 min检测上限的对照组外泌体。该现象可能是由于外泌体中高表达的CD47减缓了自身在循环血液单核吞噬细胞系统中清除速率。Yao等［28］利用微型双管注射器将外泌体-纤维蛋白原混合液和凝血酶通过微创胸壁切口喷洒到Yorkshire 猪心脏表面，形成包含外泌体的凝胶涂层；随后发现，与直接将外泌体心肌注射相比，此种方法可延长外泌体在心脏的滞留时间，且对于心肌梗死的保护作用更优。

2.2 外泌体-细胞膜融合 Li等［29］将细胞外囊泡（extracellular vesicles，EVs）与血小板膜囊泡（platelet membrane vesicles，PMVs）通过0.4 μm和0.2 μm聚碳酸酯膜反复挤压融合，形成血小板细胞外囊泡杂化膜（P-EVs），随后经荧光标记后和EVs共同由尾静脉注入心肌梗死大鼠模型中，24 h后将大鼠心脏、肝、肺、脾、肾、脑组织取出进行体外荧光成像观察，发现P-EVs较EVs更多地滞留到缺血受损的心肌组织，考虑可能是因为血小板主要通过血小板表面糖蛋白GPIbα与活化内皮分泌的血管性血友病因子结合而粘附在受损血管壁上［30-31］。同时P-EVs与低氧诱导的人脐静脉内皮细胞共孵育后发现，P-EVs增强了内皮细胞增殖、迁移以及血管生成能力。在Zhang等［32］的研究中，间充质干细胞来源的细胞外囊泡与单核细胞孵育后采用聚碳酸酯膜挤压融合的方法制备单核细胞模拟仿生的间充质干细胞源性外泌体（monocyte mimic-bioinspired MSC-Evs，Mon-Exos）；Mon-Exos借助梗死后心肌组织对单核细胞的募集作用而靶向聚集在缺血受损心肌处，随后旁分泌囊泡内容物，促进内皮细胞成熟并调节巨噬细胞向M2型极化，减轻了大鼠缺血心肌处的炎症反应。

3 小结与展望

外泌体作为细胞间通信的重要信使，参与调节急性心肌梗死的病理生理过程，不同细胞来源的外泌体由于其包含生物活性分子的差异，使其能通过不同的信号通路发挥各种心肌保护效应。虽已有大量的研究去探索外泌体生物功能，但是目前对外泌体的生物发生、分泌、靶向受体细胞的作用机制还没有完全诠释。且外泌体体积小，如何分离纯化高效制备外泌体仍需深入研究。将外泌体与其他细胞融合形成杂化膜，可继承双方特性，提高外泌体对缺血心肌的靶向能力和治疗效率，为外泌体在心肌梗死方面的治疗开辟了新方向。后续开发新的融合技术，将外泌体与其他细胞膜融合或融合后的杂化膜作为药物递送载体可能是未来的研究方向。

参考文献

［1］ CHENG L，HILL A F. Therapeutically harnessing extracellular vesicles［J］. Nat Rev Drug Discov，2022，21（5）：379-399. doi：10.1038/s41573-022-00410-w.

［2］ COLOMBO M，RAPOSO G，TH?RY C. Biogenesis，secretion，and intercellular interactions of exosomes and other extracellular vesicles［J］. Annu Rev Cell Dev Biol，2014，30：255-289. doi：10.1146/annurev-cellbio-101512-122326.

［3］ TANG J，JIN L，LIU Y，et al. Exosomes derived from mesenchymal stem cells protect the myocardium against ischemia/reperfusion injury through inhibiting pyroptosis［J］. Drug Des Devel Ther，2020，14：3765-3775. doi：10.2147/DDDT.S239546.

［4］ SUN X H，WANG X，ZHANG Y，et al. Exosomes of bone-marrow stromal cells inhibit cardiomyocyte apoptosis under ischemic and hypoxic conditions via miR-486-5p targeting the PTEN/PI3K/AKT signaling pathway［J］. Thromb Res，2019，177：23-32. doi：10.1016/j.thromres.2019.02.002.

［5］ SUN J，SHEN H，SHAO L，et al. HIF-1α overexpression in mesenchymal stem cell-derived exosomes mediates cardioprotection in myocardial infarction by enhanced angiogenesis［J］. Stem Cell Res Ther，2020，11（1）：373. doi：10.1186/s13287-020-01881-7.

［6］ BU L，JIANG X，MARTIN-PUIG S，et al. Human ISL1 heart progenitors generate diverse multipotent cardiovascular cell lineages［J］. Nature，2009，460（7251）：113-117. doi：10.1038/nature08191.

［7］ YOUN S W，LI Y，KIM Y M，et al. Modification of cardiac progenitor cell-derived exosomes by miR-322 provides protection against myocardial infarction through Nox2-dependent angiogenesis［J］. Antioxidants（Basel），2019，8（1）：18. doi：10.3390/antiox8010018.

［8］ XIAO J，PAN Y，LI X H，et al. Cardiac progenitor cell-derived exosomes prevent cardiomyocytes apoptosis through exosomal miR-21 by targeting PDCD4［J］. Cell Death Dis，2016，7（6）：e2277. doi：10.1038/cddis.2016.181.

［9］ VICENCIO J M，YELLON D M，SIVARAMAN V，et al. Plasma exosomes protect the myocardium from ischemia-reperfusion injury［J］. J Am Coll Cardiol，2015，65（15）：1525-1536. doi：10.1016/j.jacc.2015.02.026.

［10］ LUO Z，HU X，WU C，et al. Plasma exosomes generated by ischaemic preconditioning are cardioprotective in a rat heart failure model［J］. Br J Anaesth，2023，130（1）：29-38. doi：10.1016/j.bja.2022.08.040.

［11］ WANG B，CAO C，HAN D，et al. Dysregulation of miR-342-3p in plasma exosomes derived from convalescent AMI patients and its consequences on cardiac repair［J］. Biomed Pharmacother，2021，142：112056. doi：10.1016/j.biopha.2021.112056.

［12］ TURNER A，AGGARWAL P，MATTER A，et al. Donor-specific phenotypic variation in hiPSC cardiomyocyte-derived exosomes impacts endothelial cell function［J］. Am J Physiol Heart Circ Physiol，2021，320（3）：H954-H968. doi：10.1152/ajpheart.00463.2020.

［13］ LIU N，XIE L，XIAO P，et al. Cardiac fibroblasts secrete exosome microRNA to suppress cardiomyocyte pyroptosis in myocardial ischemia/reperfusion injury［J］. Mol Cell Biochem，2022，477（4）：1249-1260. doi：10.1007/s11010-021-04343-7.

［14］ LUO H，LI X，LI T，et al. microRNA-423-3p exosomes derived from cardiac fibroblasts mediates the cardioprotective effects of ischaemic post-conditioning［J］. Cardiovasc Res，2019，115（7）：1189-1204. doi：10.1093/cvr/cvy231.

［15］ ZHU F，CHEN Y，LI J，et al. Human umbilical cord mesenchymal stem cell-derived exosomes attenuate myocardial infarction injury via miR-24-3p-Promoted M2 macrophage polarization［J］. Adv Biol（Weinh），2022，6（11）：e2200074. doi：10.1002/adbi.202200074.

［16］ WANG C，ZHANG C，LIU L，et al. Macrophage-derived miR-155-containing exosomes suppress fibroblast proliferation and promote fibroblast inflammation during cardiac injury［J］. Mol Ther，2017，25（1）：192-204. doi：10.1016/j.ymthe.2016.09.001.

［17］ LIU S，CHEN J，SHI J，et al. M1-like macrophage-derived exosomes suppress angiogenesis and exacerbate cardiac dysfunction in a myocardial infarction microenvironment［J］. Basic Res Cardiol，2020，115（2）：22. doi：10.1007/s00395-020-0781-7.

［18］ DAI Y，WANG S，CHANG S，et al. M2 macrophage-derived exosomes carry microRNA-148a to alleviate myocardial ischemia/reperfusion injury via inhibiting TXNIP and the TLR4/NF-κB/NLRP3 inflammasome signaling pathway［J］. J Mol Cell Cardiol，2020，142：65-79. doi：10.1016/j.yjmcc.2020.02.007.

［19］ LONG R，GAO L，LI Y，et al. M2 macrophage-derived exosomes carry miR-1271-5p to alleviate cardiac injury in acute myocardial infarction through down-regulating SOX6［J］. Mol Immunol，2021，136：26-35. doi：10.1016/j.molimm.2021.05.006.

［20］ CHEN C，CAI S，WU M，et al. Role of cardiomyocyte-derived exosomal microRNA-146a-5p in macrophage polarization and activation［J］. Dis Markers，2022，2022：2948578. doi：10.1155/2022/2948578.

［21］ XU R，ZHANG F，CHAI R，et al. Exosomes derived from pro-inflammatory bone marrow-derived mesenchymal stem cells reduce inflammation and myocardial injury via mediating macrophage polarization［J］. J Cell Mol Med，2019，23（11）：7617-7631. doi：10.1111/jcmm.14635.

［22］ DENG S，ZHOU X，GE Z，et al. Exosomes from adipose-derived mesenchymal stem cells ameliorate cardiac damage after myocardial infarction by activating S1P/SK1/S1PR1 signaling and promoting macrophage M2 polarization［J］. Int J Biochem Cell Biol，2019，114：105564. doi：10.1016/j.biocel.2019.105564.

［23］ HAZAN-HALEVY I，ROSENBLUM D，WEINSTEIN S，et al. Cell-specific uptake of mantle cell lymphoma-derived exosomes by malignant and non-malignant B-lymphocytes［J］. Cancer Lett，2015，364（1）：59-69. doi：10.1016/j.canlet.2015.04.026.

［24］ GALLET R，DAWKINS J，VALLE J，et al. Exosomes secreted by cardiosphere-derived cells reduce scarring， attenuate adverse remodelling， and improve function in acute and chronic porcine myocardial infarction［J］. Eur Heart J，2017，38（3）：201-211. doi：10.1093/eurheartj/ehw240.

［25］ HU C M，FANG R H，WANG K C，et al. Nanoparticle biointerfacing by platelet membrane cloaking［J］. Nature，2015，526（7571）：118-121. doi：10.1038/nature15373.

［26］ VAN DER MEEL R，FENS M H，VADER P，et al. Extracellular vesicles as drug delivery systems：Lessons from the liposome field［J］. J Control Release，2014，195：72-85. doi：10.1016/j.jconrel.2014.07.049.

［27］ WEI Z，CHEN Z，ZHAO Y，et al. Mononuclear phagocyte system blockade using extracellular vesicles modified with CD47 on membrane surface for myocardial infarction reperfusion injury treatment［J］. Biomaterials，2021，275：121000. doi：10.1016/j.biomaterials.2021.121000.

［28］ YAO J，HUANG K，ZHU D，et al. A minimally invasive exosome spray repairs heart after myocardial infarction［J］. ACS Nano，2021，15（7）：11099-11111. doi：10.1021/acsnano.1c00628.

［29］ LI Q，SONG Y，WANG Q，et al. Engineering extracellular vesicles with platelet membranes fusion enhanced targeted therapeutic angiogenesis in a mouse model of myocardial ischemia reperfusion［J］. Theranostics，2021，11（8）：3916-3931. doi：10.7150/thno.52496.

［30］ SPRINGER T A. von Willebrand factor，Jedi knight of the bloodstream［J］. Blood，2014，124（9）：1412-1425. doi：10.1182/blood-2014-05-378638.

［31］ VALENTIJN K M，EIKENBOOM J. Weibel-palade bodies：a window to von Willebrand disease［J］. J Thromb Haemost，2013，11（4）：581-592. doi：10.1111/jth.12160.

［32］ ZHANG N，SONG Y，HUANG Z，et al. Monocyte mimics improve mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicle homing in a mouse MI/RI model［J］. Biomaterials，2020，255：120168. doi：10.1016/j.biomaterials.2020.120168.

（2023-03-27收稿 2023-04-19修回）

（本文編辑 李志芸）