软枣猕猴桃在体外模拟消化过程中酚类物质及抗氧化活性的变化规律

李 斌，张继月，耿丽娟，吕庆红，辛 广，程顺昌，高凝轩，徐清海

（1.沈阳农业大学食品学院，辽宁 沈阳 110866；2.沈阳市食品药品检验所，辽宁 沈阳 110122；3.辽宁太平医药有限公司，辽宁 沈阳 110141；4.沈阳农业大学理学院，辽宁 沈阳 110866）

流行病学研究表明，食用富含酚类的果蔬可以预防多种慢性疾病，包括癌症、心血管疾病和糖尿病[1]。软枣猕猴桃（Actinidia arguta）是一种具有光滑可食用表皮的浆果[2]，可以整体食用，其中含有大量具有抗氧化活性的植物化学物质，例如酚类、类黄酮、类胡萝卜素、多糖、有机酸和矿物质[3]，是很好的膳食营养补充剂。软枣猕猴桃的总酚含量（total phenolic content，TPC）约为634 mg /100 g（结果以没食子酸当量表示，下同），高于许多常见水果（如梨（91.0～124.7 mg/100 g）、苹果（75.8～125.4 mg/100 g）、草莓（244.1 mg/100 g）[4]）。

酚类化合物要达到促进健康的作用，必须在消化系统中耐受，在体外消化过程中，生物可利用的酚类化合物既包含消化结束后保留的酚类化合物，又包含消化过程中释放的酚类化合物[5]。有研究表明，蔬菜、水果和谷物在体外模拟消化过程中，TPC及其抗氧化活性变化显著[6]，消化过程的环境条件（例如pH值和消化酶）会改变其化学结构和稳定性[7]，甚至导致某些酚类化合物的降解和转化[8]。因此，研究消化过程中酚类化合物含量和抗氧化活性的变化规律，对进一步了解其对人体的有益作用至关重要。体外模拟消化系统作为预测化合物在体内消化的模型，相对简单、便宜、快速且重现性好，已广泛应用于研究各种食物来源中酚类化合物等生物活性物质在消化过程中的变化[9-10]。然而近年来，关于软枣猕猴桃在消化过程中酚类物质含量和抗氧化活性变化规律鲜有报到。因此，本实验旨在研究软枣猕猴桃整果、游离型酚类提取物和果渣在体外模拟口腔、胃、肠消化阶段中的酚类物质含量和抗氧化活性的变化规律，为综合利用和评估软枣猕猴桃的营养价值提供一定的理论基础。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

软枣猕猴桃品种分别为‘LD-241’（LD-241）、‘LD-121’（LD-121）、‘怀柔’（HR）、‘长江一号’（CJ-1），由稼盛（丹东）生态农业有限公司提供。

二乙酸二氟荧光素（fluorescein diacetate，DCFH-DA）美国Sigma-Aldrich公司；2,2’-偶氮二(2-甲基丙基咪)（2,2’-azobis(2-methylpropionamidine) dihydrochloride，ABAP） 上海麦克林生物化学有限公司；α-淀粉酶、胃蛋白酶、胰酶 上海里昂生物技术有限公司；胆汁提取物 北京奥宝星生物技术有限公司；HepG2细胞 沈阳北部战区总医院全军重症创伤中心实验室；胎牛血清（fetal bovine serum，FBS）及其他细胞培养试剂 美国亚特兰大生物技术有限公司；其他试剂均为国产分析纯 上海国药控股化学试剂有限公司。

1.2 仪器与设备

荧光分光光度计 美国Thermo Fisher Scientific公司；全波长酶标仪 美国Franklin公司；超高效液相色谱-四极杆飞行时间质谱（ultra performance liquid chromatography-quadrupole time-of-flight mass spectrometry，UPLC-Q-TOF-MS）仪 德国Bruker公司；高效液相色谱（high performance liquid chromatography，HPLC）仪 日本Shimadzu公司；C18柱 美国Waters公司。

1.3 方法

1.3.1 软枣猕猴桃整果样品的预处理

4个软枣猕猴桃品种果实洗净后分别称取50 g放入烧杯中，加入50 mL超纯水，用均质机均质匀浆，将得到的软枣猕猴桃匀浆（即为整果样品）在－80 ℃下密封保存，以备进一步分析。

1.3.2 游离型酚类化合物的提取

游离型酚类化合物的提取方法参考文献[11]并稍作修改。取10 g 1.3.1节制备的软枣猕猴桃匀浆，室温下化冻后添加200 mL体积分数80%的丙酮溶液浸提10 min，然后在2 500×g下离心10 min。离心后，收集上清液，用滤纸过滤。重复浸提两次后收集果渣备用并合并上清液，将上清液在45 ℃下旋转蒸发以除去丙酮，然后用蒸馏水定容至20 mL获得游离型酚类提取物，在果渣中加入20 mL蒸馏水制成混悬液，并于－80 ℃保存，果渣中主要含有结合型酚类化合物。

1.3.3 体外模拟消化

体外模拟消化参考文献[12]并稍作修改。在模拟消化的整个过程中，使用6 mol/L HCl和0.9 mol/L NaHCO3溶液调节pH值。口腔消化阶段：取3个25 mL试管，分别加入15 mL软枣猕猴桃匀浆（0.5 mg/mL）、游离型酚类提取物（0.5 mg/mL）和果渣混悬液（0.5 mg/mL），调节各体系的pH值为7.0，然后加入3.75 mL模拟唾液（12.5 mL 1 mmol/L CaCl2中加入16.25 mgα-淀粉酶），在水浴振荡器（37 ℃、120 r/min）中孵育10 min以进行口腔消化模拟，分别取出5 mL口腔模拟消化后的样品进行口腔消化阶段指标测定。胃消化阶段：将剩余口腔模拟消化后样品的pH值调至3.0后加入2.5 mL模拟胃液（0.4 g胃蛋白酶加入至10 mL 0.1 mol/L HCl溶液中），向试管内填充氮气并密封，在水浴振荡器（37 ℃、120 r/min）中孵育2 h进行胃模拟消化，分别取出5 mL胃模拟消化后的样品进行胃消化阶段指标测定。肠消化阶段：调整胃模拟消化后的剩余样品pH值为7.5，加入12.5 mL模拟肠液（1 g胰酶、6 g胆汁盐加入至50 mL 0.1 mol/L NaHCO3溶液中），向试管中充满氮气并密封，在水浴振荡器（37 ℃、120 r/min）中孵育2 h后进行模拟肠消化阶段指标的测定。将每个消化阶段获得的样品在4 ℃、10 000 r/min下离心5 min，收集上清液并冷冻干燥，在－80 ℃下保存备用。

1.3.4 总酚含量的测定

参考文献[13]的方法测定TPC。用福林-酚试剂（100 μL）处理没食子酸溶液和软枣猕猴桃整果、游离型酚类提取物、果渣混悬液体外消化各阶段样品（100 μL）6 min，然后将混合物用1 mL质量分数为7%的Na2CO3溶液碱化。90 min后，使用荧光分光光度计在760 nm波长处测定混合物的吸光度。TPC结果以没食子酸当量表示，单位为mg/100 g。

1.3.5 超高效液相色谱-四极杆飞行时间质谱联用对软枣猕猴桃中酚类单体化合物的定性分析

采用UPLC-Q-TOF-MS进行体外消化过程中的单体酚类化合物的定性分析。利用Waters-C18柱（3.0 mm×150 mm，5 μm）进行色谱分离。流动相由A相（体积分行0.1%甲酸水溶液）和B相（乙腈）组成。流速为0.3 mL/min。梯度洗脱程序设置如下：0～1 min，10% B；1～3 min，10%～11% B；3～12 min，11%～15% B；12～17 min，15%～18% B；17～22 min，18%～20% B；22～30 min，20%～30% B；30～55 min，30%～40% B；55～58 min，40%～100% B；58～65 min，100%～10% B。源参数如下：负离子模式；毛细电压2.8 kV；N2流速3.0 L/min；温度200 ℃。碰撞诱导离解的碰撞气体入口压力为0.3 bar。碰撞能量设置为10 eV。质谱分析使用软件Bruker Compass Data Analysis 4.4。

1.3.6 高效液相色谱-光电二极管阵列质谱联用对软枣猕猴桃中酚类单体化合物的定量分析

采用HPLC-光电二极管阵列质谱联用（HPLC coupled with photo-diode array mass spectrometry，HPLCPDA-MS）进行体外消化过程中的单体酚类化合物的定量分析[14]。色谱柱为Waters-C18柱（4.6 mm×250 mm，5 μm）。软枣猕猴桃多酚由流动相A相（体积分数0.1%甲酸水溶液）和B相（体积分数0.1%甲酸-乙腈溶液）以0.3 mL/min的流速梯度洗脱，分离出不同单体酚类。梯度洗脱程序设置如下：0～1 min，10% B；1～3 min，10%～11% B；3～5 min，11%～12% B；5～17 min，12%～13% B；17～22 min，13%～14% B；22～28 min，14%～15% B；28～33 min，15%～17% B；33～38 min，17%～18% B；38～48 min，18%～20% B；48～53 min，20%～24% B；53～54 min，24%～25% B；54～63 min，25%～30% B；63～68 min，30%～100% B；68～80 min，100%～10% B。进样量为10 μL，分别在280 nm和350 nm波长处收集酚酸和黄酮的总离子流图。单体峰由保留时间和MS/MS碎片确定。以绿原酸为酚酸的标准品，槲皮素-3-O-葡萄糖苷为黄烷醇和黄酮醇的标准品，通过相应的峰面积和标准曲线计算酚类物质的含量，单位为μg/g。

1.3.7 过氧自由基清除能力的测定

参考文献[15-16]分析消化过程中软枣猕猴桃整果、游离型酚类提取物和果渣混悬液的抗氧化活性。分别取60 μL消化前和每个消化阶段的样品（0.5 mg/mL）加入96 孔板，在每孔加入60 μL 0.265 mmol/L DCFH（107 μL 2.48 mmol/L DCFH-DA与893 μL 1 mmol/L KOH混合后孵育5 min）和30 μL 200 mmol/L ABAP。使用荧光分光光度计在发射波长为538 nm、激发波长为485 nm下测定混合物的荧光强度。根据VC标准曲线计算过氧自由基清除能力（peroxyl radical scavenging capacity，PSC），结果以VC当量表示，单位为μmol/100 g。

1.3.8 细胞抗氧化活性的测定

参考文献[17-19]测定细胞抗氧化活性（cellular antioxidant activity，CAA）。将100 μL的含有HepG2细胞（6×105个/mL）的生长培养基接种到96 孔板中。在37 ℃、5% CO2培养箱中孵育24 h，除去培养基后用100 μL pH 7.4磷酸盐缓冲液（phosphate buffer saline，PBS）（含0.1 mol/L Na2HPO4和0.1 mol/L NaH2PO4）洗涤细胞。然后分别取100 μL软枣猕猴桃匀浆、游离型酚类提取物在消化前和最终肠消化后的溶液，加入100 μL 25 μmol/L DCFH-DA，在37 ℃、5% CO2培养箱中孵育1 h后，将细胞用100 μL PBS溶液洗涤（PBS洗涤方案，无PBS洗涤方案则不进行此洗涤步骤）。最后加入100 μL/孔ABAP（600 μmol/L），在发射波长为538 nm、激发波长为485 nm下测定混合物的荧光强度，计算CAA，结果以槲皮素当量表示，单位为μmol/100 g。

1.4 数据处理与分析

实验设置3个平行，数据均以平均值±标准差表示。通过SPSS 20软件中的Duncan检验进行显著性分析，P＜0.05表示差异显著，采用SPSS 20软件进行Pearson’s相关性分析。采用Origin 8.5软件绘图。

2 结果与分析

2.1 软枣猕猴桃样品体外消化后总酚含量

软枣猕猴桃整果、游离型酚类提取物和果渣在未消化、口腔、胃和肠消化阶段TPC的变化如图1所示。无论是整果、游离型酚类提取物还是果渣样品，4个品种软枣猕猴桃在不同消化阶段TPC的变化趋势一致。对于整果样品，与未消化阶段相比（395.27～526.31 mg/100 g），口腔消化后TPC轻微降低（385.28～505.35 mg/100 g），胃消化后TPC继续降低（362.77～483.69 mg/100 g），肠消化阶段TPC显著降低（263.95～391.32 mg/100 g）。游离型酚类提取物体外消化过程中TPC变化趋势与其对应的整果提取物一致：与未消化阶段相比（386.44.27～516.89 mg/100 g），口腔消化后TPC轻微降低（373.94～495.50 mg/100 g），胃消化后TPC继续降低（357.03～473.52 mg/100 g），肠消化阶段TPC显著降低（232.63～352.90 mg/100 g）。果渣样品体外消化过程中TPC变化趋势与其对应的整果和游离酚提取物不同：与未消化阶段相比（35.61～53.27 mg/100 g），口腔消化后TPC轻微降低（33.12～47.81 mg/100 g），胃消化后TPC升高（38.75～61.84 mg/100 g），肠消化阶段TPC继续升高（43.68～69.26 mg/100 g），消化后果渣样品中TPC提高。

图1 不同样品中未消化、口腔、胃、肠消化阶段TPCFig. 1 TPC of raw and digested samples at in vitro oral, gastric and intestinal digestion stages

在体外模拟消化过程中，许多物理因素（温度、pH值、离子强度）和生物因素（胆汁盐和酶）会影响酚类化合物的稳定性[16-17]。一般情况下，酚类化合物在胃部酸性条件下稳定，而且酸性条件有利于酚类化合物从与之结合的食物基质中释放出来[18]，例如果渣中与食物中大分子（蛋白质、淀粉、膳食纤维和木质素）结合的酚类化合物，在胃消化阶段大量释放，使样品TPC升高[19-20]；同时，由于提取、水解、释放、降解、去糖基化、酯化、氧化和裂解可能在胃阶段发生，胃消化过程也会造成一定程度上酚类化合物的损耗[21]。因此，根据提取物性质不同，消化后的酚类化合物含量可能产生增加或减少两种不同的结果[22]。多酚对碱性条件高度敏感，会转变成具有不同化学性质的结构形式[23]。

体外模拟消化过程中，软枣猕猴桃整果、游离酚提取物和果渣3 种样品TPC均在口腔消化阶段轻微下降，这是由于某些酚类化合物部分降解或转化，之前有报道过类似结果[24]。软枣整果样品中游离型酚类化合物占绝大部分[25]，因此整果和游离酚提取物样品体外模拟消化过程中TPC变化趋势一致，即胃消化和肠消化阶段持续降低，且肠消化阶段降低更为显著，与之前报道的结果[24]一致。在肠消化阶段TPC显著降低，因为大多数酚类在pH 7.4条件下不稳定[26]，在一些凉茶中也报道了类似的结果[27]。整果和游离酚提取物体外模拟消化后，与未消化的样品相比TPC显著降低，说明多酚在消化过程中被高度代谢[28]，例如在水解或氧化时，被转化为与初始化合物完全不同的代谢物，其含量和生物利用度并因此改变[29]。软枣猕猴桃果渣样品中的酚类化合物主要以结合形式存在，胃消化后TPC增加，是由于低pH值（2.0）下破坏了酚类与食物基质（蛋白质和多糖）的结合[30]，以及酶促作用和水解作用[31]，促进了与膳食纤维或蛋白质结合的酚类化合物的释放，与先前的研究结果[32]一致，且低pH值条件下酚类物质更稳定；肠消化阶段TPC略升高，与未消化的样品相比，果渣提取物经过体外模拟消化后TPC升高，与之前的研究结果[33]一致。

2.2 酚类单体化合物的鉴定

表1显示了4个软枣猕猴桃品种酚类单体化合物的定性分析结果，由于果渣中酚类化合物含量较低，整果样品中大部分为游离型酚类化合物，因此重点对软枣猕猴桃游离型酚类提取物在体外模拟消化过程中含量变化进行讨论分析。在软枣猕猴桃游离型酚类提取物中共鉴定出9 种单体物质，包括3 种酚酸（即原儿茶酸、咖啡酸和绿原酸）、3 种黄烷醇（原花青素B2、原花青素C1和(+)-没食子儿茶素）、3 种黄酮醇（槲皮素-3-O-葡萄糖苷、槲皮素-3-O-芸香糖苷、槲皮素-3-O-半乳糖苷）。部分单体物质的MS/MS光谱图和碎片图如图2所示。

表1 UPLC-Q-TOF-MS定性分析软枣猕猴桃中酚类单体Table 1 Qualitative analysis of phenolic compounds from kiwiberry fruit by UPLC-Q-TOF-MS

图2 原花青素B2（A）、咖啡酸（B）、绿原酸（C）、原花青素C1（D）、槲皮素-3-O-半乳糖苷（E）、槲皮素-3-O-芸香糖苷（F）、槲皮素-3-O-葡萄糖苷（G）的离子碎片图Fig. 2 MS/MS fragmentation patterns of poanthocyanidin B2 (A),caffeic acid (B), chlorogenic acid (C), proanthocyanidin C1 (D), quercetin-3-O-galactoside (E), quercetin-3-O-rutinoside (F) and quercetin-3-O-glucoside (G)

通过HPLC-PDA-MS测定的软枣猕猴桃游离型酚类提取物在体外模拟消化过程中单体物质含量变化如表2所示。4个品种软枣猕猴桃游离型酚类提取物中鉴定的单体物质在体外模拟消化过程中呈逐步降低趋势，在口腔和胃消化阶段没有明显变化，在肠消化阶段降低显著，与TPC变化趋势一致。根据4个品种单体含量平均值进行分析，原儿茶酸：未消化（45.22 μg/g）＞口腔（44.00 μg/g）＞胃（41.11 μg/g）＞肠（32.12 μg/g）；咖啡酸：未消化（40.42 μg/g）＞口腔（ 39.33 μg/g） ＞ 胃 （ 36.74 μg/g） ＞肠（28.71 μg/g）；绿原酸：未消化（38.32 μg/g）＞口腔（37.28 μg/g）＞胃（34.84 μg/g）＞肠（27.22 μg/g）；原花青素B2：未消化（3.00 μg/g）＞口腔（2.92 μg/g）＞胃（2.73 μg/g）＞肠（2.13 μg/g）；原花青素C1：未消化（0.56 μg/g）＞口腔（0.54 μg/g）＞胃（0.51 μg/g）＞肠（0.40 μg/g）；(+)-没食子儿茶素：未消化（2.32 μg/g）＞口腔（2.26 μg/g）＞胃（2.11 μg/g）＞肠（1.65 μg/g）；槲皮素-3-O-葡萄糖苷：未消化（0.89 μg/g）＞口腔（0.87 μg/g）＞胃（0.81 μg/g）＞肠（0.63 μg/g）；槲皮素-3-O-芸香糖苷：未消化（1.86 μg/g）＞口腔（1.81 μg/g）＞胃（1.63 μg/g）＞肠（1.32 μg/g）；槲皮素-3-O-半乳糖苷：未消化（2.62 μg/g）＞口腔（2.55 μg/g）＞胃（2.38 μg/g）＞肠（1.86 μg/g）。

表2 软枣猕猴桃游离型酚类提取物在体外不同消化阶段单体含量Table 2 Compositions of individual phenolics in free phenolic extract of kiwiberry fruit at different stages of in vitro digestion μg/g

续表2

有报道表明，由于消化条件复杂，酚类物质经摄入后其含量或者活性会受到影响[34]。根据Zheng Guiqing等的研究，山楂中酚类化合物可以在体外消化过程中释放，特别是儿茶素、原花青素B2、表儿茶素和绿原酸等[35]。绿原酸在低pH值（pH＜4.5）下稳定，在碱性或中性pH值下稳定性较差，含量降低[34]，咖啡酸是水果中主要酚类化合物，随着消化过程中pH值的升高，稳定性降低，含量也相应降低[36]。

2.3 软枣猕猴桃提取物过氧自由基清除能力

软枣猕猴桃整果、游离型酚类提取物和果渣样品在未消化、口腔、胃和肠消化阶段的PSC如图3所示。根据4个品种PSC的平均值进行分析，整果样品：未消化（4 475.89 μmol/100 g）＞口腔（4 334.74 μmol/100 g）＞胃（4 102.42 μmol/100 g）＞肠（3 351.87 μmol/100 g）；游离型酚类提取物：未消化（4 194.24 μmol/100 g）＞口腔（4 068.27 μmol/100 g）＞胃（3 748.08 μmol/100 g）＞肠（2 831.08 μmol/100 g）；果渣样品：肠（355.00 μmol/100 g）＞胃（330.02 μmol/100 g）＞未消化（296.81 μmol/100 g）＞口腔（277.16 μmol/100 g）。

图3 未消化、口腔、胃、肠消化阶段不同样品的PSCFig. 3 Peroxyl radical scavenging capacity (PSC) of raw samples and digested products at in vitro oral, gastric and intestinal digestion stages

对于整果和游离型酚类提取物，消化过程中抗氧化活性持续降低，表明部分抗氧化剂（主要是酚类化合物）在此阶段降解或转化，在柿子果实[37]和一些巴西本土水果[38]的体外消化实验中也发现了类似的结果。对于果渣样品，消化过程有助于释放与基质中其他成分结合的酚类化合物[39]，而且酚类化合物可能不是果渣提取物中主要的抗氧化剂成分，样品的抗氧化活性可能会受到其他抗氧化剂的影响，例如蛋白质、维生素、类胡萝卜素等，这些活性物质可以逐渐从食物基质中释放出来，从而提高样品的抗氧化能力[40-41]。3 种样品PSC变化趋势均与其对应的TPC一致，许多报道表明水果和蔬菜的抗体氧化活性主要来自于酚类化合物，且酚类化合物含量与抗氧化活性之间存在显著相关性[42-43]。

2.4 软枣猕猴桃提取物细胞抗氧化活性

为了进一步探究体外模拟消化后样品的抗氧化水平，对消化后软枣猕猴桃整果、游离型提取物和果渣样品进行细胞层面的抗氧化活性测定，但果渣样品中由于酚类物质含量低且大部分以结合形式存在以至于其CAA无法检测，整果和游离型提取物肠消化阶段的CAA如图4所示。在无PBS洗涤条件下，通过CAA分析可确定与细胞膜结合的抗氧化剂的活性，并且抗氧化剂会通过膜进入细胞。CJ-1整果提取物的CAA最高，其次是HR、LD-241、LD-121。整果的CAA在93.32（LD-121）～223.19 μmol/100 g（CJ-1）的范围内。游离型酚类提取物的CAA范围与整果基本一致。

图4 不同样品在肠消化阶段的CAAFig. 4 CAA of whole fruit and free phenolic extract at in vitro intestinal digestion stage

经PBS洗涤后，与细胞膜结合的抗氧化剂被洗掉，因此CAA分析仅能确定穿过细胞膜进入细胞的抗氧化剂的活性。整果提取物的CAA范围为20.42（HR、LD-121）～34.25 μmol/100 g（CJ-1）。CJ-1整果提取物的CAA最高，其次是LD-241、LD-121、HR。CJ-1游离型提取物的CAA最高，其次是LD-241、LD-121、HR。结果表明，无论是否用PBS洗涤细胞，体外模拟消化后软枣猕猴桃整果和游离型酚类提取物均具有良好的抗氧化能力。

过量的自由基引起的生物分子（DNA、蛋白质和脂质）的氧化损伤与许多慢性疾病有关，包括心血管疾病、2型糖尿病、肥胖症和癌症[44]。软枣猕猴桃中植物化学物质具有清除自由基的能力可能是软枣猕猴桃有助于预防慢性疾病的一种机制[45]。本研究基于化学和细胞两个层面评估了软枣猕猴桃提取物的抗氧化活性。PSC测定法被用作基于化学的方法来评估软枣猕猴桃的抗氧化活性，该方法优于先前的铁离子还原/抗氧化能力和2,2’-联氮双(3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸)、1,1-二苯基-2-三硝基苯肼自由基清除能力[46]抗氧化检测方法，与化学合成的2,2’-联氮双(3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸)、1,1-二苯基-2-三硝基苯肼自由基不同，PSC分析中使用的过氧自由基是存在于人体中的天然自由基，另外，铁离子抗氧化能力法测定在pH 3.6下进行，这不符合人体内的正常pH值环境，而PSC测定条件在与人体内一致的中性环境下（pH 7.4）。用CAA分析法使用HepG2细胞，从细胞层面测定软枣猕猴桃提取物的抗氧化活性，由于它考虑了生物系统中抗氧化剂化合物的细胞吸收、分布和代谢，因此已被证明比基于化学物质的抗氧化剂方法有很大的改进，更加符合人体实际情况[47]。

2.5 二元相关性分析结果

对体外模拟消化后整果、游离型酚类提取物、果渣样品中PSC和CAA之间的二元相关性进行分析，结果如图5所示。整果（R2=0.995，P＜0.01）、游离型酚类提取物（R2=0.997，P＜0.01）、果渣（R2=0.935，P＜0.01）的PSC与其对应的TPC极显著相关。整果（R2=0.969，P＜0.01）、游离型酚类提取物（R2=0.981，P＜0.01）的CAA（无PBS洗涤）与其对应的TPC之间也呈现出极显著的相关性。

图5 整果TPC与PSC（A）、游离型酚类提取物TPC与PSC（B）、果渣TPC与PSC（C）、整果TPC与无PBS洗涤CAA（D）、游离型酚类提取物TPC与无PBS洗涤CAA（E）之间的相关性Fig. 5 Correlation between PSC and TPC of kiwiberry fruit (A),between PSC and TPC of free phenolic extract (B), between PSC and TPC of pomace (C), between CAA without PBS wash and TPC of kiwiberry fruit (D), and between CAA without PBS wash and TPC of free phenolic extract (E)

3 结 论

软枣猕猴桃整果样品以游离型酚类化合物为主，果渣样品以结合型酚类化合物为主。软枣猕猴桃中游离型酚类化合物在模拟消化过程中持续发生降解和转化，但胃消化阶段比肠消化阶段稳定，降解相对较少。同时，果渣中结合型酚类化合物在胃肠道环境的作用下逐渐释放，消化结束后酚类化合物含量提高。酚类作为软枣猕猴桃中主要活性物质，其含量对抗氧化活性产生重要影响。该研究从模拟人体胃肠道消化角度对软枣猕猴桃酚类提取物中的酚类物质及其抗氧化性进行了全面系统的评估，为软枣猕猴桃天然产品的开发及应用提供科学依据。