清酱香型白酒冬季发酵细菌群落演替及堆积过程细菌来源解析

左乾程，黄永光,*，朱家合，马菜飞

（1.贵州大学酿酒与食品工程学院，贵州省发酵工程与生物制药重点实验室，贵州 贵阳 550025；2.贵州岩博酒业有限公司，贵州 盘州 553523）

白酒是我国传统的民族特色饮料酒，酿造历史悠久，是以酒曲（大曲、小曲或麸曲）为糖化发酵剂，将谷物类原料（高粱、大米、糯米、玉米等）通过糖化发酵、蒸馏、贮存、勾兑而成的蒸馏酒。因糖化发酵剂种类、发酵原料、酿造环境及生产工艺等因素的差异，中国白酒可分为酱香型、浓香型、清香型、米香型等多种香型[1]，以及近年发展起来的清酱香型[2]。清酱香型白酒酿造工艺过程有机融合了酱香型、清香型白酒酿造工艺之精华，以高粱为酿造原料，经小曲、大曲糖化培菌、堆积发酵生香，再添加少数民族特色陀陀曲，多曲多方式科学应用，陶坛、窖池分型量质发酵，与清香型、酱香型白酒酿造工艺最大的差别在于清酱香型白酒采用多曲联用作为糖化发酵剂，不同于清香型白酒采用中温大曲作为唯一糖化发酵剂、酱香型白酒采用高温大曲作为唯一糖化发酵剂，因而形成了“清亮透明、清酱协调、香气幽雅、香醇厚丰满、细腻柔顺、回味悠长”的酒体风格，既具有清香型白酒的幽雅净爽，又具备酱香型白酒的醇厚丰满，回味和空杯留香，深受大众喜爱[3]。

白酒酿造属于自然混菌固态发酵的过程，微生物贯穿始终，微生物主要来源于添加的糖化发酵剂（酒曲）、酿造环境，从某种程度来说，酿酒就是培养微生物并获取其代谢产物的过程。酿酒微生物的群落结构及其演替决定了代谢产物的种类和数量，也就决定了白酒风味物质的多样性及组成，从而形成了白酒特定的口感和风格。清酱香型白酒酒体风格之所以区别于其他香型的白酒，除了其在酿造工艺上的创新与不同外，最根本的原因在于其独特的发酵微生物群落结构和酿造环境。研究表明，细菌在白酒发酵过程中具有产酶及产香等功能[4]，其代谢产生丰富的风味物质决定着白酒的风格及品质[5-7]。因此，系统解析清酱香型白酒发酵过程细菌群落结构及其演替，有助于认识白酒发酵过程机理。

清酱香型白酒在入窖发酵前先进行薄层堆积发酵，堆积厚度为30 cm。堆积一方面是使曲中的微生物生长繁殖以扩大生物量，另一方面是为了网络环境中丰富的酿酒微生物，为入池发酵奠定条件，环境微生物进入发酵体系主要取决于这个阶段。众所周知，白酒发酵过程微生物主要来源于酒曲及环境，酿造环境微生态是白酒发酵微生态的重要组成部分。早期对酿造环境中微生物的研究也日益增加，如曹达[8]对酱香型白酒酿造车间空气中微生物进行研究，发现不同高度空气中微生物组成及含量存在差异；张良等[9]对泸州老窖酿造车间细菌组成进行了研究，发现芽孢杆菌是空气中的主要细菌。毫无疑问，这些研究对认识白酒酿造环境微生态结构及丰富白酒发酵微生态的科学认识具有重要意义，但以往研究集中在单一环境中微生物，且对微生物进入酿造体系的种类尚未可知。近年来研究者开始对白酒酿造过程微生物来源进行溯源分析，如Wang Xueshan等[10]对浓香型白酒发酵过程微生物进行溯源分析，发现大曲是浓香型白酒发酵过程中好氧菌和兼性厌氧菌的主要来源，窖泥是酒醅中厌氧微生物的主要来源，为酿酒微生物溯源分析奠定了基础。

目前，清酱香型白酒还处在发展的初步阶段，窖池发酵过程细菌群落结构尚不明确，酒曲及环境微生物对堆积发酵的贡献尚不清晰，在一定程度上制约了清酱香型白酒的发展。因此，为解析清酱香型白酒酿造发酵过程中的细菌来源，本研究对酿造环境微生物、酿造用曲的微生物、堆积发酵酒醅微生物、窖池发酵酒醅微生物进行比较分析，拟进一步揭示酿造过程微生物的不同来源及其对白酒发酵的贡献。本研究采用高通量测序技术及数理统计分析，对清酱香型白酒发酵过程细菌群落结构及其演替进行解析，并初步分析酒曲及环境中微生物对堆积发酵的贡献，对认识固态法白酒酿造的发酵机制，提升清酱香型白酒的产品质量、安全性及生产可控性具有重要意义。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

1.1.1 样品

酒醅：样品采自贵州YB酒业有限公司窖池发酵生产车间2019年11—12月生产发酵酒醅，入池前先进行2 d的薄层堆积发酵，窖池发酵周期为25 d，选择0、5、10、15、20、25 d为取样时间点。每个取样时间点分别采集酒醅上层、中层以及底层3 个层次的样品，每个层面分别采集中间及四周边缘位置（图1A）混合后作为窖池一个层面的酒醅样。然后将3 个层面所取酒醅混合均匀后作为一个样以消除取样误差，混匀后立即用无菌密封袋包装，样品采集完成后立即进行DNA的提取和理化指标分析。

图1 窖池发酵及堆积酒醅取样图Fig.1 Sampling locations of fermented grains from cellar and fermented grains with and without koji

曲：采集上述发酵开始时添加的曲粉样品，从曲粉袋中随机取500 g混合的曲粉样品，取样完成后立即进行总DNA的提取。

环境综合样品：为了说明堆积发酵过程酒醅中细菌来源，设计不添加曲的堆积样品实验作为对照，该样品作为环境综合样品，用以说明环境微生物对堆积发酵过程的影响。具体做法：在距离正常添加酒曲堆积发酵的酒醅（图1B）2 m处设置相同的堆积酒醅（图1C），除了不添加酒曲外，其他条件（酿酒原料、堆子形状、堆积时间、操作步骤等）均与正常添加酒曲堆积酒醅一致，堆积2 d后进行采样，采样点与窖池采样点一致，采集上、中、下3 个层面的样品，每个层面采集5 个点，将3 个层面样品混匀后立即用无菌自封袋密封，采集完成后即刻进行DNA提取。

1.1.2 试剂

琼脂糖凝胶 西格玛奥德里奇（上海）贸易有限公司；Gengreen核酸染料 天根生化科技（北京）有限公司；E.Z.N.A.®soil DNA Kit 美国Omega BioTek公司；无菌磷酸盐缓冲液（0.1 mol/L） 赛默飞世尔科技（中国）有限公司。

1.2 仪器与设备

Heraeus Multifuge X1R台式高速冷冻离心机、Evolution200紫外分光光度计 美国Thermo Fisher Scientific公司；G154DW高压蒸汽灭菌锅 致徽（厦门）仪器有限公司；HQ-60-II漩涡混合器 北京北方同正生物技术发展有限公司；HH-4数显恒温水浴锅 常州国华电器有限公司；CP153电子天平 奥豪斯仪器（上海）有限公司；PB-10 pH计 德国Sartorius集团；GeneAmp®9700型聚合酶链式反应（polymerase chain reaction，PCR）仪 美国ABI公司；DYY-8C电泳仪北京六一仪器厂；JS-680C凝胶成像仪 上海培清科技有限公司。

1.3 方法

1.3.1 样品预处理及DNA提取[10-13]

分别称取1.1.1节采集的酒醅样品、混合曲粉样品及环境样品10 g于无菌离心管中，加入20 mL无菌磷酸盐缓冲液（phosphate buffered saline，PBS）及3 颗玻璃珠864.7 mg（直径为0.1 mm），涡旋振荡7 min，于室温、400 r/min离心5 min，收集上清液，用PBS洗涤沉淀，涡旋振荡6 min，于室温、400 r/min离心6 min，吸取上清液，继续用PBS洗涤沉淀，涡旋振荡4 min，400 r/min离心6 min，收集上清液。将3 次收集的上清液充分混匀后于室温、12 000 r/min 离心5 min，弃去上清液，收集细胞沉淀。预处理完成后，参照E.Z.N.A.®soil DNA Kit的操作说明书进行样品总DNA的提取。

1.3.2 PCR扩增及Illumina MiSeq测序

应用引物338F（5’-ACTCCTACGGGAGGCAGCAG-3’）和806R（5’-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3’）对大曲基因组进行扩增[12]，PCR体系及反应条件参考黄蕴利等[14]的方法，并适当修改，PCR体系：10×Buffer 4 μL，dNTPs 2 μL，正反应物各0.8 mL，rTaqDNA聚合酶0.2 μL，ddH2O 12.2 μL，共计20 μL反应体系。PCR条件：95 ℃预变性3 min；95 ℃变性30 s，53 ℃退火30 s，72 ℃延伸60 s，27 个循环；72 ℃再延伸10 min。凝胶电泳：1 g/100 mL琼脂糖凝胶，核酸染料，电压90 V，电泳时间40 min。高通量测序在上海美吉生物医药科技有限公司进行。

1.3.3 理化指标测定

酒醅温度测定：取样的同时将温度计插入取样点，保持1～5 min，待读数稳定后，记录温度计温度数据。水分的测定采用烘干法；酸度的测定采用酸碱滴定法，以1 g酒醅消耗0.1 mol/L的NaOH溶液体积表示；还原糖的测定采用斐林试剂法。具体操作参照DB 34/T 2264—2014《固态发酵酒醅分析方法》[15]。

1.4 数据及图像处理

2 结果与分析

2.1 发酵过程酒醅理化指标变化规律

发酵过程酒醅理化参数（温度、水分、酸度、还原糖等）是影响微生物群落结构演替的重要因素。由表1可知，发酵开始（0 d）时酒醅温度为（22.3±0.3）℃，发酵5 d后达到最大值，是由于发酵前期微生物生长繁殖产生的生物热所导致，之后呈下降趋势，主要原因是随着发酵的进行，酒醅中微生物数量下降，故而产生的热量降低所致。酒醅水分与还原糖则呈波动式变化。发酵过程酒醅酸度一直呈降低趋势，且在10～15 d阶段下降最快，主要是微生物代谢的结果，理化参数在影响微生物群落演替的同时也受微生物代谢影响。

表1 发酵过程理化指标变化规律Table 1Changes in physicochemical indicators during fermentation

2.2 α多样性分析

Shannon指数和OTU数目常用来评价微生物群落的物种多样性，Shannon指数及OTU数目越大，代表微生物多样性越高；Chao1指数和Simpson指数常用来表征微生物群落的物种丰富度，Chao1指数越大，代表微生物群落物种丰富度越高，Simpson指数越大，代表微生物群落物种丰富度越低。如表2所示，发酵开始（0 d）时酒醅中细菌的Shannon指数、OTU数目、Chao1指数最高，Simpson指数最低，表明此时酒醅中细菌物种多样性及丰富度最高，这是堆积过程曲中细菌增殖及网络环境中微生物的结果，该现象说明堆积发酵对清酱香型白酒酿造的重要意义，不仅能提高的微生物多样性，而且能增加微生物种类丰富度。0～20 d，细菌的Shannon指数、OTU数目、Chao1指数呈降低趋势，Simpson指数呈升高趋势；20～25 d，细菌群落的Shannon指数、OTU数目、Chao1指数出现部分升高，而Simpson指数出现部分降低。这说明在发酵过程中细菌群落的多样性及丰富度先降低后升高，总体上呈降低趋势。此外，从发酵5 d开始，酒醅中细菌群落的Shannon指数、OTU数目、Chao1及Simpson指数产生显著性差异（P＜0.05），发酵10 d开始，酒醅中细菌群落的Shannon指数、OTU数目、Chao1及Simpson指数产生极显著性差异（P＜0.05），说明发酵过程细菌群落结构的显著变化。

表2 酒醅细菌群落的α多样性指数Table 2Alpha-diversity indexes of bacterial community in fermented grains

2.3 发酵过程细菌群落结构分析

从清酱香型白酒发酵过程中共检出14 个菌门，其中相对丰度大于0.1%的有Firmicutes、Proteobacteria、Cyanobacteria、Actinobacteria、Bacteroidetes、Fusobacteria、Epsilonbacteraeota、Verrucomicrobia及Patescibacteria（图2）。发酵开始（0 d）时，Firmicutes、Proteobacteria及Cyanobacteria 3 个菌门在酒醅中占主导地位，平均相对丰度大于10%，这与酱香型白酒、清香型白酒发酵过程主导菌门有所区别，胡小霞等[16]通过高通量测序分析发现酱香型白酒发酵过程仅Firmicutes、Proteobacteria 2 个门占主导地位，平均相对丰度均大于10%。王雪山[17]通过高通量测序分析清香型白酒发酵过程同样发现仅Firmicutes、Proteobacteria 2 个门占主导地位，平均相对丰度均大于10%。此外，图2表明：发酵5 d之后，Firmicutes在酒醅中占绝对主导地位，相对丰度高达88.00%～99.36%。该结果与酱香型白酒[16]、清香型白酒[17]、浓香型白酒[18]、芝麻香型白酒[19]研究结论一致，表明在白酒发酵过程中，细菌门水平群落多样性降低，发酵微生态结构由多菌系演替为单一的Firmicutes为主导的发酵模式是白酒酿造发酵的普遍模式。

图2 门水平酒醅中细菌种群演替规律Fig.2 Succession of bacterial community structure in fermented grains at the phylum level

从清酱香型白酒发酵过程中共检出113 个细菌属，其中平均相对丰度前10为Lactobacillus、Bacillus、Weissella、Acetobacter、Gluconobacter、Pediococcus、Kroppenstedtia、Staphylococcus、Enterobacter、Scopulibacillus（图3），分别均占每个样品相对丰度的94.15%～99.94%。发酵开始（0 d）时，酒醅中Bacillus相对丰度最高（49.11%），依次是Weissella（12.05%）、Acetobacter（10.63%）、Gluconobacter（8.85%）、Pediococcus（3.27%）、Scopulibacillus（1.91%）、Enterobacter（1.61%）、Staphylococcus（1.50%）、Kroppenstedtia（1.50%）。发酵5 d后，Lactobacillus在酒醅中占主导作用，相对丰度为78.86%。而Bacillus相对丰度陡然降低至3.94%，Acetobacter、Staphylococcus、Enterobacter、Scopulibacillus也呈降低趋势。发酵10 d后，Lactobacillus在酒醅中占绝对主导作用，相对丰度高达96.68%～98.48%。该结果与清香型白酒[17,20]、酱香型白酒[5,16]、芝麻香型白酒[19,21]、浓香型白酒[22]研究结论一致，表明白酒发酵过程中，细菌属水平群落多样性降低，微生态结构由多菌系演替为单一的Lactobacillus为主导的发酵模式是白酒发酵的普遍模式。

图3 属水平酒醅中细菌种群演替规律Fig.3 Succession of bacterial community structure in fermented grains at the genus level

上述10 个菌属中，Lactobacillus、Bacillus、Weissella在多种香型白酒发酵过程都有报道[16-17,19-21]，是传统白酒酿造的主要功能细菌属。其中，Bacillus可代谢产生糖化酶、蛋白酶等多种水解酶类，同时还可代谢产生乙偶姻、4-甲基吡嗪等风味物质[23-25]，对白酒的风味品质具有重要贡献。Lactobacillus和Weissella在发酵过程可代谢产生乳酸、乙酸等有机酸类物质，为白酒中风味物质的生物合成提供前体物[5,20]，同时也是造成发酵环境酸度升高（表1）的主要原因之一。Acetobacter和Gluconobacter属于醋酸菌[26]，在白酒发酵过程能将乙醇转化为乙酸，为白酒中风味物质合成提供前体；Pediococcus属于乳酸菌，在发酵过程中也能代谢产生乳酸等有机酸。

高通量测序结果表明，清酱香型白酒发酵过程中的优势细菌属（相对丰度＞1%）为Lactobacillus、Bacillus、Weissella、Acetobacter、Gluconobacter、Pediococcus、Kroppenstedtia、Staphylococcus、Enterobacter、Scopulibacillus。据报道，清香型白酒中发酵过程中的优势细菌属（相对丰度＞1%）是Lactobacillus、Streptpcoccus、Pediococcus、Aerococcus、Bacillus、Acetobacter、Pseudomonas、Kroppenstedtia、Weissella、Acinetobacter[12,27-28]，酱香型白酒发酵过程中的优势细菌属（相对丰度＞1%）为Acidithiobacillus、Kroppenstedtia、Lactobacillus、Acetobacter、Pediococcus、Bacillus、Pantoea、Weissella、Thermoactinomyces、Enterobacter、Pseudomonas、Stenotrophomonas、Phyllobacterium、Shewanella、Chryseobacterium、Escherichia-Shigella、Clostridium、Streptococcus、Actinobacillus、Bifidobacterium、Peptoclostridium、Citrobacter、Acinetobacter、Lactococcus、Staphylococcus、Enhydrobacter、Burkholderia、Desmosporr[5,29-30]。其中，Lactobacillus、Bacillus、Weissella、Acetobacter、Pediococcus、Kroppenstedtia、Staphylococcus是清酱香型白酒和清香型白酒发酵中共有的优势细菌属，而Kroppenstedtia、Lactobacillus、Acetobacter、Pediococcus、Bacillus、Weissella、Enterobacter是清酱香型白酒和酱香型白酒发酵中共有的优势细菌属。此外，与酱香型白酒和清香型白酒发酵中优势细菌属相比，Gluconobacter是清酱香型白酒发酵中独有的优势细菌属，该菌属在白酒酿造中的作用及对白酒风味的贡献尚不清晰。以上结果表明：清酱香型白酒发酵优势细菌属除具有清香型和酱香型白酒发酵的优势细菌属特征外，还具有自身的特有的优势细菌属。这也是清酱香型白酒酒体风格除了具有清香型、酱香型白酒的酒体风格特征外，还具备清酱香型白酒自身风格特点的原因之一。

2.4 发酵过程细菌群落结构与环境因素相关性

发酵过程酒醅的环境因子会影响微生物群落结构演替，以此探究环境因子对细菌群落结构的影响可为调整白酒生产过程理化参数及提高生产可控性提供理论依据。RDA结果表明，酒醅温度（对细菌群落结构贡献率为22.56%，P＜0.05）、水分（对细菌群落结构贡献率为17.5%，P＜0.05）、酸度（对细菌群落结构贡献率为16.8%，P＜0.05）及还原糖含量（对细菌群落结构贡献率为15.3%，P＜0.05）与细菌群落结构均存在显著相关，其中还原糖含量与温度、水分及酸度负相关（环境因子间的夹角为钝角），而与温度、水分、酸度之间正相关（环境因子间的夹角为锐角）。发酵开始时（0 d）时，酒醅中细菌群落结构受还原糖影响较大（还原糖含量对细菌群落结构贡献率为38.97%），这是因为发酵前期酒醅中微生物生长繁殖需要消耗较多的还原糖，发酵5 d之后，还原糖对细菌群落结构影响不大，这是因为这个阶段主要是乙醇发酵及产香阶段，微生物将前期产生的小分子化合物转化为乙醇及其他风味物质，还原糖浓度降低，因此受还原糖含量影响不大。发酵中后期（10～25 d）细菌群落结构主要受酸度的影响，该阶段细菌群落结构以Lactobacillus为主导，Lactobacillus会代谢产生乳酸、乙酸等有机酸，对细菌群落结构造成重要影响。如图4B所示，热图中的X轴和Y轴分别为环境因子和物种（属水平），通过计算获得R值和P值考察2 个（组）变量之间的相关程度。除乳酸菌与酸度高度显著正相关外，其他优势菌属几乎与酒醅酸度呈显著负相关，导致其他菌群结构丰度降低。Lactobacillus代谢产生的乳酸等有机酸，一方面可以为白酒中风味物质的合成提供前体，另一方面可以抑制不耐酸杂菌的生长，从而保证发酵正常进行。温度、还原糖几乎与所有优势菌属呈显著正相关，表明当前酒醅的温度及还原糖含量比较适宜微生物生长，不会对其造成抑制作用。水分与Bacillus、Weissella、Pediococcus、Staphylococcus、Scopulibacillus显著负相关，表明酒醅水分增加会对这些菌属生长造成抑制，也是这些菌属丰度降低的原因之一。

图4 发酵过程中细菌群落结构与酒醅理化因子相关性分析Fig.4 Correlation between bacterial community structure and physicochemical properties of fermented grains during fermentation

2.5 堆积发酵过程细菌群落结构主要来源分析

如图5A所示，环境样品（不添加酒曲）中优势细菌门与酒醅中（发酵0 d）优势菌门结构高度相似，表明环境微生物对白酒发酵具有重要贡献，这是长期酿造活动对酿造环境微生物的富集和结构优化的结果。酒醅及环境样品中都是Firmicutes、Proteobacteria、Cyanobacteria占主导地位，而酒曲中是Actinobacteria及Firmicutes占主导，推测酒醅中Cyanobacteria主要来自于环境。如图5B所示，Firmicutes、Proteobacteria、Cyanobacteria、Actinobacteria和Bacteroidetes 5 个菌门在酒醅、环境及酒曲都能检测到，而Fusobacteria仅在环境样品中检测到，同时该菌门在酒醅样品中被检测到，推测酒醅中的Fusobacteria仅来源于环境。此外，Chloroflexi和Verrucomicrobia 2 个菌门仅在酒曲中被检测，同时这2 个菌门在酒醅中能检测到，推测这2 个菌门仅由酒曲提供。

图5 酒醅、酒曲及环境样品中细菌门水平的种群分布结构Fig.5 Bacterial community structure in fermented grains, koji and environmental samples at the phylum level

图6A展示了酒醅、酒曲及环境中共有及特有的细菌属数，结果显示酒醅中共有19 个细菌属来自于环境，占比为31.67%，有30 个属来自于酒曲，占比为50%，其中，有16 个属由酒曲及环境共同提供，占比为26.67%。此外，有3 个细菌属仅在酒醅及环境中检测到，占比为5%，推测该3 个菌属仅来自于环境；此外，有14 个细菌属仅在酒醅及酒曲中检测到，占比为23.33%，推测这14 个细菌属仅来自酒曲中。同时通过优势细菌属（平均相对丰度＞1%）分析，发现酿造环境中存在大量的白酒发酵功能细菌（图6B），如Lactobacillus、Bacillus、Weissella、Acetobacter等，而且环境中优势细菌属与酒醅中优势细菌具有较高的相似性，说明在堆积发酵过程网络了大量环境中的功能优势细菌属，进而论证了薄层堆积发酵对清酱香型白酒发酵的重要作用。此外，酒醅中的优势细菌属Gluconobacter仅在环境中被检测，推测该菌属仅由环境提供。

图6 酒醅、酒曲及环境样品中细菌属水平种群结构分布Fig.6 Bacterial community structure in fermented grains, koji and environmental samples at the genus level

3 结 论

本研究应用高通量测序及统计分析方法对清酱香型白酒窖池发酵过程中的细菌群落结构进行解析，共检出14 个菌门，113 个菌属。发酵开始（0 d）时，Firmicutes、Proteobacteria及Cyanobacteria在酒醅中占主导地位，平均相对丰度均大于10%，随着发酵的进行，逐渐演替为单一的Firmicutes为主导。发酵过程相对丰度前10的细菌属为Lactobacillus、Bacillus、Weissella、Acetobacter、Gluconobacter、Pediococcus、Kroppenstedtia、Staphylococcus、Enterobacter、Scopulibacillus。随着发酵的进行，逐渐演替为单一的Lactobacillus为主导。通过与清香型、酱香型白酒酿造过程优势细菌属对比，清酱香型白酒酿造过程的细菌群落结构与清香型白酒、酱香型白酒酿造均有一定的相似性，但又有不同于典型的清香型和酱香型白酒酿造过程的细菌群落结构，具有其自身独特性。通过主要优势菌与环境因子相关性分析发现，除了Lactobacillus，大部分优势菌属都与酒醅酸度呈显著负相关，这是发酵后期Lactobacillus占绝对主导地位的主要原因。

通过分析比较酒醅样品（发酵0 d）、酒曲、环境样品（不添加大曲堆积酒醅）之间的细菌群落结构以说明酒醅中的细菌来源，结果表明门水平上酒醅中 Firmicutes、Proteobacteria、Actinobacteria和Bacteroidetes由大曲及环境提供，Cyanobacteria主要来自于环境，Fusobacteria仅由环境提供，Chloroflexi和Verrucomicrobia仅来自于大曲。属水平上酒醅中的细菌属有31.67%来自于环境，50%来自于酒曲，23.33%由酒曲及环境共同提供，5%只由环境提供。优势细菌属中Gluconobacter仅来自于环境。本研究系统解析了清酱香型白酒窖池发酵过程细菌群落结构，初步分析了堆积发酵过程酒醅中细菌来源，有助于完善白酒发酵微生态结构的研究，并对提升白酒产品质量、安全及生产可控性具有重要的意义。