微生物菌剂处理增加了生姜土壤中有益微生物的相对丰度

张大琪　任立瑞　杜洪志等

关键词 哈茨木霉； 淡紫拟青霉； 枯草芽胞杆菌； 土壤微生物； 宏基因组学； 有益菌

中图分类号： Ｓ１４４．１ 文献标识码： Ａ DOI： １０．１６６８８／ｊ．ｚｗｂｈ．２０２２２２３

现代农业的高速发展改变了作物的种植方式，许多高附加值作物的种植规模也逐渐扩大，作物连作的种植模式可提高农户的经济收入，但高附加值作物的连年种植会产生一系列问题，如土壤酸化、土壤微生物功能结构劣变等［１］。此外，长期在同一块土地种植同一种作物也加剧了土传病害的发生和发展，易造成高附加值作物减产甚至绝收［２］。生姜作为高附加值经济作物在中国广泛种植，２０２０年中国生姜种植面积达５９７５２ｈｍ，全国生姜产量约为６４１２万ｔ［３］。生姜连作的种植模式在中国较为常见。生姜种植过程中常遭遇土传病害的侵染，其中由青枯雷尔氏菌Ralstonia solanacearum引起的姜瘟病可导致生姜当茬绝收，并且其危害可延续多年，生姜姜瘟病已经成为限制生姜发展的瓶颈［４］。另外，一些病原真菌导致的生姜病害也正阻碍着生姜的健康生长，其中较为严重的是生姜茎基腐病，又称烂脖子病，其主要致病菌为尖镰孢Fusarium oxys-porum［５］。

土壤是作物生长、获取营养元素的大本营，微生物是土壤中最庞大的群体之一，直接或间接参与土壤介质中的一切活动。土壤微生物的群落结构和多样性是评价土壤健康的指标之一。土壤中有益微生物数量较多时，土壤质量就会变优，而大量致病菌占据土壤空间时，土壤就会成为“病土”。因此如何长久有效地调节土壤中有益微生物的数量也成了当今农业科研领域亟须解决的问题。

微生物菌剂是将有益的活性菌经过特殊的加工工艺制成便于使用的生物制剂或活菌制剂［６］。目前微生物菌剂主要有细菌类菌剂（芽胞杆菌、假单胞菌、根瘤菌）、真菌类菌剂（木霉、淡紫拟青霉、菌根真菌）和病毒类菌剂（核型多角体病毒）。研究表明，微生物菌剂能够增加土壤中有机质含量［７］，提高作物对矿物元素的吸收，抑制病原菌的发生，增强作物对病害的抵抗力并提高作物的产量［８９］。刘丽英等［１０］的研究表明，经枯草芽胞杆菌ＳＮＢ-８６菌剂处理的土壤种植平邑甜茶幼苗，土壤中细菌和放线菌的数量显著增加，真菌的数量降低，并且促进了幼苗的生长。Ｓｈｅｎ等［１１］研究表明，生物菌剂可降低香蕉枯萎病的发病率。张蕾等［１２］研究表明，土壤调理剂配施微生物菌剂（成分：枯草芽胞杆菌、侧孢短芽胞杆菌、植物乳酸菌等高活性有益菌群）处理黄瓜土壤后显著改善了土壤理化性质，降低了土壤表层的盐分含量，增加了土壤中有益菌群的含量，并促进了黄瓜的生长。工业和信息化部在２０１５年颁布的《关于推进化肥行业转型发展的指导意见》中提出力争在２０２０年将我国新型肥料的使用量提升至化肥总体用量的３０％［１３］。其中微生物菌剂作为新型肥料的主要产品之一，其研发力度和使用量不断加大，具有较大的发展潜力和空间，已成为国内外的研发热点。目前，关于微生物菌剂的研究多集中在设施蔬菜中，对于高附加值经济作物特别是根茎类经济作物的研究较少。

本试验在生姜连作地块中浇灌富含哈茨木霉Trucgiderna garzianumＴＨ７、淡紫拟青霉Pur-pureocillium lilacinum ＰＬ２２以及高效枯草芽胞杆菌Bacillus subtilis的微生物菌剂（商品名：绿地成金），并通过微生物分离培养和宏基因组测序技术探究微生物菌剂处理对生姜土壤中细菌和真菌群落组成的影响。哈茨木霉属于木霉属Trichoderma spp.，木霉属是植物内生生防菌，适应性强，繁殖快［１４］。常见的木霉有绿色木霉Trichoderma viride、康宁木霉T.koningii、棘孢木霉T.asperel-lum、深绿木霉T.atrpvorode、哈茨木霉、长枝木霉T.longibrachiatum等。其中哈茨木霉是木霉属中重要的生防菌资源，其对植物寄生根结线虫有较好的防治效果［１５］。马金慧等［１６］发现哈茨木霉ＴＲＩ２的４８ｈ发酵液对根结线虫Meloidogyne spp.防治效果为１００％。淡紫拟青霉是植物寄生线虫的天敌，广泛应用于防治根结线虫、孢囊线虫Heterodera spp.、马铃薯白线虫Globodera pullida等重要植物病原线虫［１７１８］。将淡紫拟青霉与鸡粪联合使用对番茄根结线虫的防治效果可达到７８．３％［１９］。枯草芽胞杆菌是一类好氧杆状细菌，能够分泌多种酶。枯草芽胞杆菌在植物根际定殖，可有效防治由尖镰孢、黄枝孢Clados porium fulvum等病原真菌引起的番茄叶霉病、黄瓜枯萎病等病害［２０］。本试验拟为扩大微生物菌剂的使用范围及田间应用价值提供有效的理论基础。

１材料与方法

１．１试验设计

大田试验于２０２１年４月－６月在山东省安丘市临浯镇的一块生姜田中进行（３６°１２′Ｎ，１１９°１６′Ｅ）。试验地土壤铵态氮、硝态氮、有效磷和有效钾含量分别为０．９６、２５．６９、１１９．９２ｍｇ／ｋｇ和１９０．８３ｍｇ／ｋｇ，有机质含量１３．２３ｇ／ｋｇ，ｐＨ （土∶水＝１∶２．５）６．８３，电导率２３５．００μｓ／ｃｍ。该地块有１０年以上的生姜种植历史。试验选用的生物菌剂（绿地成金）有效活菌数＞５亿ｃｆｕ／ｇ，富含哈茨木霉Trichoderma har-zianum TH7、淡紫擬青霉Pur pureocillium lilaci-num PL22以及高效枯草芽胞杆菌Bacillus subti-lis，由慕恩（广州）生物科技有限公司提供。根据微生物菌剂的使用说明，在生姜播种、大培土、小培土、苗期进行微生物菌剂兑水（稀释５０倍）浇灌处理，试验小区用水量为７００ｍＬ／ｍ（记为ｍｉｃｒｏｂｉａｌａｇｅｎｔ，ＭＡ）。并设置未经微生物菌剂处理小区为对照组（记为ｃｏｎｔｒｏｌ），每处理设置３个重复。试验小区长为３０ｍ，宽为１．５ｍ，处理组和对照组之间设有０．５ｍ的缓冲带。

１．２土样采集与指标测试

生姜成熟期（最后１次菌剂处理后９０ｄ），在田间每个处理小区中间部位随机采集３份５～２０ｃｍ土层土壤样本２００ｇ置于自封袋内，立即送往实验室。同一小区的土壤样品充分混匀后，均分为２份。一份土样在４℃下保存，用于后续微生物分离试验。另一份土样保存于－８０℃冰箱，用于测定土壤微生物群落结构组成。

１．２．１土壤中细菌和真菌分离

采用稀释涂布法分离土壤中的细菌和真菌。称取３ｇ土于灭菌的５０ｍＬ离心管中并加入２７ｍＬ无菌生理盐水，得到稀释１０倍的土壤悬浮液。梯度稀释土壤悬浮液，分离真菌的土壤悬浮液浓度为１０－２～１０，分离细菌的土壤悬浮液浓度为１０～１０。

分别吸取１５０μＬ土壤悬浮液加入孟加拉红琼脂培养基（ＲＢＭ）［２１］、马铃薯葡萄糖培养基（ＰＤＡ）、氯硝胺１８％甘油琼脂培养基（ＤＧ１８）［２２］等真菌分离培养基和大豆酪蛋白琼脂培养基（ＴＳＡ）、Ｒ２Ａ［２３］、ＰＳ［２４］等细菌分离培养基中，用灭菌玻璃珠摇晃平板将其涂抹均匀，用封口膜密封培养皿。待培养基表面干燥后，将其倒置于２５℃培养箱中黑暗培养。待有菌落产生，按照菌落形态和颜色特征归类，并记录培养基中菌落的数量，用于分离频率的计算。用接种环挑取单个菌落进行分离纯化鉴定。细菌菌株采用１６ＳｒＤＮＡ序列，真菌菌株采用ＩＴＳ序列进行分子鉴定。

１．２．２宏基因组学测序技术分析土壤中微生物群落结构组成

取０．２５ｇ在－８０℃保存的土壤样品于ＭＰ管中，在ＭＰ匀浆仪（ＦａｓｔＰｒｅｐ-２４５Ｇ，ＵＳＡ）中均浆，利用ＦａｓｔＤＮＡ-ＳｐｉｎＫｉｔｆｏｒＳｏｉｌ（ＭＰＢｉｏｍｅｄｉｃａｌｓ）提取土壤基因组总ＤＮＡ，使用０．８％琼脂糖凝胶电泳和酶标仪检测ＤＮＡ 浓度及纯度。将ＤＮＡ 样品送至北京诺禾致源生物技术有限公司进行细菌１６ＳｒＤ-ＮＡ 的Ｖ５-Ｖ７区（引物为７９９Ｆ：５′-ＡＡＣＭＧＧＡＴＴ-ＡＧＡＴＡＣＣＣＫＧ-３′ 和１１９３Ｒ：５′ＡＣＧＴＣＡＴＣ-ＣＣＣＡＣＣＴＴＣＣ-３′）和真菌ＩＴＳｒＤＮＡ 的Ｉ区（引物为ＩＴＳ１Ｆ：５′-ＣＴＴＧＧＴＣＡＴＴＴＡＧＡＧＧＡＡＧＴＡＡ-３′和ＩＴＳ１Ｒ：５′-ＧＣＴＧＣＧＴＴＣＴＴＣＡＴＣＧＡＴＧＣ-３′）的ＰＣＲ 扩增及文库构建，最后利用ＩｌｌｕｍｉｎａＨｉＳｅｑ２５００高通量测序平台进行ＰＥ２５０测序。采用丰富度指数（Ｃｈａｏｉｎｄｅｘ）［２５］、Ｓｈａｎｎｏｎ 多样性指数［２５］和系统发育多样性［２６］评价土壤中细菌群落的多样性。

１．３数据分析

微生物总菌落数＝培养皿中微生物菌落数×稀释倍数；

采用ＳＰＳＳ１９．０（ＩＢＭ，ＵＳＡ）软件对数据进行统计分析，对微生物菌剂处理组和对照组中土壤细菌和真菌平均菌落数、相对丰度等数据采用单因素方差分析（ＡＮＯＶＡ）和最小显著性差异法（ＬＳＤ）进行差异显著性检验（α＝０．０５）。采用Ｏｒｉｇｉｎ２０１８和Ｍｉｃｒｏｓｏｆｔｗｏｒｄ２００３分别绘制图表。

２结果与分析

２．１稀释涂布法培养土壤中细菌和真菌

采用稀释涂布平板法在不同培养基中培养得到的细菌和真菌的菌落情况见图１。由表１可知微生物菌剂处理后的土壤中细菌和真菌的平均菌落形成单位均显著低于对照组。与对照相比，微生物菌剂处理土壤中真菌和细菌的平均菌落形成单位分别减少了３６．１１％和５０．００％。

２．２菌株鉴定

２．２．１细菌和真菌物种的鉴定

基于细菌和真菌的分离培养，从对照组土壤中成功鉴定２１株细菌菌株和３３株真菌菌株，从微生物菌剂处理土壤中成功鉴定４２株细菌菌株和２４株真菌菌株。物种分布见表２。

在属水平上，对照组土壤中分离频率最高的细菌属为假单胞菌属Pseudomonas，菌落形成单位为３×１０ｃｆｕ／ｇ，分离频率为９．８３％。其次为壤霉菌属Agromyces、北里胞菌属Kitasatospora、污泥单胞菌属Pelomonas、Piscinibacter，分离频率均为３．９２％（图２ａ）。对照组土壤中分离频率最高的真菌属为Gibellulopsis，菌落形成单位为２×１０ｃｆｕ／ｇ，分离频率为２４．４２％。其次为丝胞菌属Scedosporium、微结节菌属Microdochium、Musidium、Linneman-nia，分离频率分别为：１３．３２％、７．６６％、７．２５％、４．６６％（图３ａ）。微生物菌剂处理土壤中分离频率最高的细菌属为根瘤菌属Rhizobium，菌落形成单位为４×１０ｃｆｕ／ｇ，分离频率为１７．３４％。其次为假单胞菌属、柄杆菌属Caulobacter、污物假节杆菌属Pseudarthrobacter、雷夫松氏菌属Leifsonia，分离频率分别为：１０．８４％、８．６７％、５．１３％、４．３４％ （图２ｂ）。微生物菌剂处理土壤中分离频率最高的真菌属为Musidium，菌落形成单位为５×１０ｃｆｕ／ｇ，分离频率为１３．９１％。其次为Gibellulopsis、小不整球壳属Plectosphaerella、被孢霉属Mortierella、Lep-tobacillium、Parasarocladium，分离频率分别为：１２．９７％、１０．３８％、９．５２％、９．４３％、９．４３％（图３ｂ）。

在种水平上，对照组土壤中分离频率较高的细菌种为油菜假单胞菌属Pseudomonas brassi-cacearum，菌落形成单位为１×１０ｃｆｕ／ｇ，分离频率为１７．４４％。其次为莫尔氏假单胞菌Pseudomonas umsongensis、Pseudomonas kilonensis、Streptomyces panaciradicis、杰氏假单胞菌Pseudomonas jessenii，分离频率分别为：５．４９％、３．４９％、３．４９％、３．０５％ （图４ａ）。对照组土壤中分离频率较高的真菌种为变黑轮枝菌Gibellulopsis nigrescens，菌落形成单位为２×１０ｃｆｕ／ｇ，分离频率为１７．８６％。其次为Penicillium me-nonorum、尖端赛多孢子菌Scedosporium apiosper-mum、Scedosporium dehoogii、Linnemannia elongata分离频率分别为：９．７４％、９．７４％、９．７４％、６．４９％（图５ａ）。微生物菌剂处理土壤中分离频率较高的细菌种是温哥华假单胞菌Pseudomonas vancouverensis，菌落形成单位为４×１０ｃｆｕ／ｇ，分离频率为１１．６１％，其次為斯凯尔涅维采根瘤菌Rhizobium skierniewi-cense、米氏假单胞菌Pseudomonas migulae、惰性柄杆菌Caulobacter segnis、莫尔氏假单胞菌P.um-songensis，分离频率分别为：１０．７２％、５．５８％、５．３６％、３．８３％（图４ｂ）。微生物菌剂处理土壤中分离频率较高的真菌种为Musidium stromaticum，菌落形成单位为５×１０ｃｆｕ／ｇ，分离频率为１２．１４％，其次为变黑轮枝菌Gibellulopsis nigrescens、Plecto-sphaerella oligotrophica、高山被孢霉Mortierella alpina、Leptobacillium symbioticum，分离频率分别为：１１．３１％、９．４６％、８．３０％、８．２３％（图５ｂ）。

２．２．２有益物种和有害物种的分离、鉴定

在属水平上，对照组土壤中分离、纯化出５个有益细菌属，１４个种，其中包含芽胞杆菌属Bacillus７个种，间皮芽胞杆菌属Mesobacillus １个种，新杆菌属Neobacillus ２个种，类芽胞杆菌属Paenibacillus ３个种，嗜冷芽胞杆菌属Psychrobacillus １个种（表３）。在这些种中，东洋芽胞杆菌Bacillus toyonensis和解木聚糖类芽胞杆菌Paenibacillus xylanilyticus具有较高的分离频率（均为１．７４％）和菌落形成单位（均为１．４×１０ｃｆｕ／ｇ）。微生物菌剂处理土壤中共分离、纯化出７个有益细菌属，２１个种，其中包含芽胞杆菌属Bacillus８个种，锈色房屋芽胞杆菌属Domibacillus１个种，间皮芽胞杆菌属Mesobacillus１个种，新杆菌属Neobacillus３个种，类芽胞杆菌属Paenibacillus６个种，嗜冷芽胞杆菌属Psychrobacillus１个种，水原拉梅尔芽胞杆菌属Rummeliibacillus１个种（表４）。在这些种中，阿氏芽胞杆菌Bacillus ary-abhattai具有较高的分离频率和菌落形成单位，分别为２．０１％和７．９×１０ｃｆｕ／ｇ。

对于有害物种，本试验仅从对照处理土壤中分離出导致生姜茎基腐病的病原菌尖镰孢Fusarium oxysporum和腐皮镰孢Fusarium solani，纯化株数均为２株，分离频率分别为０．８１％和０．４９％。

２．３宏基因组测序分析微生物菌剂对土壤中细菌和真菌结构多样性的影响

由表５可知，微生物处理后，土壤中细菌和真菌群落结构丰富度指数（Ｃｈａｏ指数）、真菌Ｓｈａｎｎｏｎ多样性指数和真菌系统发育多样性均低于对照处理，其中真菌Ｃｈａｏ指数和系统发育多样性达到显著水平。这表明，微生物菌剂处理降低了土壤中细菌和真菌群落结构多样性。并且微生物菌剂处理土壤中细菌的多样性指数均高于真菌的多样性指数，这表明，微生物菌剂对土壤中真菌多样性的影响大于对细菌多样性的影响。

微生物菌剂和对照处理土壤中细菌属数量（６７８／６４５）大于真菌属数量（７２／１０１）。微生物菌剂处理土壤中特有细菌和真菌属数量分别为２０３个和２０个，与对照相比，细菌特有属增加了１９．４１％，而真菌特有属减少了５９．１８％。

对照处理和微生物菌剂处理土壤中细菌和真菌属水平相对丰度结果见图６。与对照处理相比，微生物菌剂处理显著增加了根瘤菌属、柄杆菌属Caulobucter、污物假节杆菌属Pseudarthrobacter、芽胞杆菌属、雷夫松氏菌属、红细菌属Rhodanobacter、农杆菌属Agrobacterium等细菌属的相对丰度，另外，假单胞菌属、Bosea、Massilia、中间根瘤菌属Meso-rhizobium等细菌属的相对丰度也有所增加，微生物菌剂处理减少了Kitasatospora的相对丰度（图６ａ）。与对照相比，微生物菌剂处理显著增加了Musidium、被孢霉属、Parasarocladium、albifimbria和枝孢属Cladosporium等真菌属的相对丰度，减少了Gibellulopsis、微结节菌属Microdochium等属的相对丰度（图６ｂ）。

３讨论

土壤微生物是土壤重要组成成分，是土壤中细菌、真菌、放线菌、藻类等的总称，承担着土壤中物质运输与能量传递的功能，对土壤生态系统具有重要的意义。有些土壤微生物可参与碳、氮循环，增加土壤中有机质的含量，并为植物提供可吸收利用的氮化合物；有些土壤微生物可通过寄生或分泌抗生素等物质来抑制病原菌的生长［２７］，通常这种微生物可被加工成微生物菌剂在农业中应用。土壤微生物功能的失衡是导致健康土壤成为“病土”的原因之一，病土的特征主要表现在有益微生物数量下降，有害病原菌大量积累，土壤由“细菌型”转变为“真菌型”［２８２９］。微生物菌剂包含大量有益微生物，采用微生物菌剂处理土壤是直接向土壤中补充有益微生物，抢占土壤空间，抑制病原菌的生长，从而达到控制病害的目的［３０］。枯草芽胞杆菌可通过与植物根系中的铁载体结合抢占在根系的定殖位点，抑制病原菌在根际的定殖［２０］。木霉可通过分泌多种细胞壁降解酶如几丁质酶、纤维素酶、木聚糖酶、葡聚糖酶等对病原菌产生拮抗作用［３１］。淡紫拟青霉可通过寄生作用防治禾谷孢囊线虫Heterodera avenae［３２］。

本试验采用微生物菌剂对大田生姜进行浇灌处理，采集最后一次微生物菌剂处理后９０ｄ的土壤样本进行检测。结果表明，微生物菌剂对土壤中的细菌和真菌数量具有一定的抑制作用。Ｓｈｅｎ等［１１］在氨熏蒸的土壤中浇灌生物菌肥发现土壤中的细菌和真菌的多样性在９０ｄ后仍低于未浇灌生物菌肥处理，本研究的结果与此一致。在属、种水平上，与对照相比，微生物菌剂处理土壤中分离、纯化的细菌物种数量较高，而真菌物种数量较低。微生物菌剂处理土壤分离频率较高的属是根瘤菌属Rhizobium，根瘤菌具有很强的固氮作用，可在生姜生长过程中提高生姜对氮素的吸收和利用。微生物菌剂处理土壤中假单胞菌属的分离频率为１０．８４％。路兆军等［３３］研究表明，分离自苹果树根际的假单胞菌ＰＬ-２１对苹果褐斑病菌Murssonina coronarias、苹果圆斑病菌Phyllositic solitaria有较好的防治作用。娄海博等［３４］发现，荧光假单胞菌PseudomonasＳＮ１５-２对番茄青枯病的防效效果为４６．６％。

有益微生物的分离结果显示，微生物菌剂能够提高土壤中有益微生物的数量。对照土壤中分离、纯化出１４种有益微生物，而微生物菌剂处理土壤中分离、纯化出２１种有益微生物。其中分离、纯化较多的属为芽胞杆菌属。目前，芽胞杆菌属已开发成为成熟的微生物制剂。Ｈｕａｎｇ等［３５］研究表明芽胞杆菌属可抑制草莓枯萎病的发生。

宏基因组测序结果表明，微生物菌剂处理降低了土壤中细菌和真菌群落结构丰富度指数Ｃｈａｏ指数、真菌Ｓｈａｎｎｏｎ多样性指数，说明此微生物菌剂对土壤中细菌和真菌具有抑制作用，这与稀释涂布平板法得到的结果相一致。物种属水平相對丰度结果显示，微生物菌剂增加了根瘤菌属、芽胞杆菌属等细菌属的相对丰度，以及小不整球壳属、Musidium、被孢霉属等真菌属的相对丰度。根瘤菌属、芽胞杆菌属中的某些种已被证明是有益的土壤细菌微生物。小不整球壳属是植物内生真菌，具有分解纤维素的能力［３６３７］。Musidium属于子囊菌门，子囊菌在植物根部形成菌根，提高植物吸收养分的能力，促进植物生长［３８］。被孢霉属属于接合菌门，某些特定的被孢霉属菌株具有促进土壤养分转化的作用，例如被孢霉Mortierella sp.具有在不同土壤中分泌有机酸溶解土壤磷的能力［３９］，另外被孢霉与从枝菌根真菌联合使用能提高土壤中磷酸酶活性，有利于植物生长［４０］。将被孢霉添加到果园土壤中，土壤中有效磷、速效钾以及钙、镁、硼等的含量显著增加［４１］。

另外，在本试验中，我们注意到微生物菌剂处理后９０ｄ的土壤样本中分离频率较高的属为芽胞杆菌属。多项土壤微生物多样性研究结果表明，芽胞杆菌属在土壤中具有较高的相对丰度［４２４３］。微生物菌剂施入土壤中后，由于纯化的有益微生物的数量庞大，可快速抢占土壤空间，在一定程度上抑制其他微生物（包括病原菌）的生长。随着使用时间的延长，土壤中的非致病土著微生物（包括有益菌）的数量会得到恢复，但病原菌在有益微生物抢占定殖位点、寄生、重拮抗等的作用机制下以及非致病微生物抢占土壤空间的作用下，数量难以快速恢复，从而达到控制病害的目的。但微生物菌剂货架期短、土壤环境条件不同等因素可能导致微生物菌剂不能很好地适应土壤环境，难以快速繁殖，在生态位的竞争中难与土著微生物抗衡［４４］，这可能是导致微生物菌剂在使用后期不再是优势物种的原因之一。

虽然微生物菌剂具有较好的应用效果，但微生物菌剂在使用中仍然面临诸多挑战：１）微生物菌剂的活性低及货架期短：与化学农药相比，微生物菌剂在加工成各种剂型及长时间保存的过程中其活性会受到影响，导致微生物菌剂的持效期变短。Ｗｕ等［４３］比较了土壤中分离、纯化的哈茨木霉菌株Ｔ２６７与哈茨木霉制剂在土壤中的活性，并对处理后６周的土壤中的哈茨木霉菌株进行定量分析，结果表明Ｔ２６７在土壤中的基因拷贝数显著高于制剂的基因拷贝数。２）施药次数多：田间土壤环境复杂，微生物菌剂并不能完全适应土壤环境并快速、长期定殖，在作物生长过程中，至少需要４～５次的灌根处理。因此未来微生物菌剂应加大对高效、实用、适应性强的功能菌株的开发、利用，减少施药次数，提高微生物菌剂的认可度。另一方面，对现有的微生物菌剂有必要结合基因工程改造技术，培育出能适应多种大田环境的高效菌株。

４结论

本试验结果表明，与对照相比，微生物菌剂处理虽然降低了土壤中细菌和真菌物种的菌落数以及细菌和真菌群落结构丰富度指数（Ｃｈａｏ指数）、真菌Ｓｈａｎｎｏｎ多样性指数，但提高了土壤中根瘤菌属、假单胞菌属、芽胞杆菌属等细菌属及小不整球壳属、Musidium、被孢霉属等真菌属的相对丰度，并且与对照相比这些属的分离频率较高。综上，微生物菌剂（绿地成金）处理土壤后能够改善土壤微生物群落结构，增加与有益菌相关的属或种的相对丰度。