粪菌移植在肠易激综合征中的作用研究进展

李 妮 杨 卓 李淑霞

1.甘肃中医药大学中医临床学院，甘肃兰州 730000；2.甘肃中医药大学附属医院肛肠科，甘肃兰州 730000

肠易激综合征（irritable bowel syndrome，IBS）是一种慢性功能性肠病，在排除器质性病变的基础上，根据罗马Ⅲ诊断标准，反复发作的腹痛或腹部不适，且伴有排便习惯及粪便性状的异常。根据粪便性状的不同，罗马Ⅳ标准将IBS 分为4 种亚型，腹泻型IBS（IBS–D）、便秘型IBS（IBS–C）、混合型IBS（IBS–M）和未分类型IBS（IBS–U）。IBS 在全球范围内流行，总患病率高达11.2%，且有逐年增高的趋势。大量流行病学调查显示，女性IBS 患病率普遍高于男性，男女之比约1∶2，引起性别差异的因素目前尚无定论。目前IBS 发病原因及病理机制尚未明确，包括胃肠运动异常、内脏高敏感、脑肠轴功能异常、肠道菌群失调、肠道炎症、细菌感染等在内的多种因素参与其中。粪菌移植（fecal microbiota transplantation，FMT）作为一种重塑肠道菌群的新型治疗方式，已成功用于艰难梭菌感染的治疗，在IBS 的临床研究中引起广泛关注。

1 肠道菌群与肠易激综合征

1.1 正常人体肠道菌群的变化

肠道菌群庞大且复杂，一个成年人体内肠道细菌数量大致为1×1014个，约为人体自身细胞的10 倍，种类达2000 余种，包括拟杆菌门、厚壁菌门、放线菌门、变形菌门等不同细菌门，其中厚壁菌门和拟杆菌门占据主导地位。肠道微生物参与调控人体健康，与宿主相互依存保持平衡关系，这些寄存的微生物构成肠道菌群的微生态系统，被称为“第二个基因组”，也有学者提出假说，由肠道菌群构建的“菌脑”可能是人体物质记忆的“第二大脑”。根据对机体的作用，细菌可分为3 类：生理性厌氧菌、条件致病菌和病原菌，而以双歧杆菌、乳酸杆菌为代表的生理性菌群，可维护肠道生物黏膜屏障，限制病原菌入侵定植。当肠道免疫系统功能失调时，条件致病菌和病原菌过度增殖，诱导巨噬细胞向M1 型分化，促进肿瘤坏死因子–α（tumor necrosis factor–α，TNF–α）、白细胞介素（interleukin，IL）–1、IL–6等炎症因子释放[1]。肠道中的微生物在催化酶酵解下释放有益的短链脂肪酸（short–chain fatty acid，SCFA），特别是乙酸、丙酸和丁酸，参与糖代谢过程为肠黏膜细胞代谢、生长提供主要能量。SCFA 作为肠道菌群和免疫系统间的沟通介质，可直接激活G蛋白耦联受体（G protein–coupled receptor，GPCR）抑制组蛋白脱乙酰酶的活性，调节免疫反应[2]。现有研究表明，多糖作为肠道菌群的主要能源，通过提高碳水化合物活性酶的活性，增加SCFA 的生成，降低炎症因子的表达，增加紧密连接蛋白（zonula occludens，ZO）的表达，调节菌群结构维持生理活性[3]。

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1.2 IBS 患者肠道菌群的变化

已有研究证实IBS 患者存在肠道微生物代谢紊乱，主要表现在菌群丰度降低、多样性减少、结构比例失调，这种改变引发肠道炎症，导致宿主发生病理变化。有学者收集来自IBS–D 患者和健康人群的粪便样本进行分析，发现IBS–D 患者双歧杆菌属、乳酸杆菌属、拟杆菌属丰度降低，普雷沃菌属丰度显著增高，推测普雷沃菌属可能与IBS–D 高风险呈正相关[4]。Chung 等[5]在IBS 患者粪便样本中检测出较高比例的韦荣球菌科细菌，空肠黏膜中分枝杆菌科和奈瑟菌科细菌含量却显著低于健康人群。国内学者对60 例IBS 患者粪便标本进行细菌分析，发现IBS 组双歧杆菌数、乳杆菌数、双歧杆菌（Bifidobacterium）与大肠埃希菌（Escherichia coli）数值之比（B/E 值）均低于健康组，由此推断，IBS 患者肠道菌群定植抗性减弱，造成肠道病原体易感性[6]。不同亚型IBS 患者肠道菌群变化亦有所不同。赵娟等[7]研究发现，肠道双歧杆菌、乳杆菌数量IBS–D 组高于IBS–C 组和IBS–M 组，但肠杆菌和肠球菌数量相反，IBS–M 组高于IBS–C 组和IBS–M 组。研究指出在IBS–D 和IBS–M 患者中，产生丁酸盐的细菌家族水平较低，丁酸盐积累的减少增加肠腔中的渗透负荷，最终导致腹泻[8]。当前关于IBS 患者粪便微生物谱的研究结果存在差异，这种差异可能与地理环境、统计方法的异质性有关，但包括几个共同的趋势，如厚壁菌门水平增加、拟杆菌门水平降低、厚壁菌门/拟杆菌门比值（F/B）增加[9]。

1.3 菌群–脑–肠轴与IBS

肠神经系统与自主神经系统、循环系统、免疫系统及下丘脑–垂体–肾上腺轴（hypothalamic–pituitary–adrenal axis，HPA 轴）共同构成一个庞大的网络系统，彼此间的联系通过脑–肠轴（brain–gut axis，GBA）的反馈来实现。与宿主相关的微生物群可直接或间接通过免疫、代谢或内分泌途径，为神经系统提供关于环境的实时信息。肠道菌群在GBA双向调节中起重要作用，一些肠道微生物可作为“神经核调节素”影响宿主脑细胞神经元的转录，进而影响宿主的行为。神经营养素和它们的受体，特别是脑源性神经营养因子（brain–derived neurotrophic factor，BDNF）在促进神经元和神经干细胞的存活和分化中作用突出，尤其在大脑皮层和海马区是突触可塑性的有效调节剂。肠道生态环境的失调使与可塑性有关的神经营养因子浓度降低，表现为焦虑、抑郁样行为及记忆障碍的增加，然而这种过度应激反应可通过移植婴幼儿双歧杆菌来逆转。研究发现，相比于新生正常小鼠，新生无菌小鼠海马区和杏仁核BDNF 表达水平下降，血–脑脊液屏障功能受损，同时伴有脑部神经发育减慢，一定程度上肠道微生物参与机体中枢神经系统的发育[10]。过敏反应是持续肠道炎症的结果，在GBA 中扮演着重要角色。IBS–D 和IBS–C 患者结肠黏膜组织Toll 样受体4（toll–like receptor 4，TLR4）水平升高，免疫反应失调可能导致IBS 患者持续性低水平炎症状态，免疫细胞与肠道微生物群相互作用，其他炎性介质也可存在于传入神经末梢。离子通道负责神经元动作电位的启动和传播，电压门控钠通道亚型9 与内脏慢性疼痛密切相关，通过介导慢性失活钠电流在静息膜电位电压下被激活，极大调节神经末梢的兴奋性；在Gq/11/PKC 和Gi/o/PKA 细胞内信号通路中，持续性钠电流使受作用于GPCR 的炎性介质明显增加，参与炎症诱导的机械超敏反应[11]。由此推断胃肠道传入神经的痛敏反应，是IBS 患者腹痛的主要机制。

2 粪菌移植治疗肠易激综合征的疗效

El–Salhy 等[12]对77 例IBS 患者（FMT 治疗后）的粪便进行16SrRNA 基因测序分析发现，细菌水平在FMT 后1 年发生变化，拟杆菌属和普雷沃菌属显著增加，表明FMT 能够恢复肠道菌群的多样性，改善菌群结构。首第文等[13]研究纳入28 例行FMT 治疗的IBS 患者，对比IBS 患者FMT 前后菌属差异，发现移植后粪便中疣微菌门、艾克曼菌的丰度均高于移植前；FMT 后12 周IBS 患者生活质量量表评分低于FMT 后4 周，且FMT 后4 周和12 周的IBS症状严重程度量表（IBS symptom severity scale，IBS–SSS）、胃肠道症状分级评分较移植前显著下降，腹痛和排便不尽感有所改善，排便次数和粪便性状亦接近标准。花月等[14]采用FMT 治疗12 例IBS–D患者，随访至12 周，患者腹痛缓解率达83.33%，其他不适症状较前均有显著改善，且随访期间未发生严重不良反应。叶小研等[15]纳入19 例难治性IBS 患者接受 FMT 治疗，以 Bristol 粪便性状分型和IBS–SSS 评分为疗效评定指标，治疗1 个月和6 个月后粪便性状改善有效率为 89.5%和 94.8%，IBS–SSS 评分呈递减趋势。Johnsen 等[16]研究显示，治疗组患者在FMT 治疗3 个月后，IBS–SSS 评分下降超过75 分，但在12 个月后不再显著。在一项随机双盲安慰剂试验中，52 例IBS 患者被随机分配到FMT 胶囊组和安慰剂组，尽管接受FMT 胶囊的IBS患者的肠道菌群多样性增加，但3 个月后安慰剂组的症状改善程度更明显[17]。以上研究初步证实FMT疗效显著，IBS 患者在行FMT 治疗后临床症状得到缓解且不良反应的发生较少，但仍需更多高质量的研究设计去检验FMT 的长期疗效。

3 粪菌移植治疗肠易激综合征的作用机制

3.1 FMT 恢复肠道菌群数量和多样性

FMT 几乎涵盖了健康供者肠道内的全部共生菌，通过16SrRNA 基因测序分析发现FMT 治疗后患者肠道菌群多样性增加，厚壁菌门和拟杆菌门菌株相对丰度增加，且FMT 治疗后患者微生物群落的组成与健康供者相似。研究指出，在抗生素扰乱人体肠道菌群后，自体粪便移植可重建肠道黏膜微生物群，实现肠道结构稳态逆转，从而恢复宿主微生态平衡[18]。El–Salhy 等[12]采用生态失调试验分析粪便细菌，发现FMT 后菌群失调指数降低，肠道细菌谱发生改变，细菌丰度量化值从-3 到+3。FMT 治疗后有益菌群产生大量有机酸，降低肠道pH 值，诱导杯状细胞分泌黏蛋白Muc，增加肠道黏液黏度，进而提高肠道定植力。

3.2 FMT 恢复肠道黏膜屏障功能

FMT 混合着大量天然有益菌，通过与病原菌抢夺黏附位点、竞争肠道内营养、维持无氧内环境、阻断细胞凋亡信号通路等途径保护肠道上皮细胞的完整性，提高肠道黏膜屏障功能，对抗IBS 发生[19]。脂多糖（lipopolysaccharide，LPS）是革兰阴性菌细胞壁的特有成分，释放的小分子激动剂与TLR4 相互作用，触发促炎细胞因子，而益生菌治疗能够有效抑制LPS 诱导的肠道上皮细胞自噬，对肠道黏膜屏障起保护作用。秦谦等[20]研究发现，FMT 能够促进硫酸葡聚糖引起的小鼠肠道黏膜屏障损伤的修复，接受FMT 治疗1 周后，小鼠肠隐窝上皮细胞增加，黏膜呈愈合趋势，肠道炎症明显缓解。研究还发现，FMT 治疗后小鼠肠道菌群结构发生改变，乳杆菌属显著增多而拟杆菌属和颤螺菌属比例减少。分析认为，FMT 可能通过抑制病原微生物的生长，维持菌群结构平衡、减轻小鼠结肠炎症，促进肠上皮细胞紧密连接、恢复肠黏膜生物屏障功能。

3.3 FMT 提高肠道黏膜免疫水平

通过FMT 提高肠道有益菌的丰度，增加SCFA水平，维持肠道内促炎因子与抗炎因子的平衡。SCFA可直接调节TLR4 信号通路，抑制促炎细胞因子如TNF–α、IL–1、IL–8 的产生及核因子κB（nuclear factor–κB，NF–κB）活化，介导固有免疫的炎症效应。SCFA 促进参与Treg 细胞分化与增殖的转录因子表达叉头蛋白3 的表达，Treg 通过释放转化生长因子–β、IL–10 等抗炎细胞因子发挥免疫抑制作用[21]。此外，一些肠道细菌促进抗炎Treg 细胞的增殖，分泌抑炎因子调节先天免疫。复合微生物群的重新引入可充分逆转抗生素化合物导致的促炎和抗炎细胞因子抑制，FMT 治疗后菌群多样性恢复可激活肠道中巨噬细胞、T 淋巴细胞及B 淋巴细胞介导的免疫反应。

3.4 FMT 调节内脏超敏反应

肠道组织存在炎症或受到化学和机械刺激时，内脏传入神经纤维变得敏感，中枢神经兴奋过度，使内脏痛觉感受器处于高敏状态。IBS 参与内源性疼痛处理和调节相关区域（如基底神经节）的程度更高。IBS 患者肠黏膜肥大细胞与内脏慢性疼痛传导的神经细胞毗邻，约70%的肥大细胞与肠神经纤维直接接触，分泌多种神经肽，传递慢性疼痛。肥大细胞在应激后释放多种活性介质，如类胰蛋白酶、组胺、5–羟色胺（5–hydroxytryptamine，5–HT）等物质，导致内脏敏感性异常。5–HT 作为中枢–肠神经系统间的神经递质，与不同受体结合发挥生物学作用，其中5–HT3 受体可参与结肠扩张腹痛信号在延髓神经元的传递。研究表明，肠道菌群的免疫识别反应影响神经元信号的传导，从而改变内脏高敏感性[22]。韩棉梅等[23]研究发现，IBS 模型大鼠接受FMT治疗后，大鼠结肠组织TLR2、组胺和5–HT 表达水平显著降低。由此推断FMT 可通过拮抗肥大细胞表面TLR2 异常激活，抑制组胺与5–HT 释放，避免趋化因子的产生，改变机体内脏超敏反应。

3.5 FMT 调节肠神经内分泌功能

在无菌小鼠中定植正常小鼠的肠道微生物群，通过释放5–HT 的分泌和激活5–HT4 受体促进宿主肠神经系统神经元成熟，FMT 后使肠道神经元祖细胞的增殖能力增强。在人源化抑郁模型中，Zheng 等[24]将抑郁症患者和健康人体的粪便菌群移植到无菌小鼠中，随后进行行为测试，FMT 2 周后，与健康对照受体小鼠相比，抑郁症微生物群受体小鼠抑郁、焦虑样行为增加。研究还发现，抑郁症患者的肠道微生物多样性明显失衡，菌群结构变化可能与抑郁症存在高度相关性。由此推断肠道刺激使中枢神经系统表现出高反应性，这种应激反应也可引起胃肠功能失调，GBA 失衡参与疾病发生。与正常小鼠相比，无菌小鼠大脑皮层和海马中的BDNF 表达水平降低，HPA 轴反应更敏感，在神经内分泌学上，肠道微生物群可调节控制应激反应的HPA 轴[25]。Barroso 等[26]研究发现，从色氨酸中提取的代谢物与中枢神经系统产生的干扰素共同作用，激活星形胶质细胞中的芳香烃受体，从而抑制脑部炎性反应，暗示肠道微生物通过改变芳香族氨基酸水平调控宿主中枢神经功能。

4 结语

FMT 通过使用来自健康供体的粪便制剂增加肠道有益菌群的定植抗性，激发机体免疫应答，发挥治疗疾病的作用，具体作用机制包括恢复肠道菌群数量和多样性、提高肠黏膜免疫水平、恢复肠道屏障功能、调节内脏超敏和肠神经内分泌功能等方面。当前大量临床试验已证实FMT 在治疗IBS 方面疗效突出，但还需进一步的研究明确其长期疗效。总之，人体肠道菌群数量庞大且复杂，人们对微生物治疗机制的研究还很有限，随着高通量测序和宏基因技术的开展，利用不同来源的数据和技术，探究相关粪便菌群微生物产物明确某些特定菌群功效，挖掘新的靶向化合物，将为IBS 及相关的胃肠道疾病提供一个有希望的新方向。