粪菌移植治疗炎症性肠病：从免疫应答到机制*

陈晓翠 孙 杨 缪应雷

昆明医科大学第一附属医院消化内科(650032)

炎症性肠病(IBD)主要表现为腹痛、腹泻、黏液脓血便等症状，常伴有出血、穿孔、梗阻、瘘管、肛裂甚至癌变等严重并发症。21世纪以来，IBD在发展中国家越来越普遍，已成为全球性的公共卫生挑战[1]。现有观点认为，环境因素作用于遗传易感者并在肠道致病菌的参与下，引发了肠道的异常免疫应答，启动肠黏膜炎症反应，从而导致了IBD的发生[2]。诸多研究结果表明肠道菌群变化对免疫介导的肠道炎症有因果作用，其机制涉及宿主免疫与肠道微生态失调的多个方面[3]。目前的研究致力于从菌群-免疫互相作用以及肠道菌群疗法方面逐步揭示其因果关系和关键机制，并寻找IBD的新的治疗靶点[4]。粪菌移植(FMT)是一种新兴的微生物靶向治疗方法，可有效治疗艰难梭菌感染(Clostridiumdifficileinfection, CDI)，治愈率超过90%[5]。目前FMT已用于IBD、肠易激综合征、肥胖、自闭症、急性移植物抗宿主病等多种疾病的治疗[6]。本文就FMT治疗IBD的研究进展作一综述。

一、FMT在IBD中的应用现状

迄今已有5项随机对照试验(RCT)评估了FMT在UC中的有效性，但结果不一[7]。一项meta分析结果表明，IBD患者接受FMT治疗后临床缓解率为33%[8]。一项对生物制剂、托法替尼和FMT治疗UC的系统综述和meta分析表明，FMT的疗效与生物制剂和托法替尼相当，且FMT和生物制剂不良事件的发生率无明显差异[9]。白细胞介素(IL)-18是IBD中重要的促炎细胞因子，最近一项研究[10]发现，利用二甲双胍处理小鼠粪便后进行FMT可上调模式识别受体TLR1和TLR4表达，并下调炎症因子IL-18表达。结肠炎相关结肠癌(colitis-associated cancer, CAC)是IBD最严重的并发症。有研究[11]给予CAC小鼠FMT处理后，CD4+CD25+Foxp3+调节性T细胞(Treg细胞)表达明显增加，而Th1/Th2/Th17细胞表达不明显，并提出FMT可通过抑制NF-κB活性和细胞增殖来减少促炎因子、增加抗炎因子。但目前仍未明确FMT治疗IBD的潜在微生物基础、发挥疗效的活性成分以及可预测疗效的因子，因此，总结FMT治疗IBD后产生的免疫应答并探索其作用机制，对于发现新的生物标志物、开展靶向治疗、预后评估具有重要意义。

二、FMT治疗IBD后产生的免疫应答

目前部分已发表的RCT支持使用FMT治疗IBD，并提出临床缓解与肠道微生态组成和功能恢复正常化的稳定改变相关，这种改变导致固有免疫和适应性免疫细胞频率的变化，影响抗原呈递细胞(antigen presenting cell, APC)的抗原呈递能力，减少IFN-γ、IL-1β、TNF等促炎细胞因子的分泌，上调TGF-β、IL-10等抗炎细胞因子的表达，同时诱发体液免疫应答，起到减轻炎症的作用。

1. 固有免疫应答：巨噬细胞、树突细胞(dendritic cell, DC)、中性粒细胞、自然杀伤细胞(NK细胞)、天然淋巴细胞(innate lymphoid cells, ILCs)等以非特异性方式迅速识别病原体，其中巨噬细胞和DC作为APC连接固有免疫与适应性免疫，通过分泌细胞因子刺激固有免疫细胞，并在MHCⅡ类分子的作用下向T细胞呈递抗原，从而参与IBD的炎症过程[12]。有研究[13]发现，接受FMT治疗后上述固有免疫细胞的表型、数量以及分泌的细胞因子谱产生了变化。

Costello等[14]给予UC患者FMT治疗，未发现肠黏膜固有层单核细胞中NK细胞比例发生明显变化。Landy等[15]亦未在8例慢性贮袋炎患者接受FMT治疗后发现DC表型和细胞因子谱的改变。Burrello等[13]认为FMT后肠道微生物组修饰可引起免疫细胞频率的变化，增加抗菌肽和黏蛋白，减少APC对细菌抗原的呈递，从而起到减轻炎症的作用。有趣的是，Burrello等[13]还发现FMT能减少DSS诱导的结肠炎小鼠ILC2和ILC3的炎症驱动；维持和传播肠道炎症的APC则呈现出F4/80+巨噬细胞和CD11b+Ly6G+中性粒细胞频率下降，部分绝对数量下降；FMT衍生的微生物群使产生TNF的DC和巨噬细胞频率显著降低，增加产生IL-10的肠道DC和单核细胞的频率；而且结肠中表达MHCⅡ的专职APC数量和APC上MHCⅡ表达均明显减少。由此可见，FMT可能对固有免疫细胞的数量、频率和表型有特定的影响，提示FMT可能直接作用于专职APC的抗原呈递能力，影响DC和巨噬细胞的数量以及促炎因子表达，从而起到减轻炎症的作用，但尚需大样本研究对免疫学结果行进一步探讨。

2. 适应性免疫应答：适应性免疫依赖于通过B细胞或T细胞受体精确识别抗原，导致大量促炎细胞因子和趋化因子的产生，从而引发针对肠道微生物群的级联反应。

①免疫细胞的数量和表型变化：目前关于接受FMT治疗后免疫细胞数量和表型变化的研究结果间存在差异。Costello等[14]并未发现肠黏膜固有层单核细胞中γδT细胞、T细胞(包括记忆细胞、CD4、CD8、Treg细胞)比例发生显著变化，在调整临床疾病活动性评分后CD4+T细胞增加显著，而Treg细胞无明显改变。Burrello等[13]发现DSS诱导的结肠炎小鼠接受FMT治疗后，iNKT细胞频率增加，但绝对数量并未增加；CD4+T细胞频率和数量均减少；而结肠CD8+T细胞频率和表型不受影响；值得注意的是，FMT衍生的微生物群可略微增加Foxp3+Treg细胞频率。已有研究[16]表明FMT可使IBD体内厚壁菌门增加。Natividad等[17]则指出富含厚壁菌门的生态疗法可降低小鼠对结肠炎的敏感性，UC中厚壁菌门减少，Th17相关基因表达增加，表达IL-17A的CD4+细胞增加，而添加了厚壁菌门的细菌分离物可在体外消除增强的Th17反应。由此推测FMT治疗IBD过程中增加的厚壁菌门可减轻Th17反应，从而达到抗炎的目的。两项小样本研究[18-19]亦发现单次FMT后IBD结肠黏膜Treg细胞增加，Th1细胞减少。Tian等[20]的研究发现，DSS可显著增加结肠炎小鼠调节性B细胞数量；给予FMT治疗5 d后，调节性B细胞比例与正常对照相比无明显差异，而Treg细胞比例显著增加。Burrello等[21]发现，与结肠炎小鼠相比，FMT治疗小鼠分离出来的T细胞增殖能力下降，在表型上CD8+T和CD4+T细胞比例更低，这两种细胞表达细胞毒性相关分子CD107a，进一步说明FMT可使小鼠结肠T细胞促炎表型减少。

②细胞因子的变化

a. 促炎细胞因子：Burrello等[13]的研究发现FMT治疗可使IFN-γ、TNF、IL-1β、IL-17和IL-6表达显著下降。有研究指出，供体的肠道菌群可限制肠道通透性，抑制肠上皮细胞凋亡，重建肠道屏障的功能，并减轻促炎细胞因子的产生[22]。在一项单中心、前瞻性、开放标签研究[18]中，对FMT治疗前后黏膜活检进行免疫细胞谱分析，发现Treg细胞在第4周时分泌IFN-γ明显减少，但IL-4、IL-17、IL-22或Th17的分泌无明显差异。Tian等[20]发现FMT通过调节促炎因子如IFN-γ、TNF、IL-1β、IL-17和IL-6的表达，稳定地减轻结肠炎症；同时该研究还分析了参与远端结肠炎症的5种关键细胞因子的mRNA转录水平，结肠炎组IL-6、IL-1和IFN-γ转录水平显著升高，而FMT可显著降低IL-1和IFN-γ转录水平。表明FMT改善小鼠炎症可能不仅与免疫增殖能力的降低有关，而且与黏膜免疫细胞整体的促炎潜能降低有关。

b. 抗炎细胞因子：一项对19例中重度UC患者的研究[23]显示，接受单次上消化道FMT后，大量血清细胞因子如IL-10和IL-17等均未出现变化。Wei等[24]发现FMT不仅会导致结肠组织中芳香烃受体(AhR)的上调，还会导致TGF-β和IL-10的上调，从而缓解DSS小鼠结肠炎。IL-10是IBD重要的抗炎细胞因子，Burrello等[13]发现DSS诱导的结肠炎小鼠单独接受FMT治疗后，IL-10分泌增加，而同时给予FMT和IL-10受体(IL-10R)阻断后，结肠IFN-γ、IL-1β和TNF表达增加。表明微生物群在IL-10介导的炎症控制中有直接作用。由此推测FMT诱导产生的IL-10微生物群落变化以及黏膜适应性细胞亚群耐受IL-10的变化有助于共同缓解炎症。

c. 其他细胞因子：除上述细胞因子外，其他一些趋化因子、黏附分子等亦参与IBD的发病。Wang等[25]对活动性UC患者的研究结果显示，与FMT治疗前相比，第二次FMT治疗后血清IL-1Ra、上皮中性粒细胞激活肽(ENA)-78、干扰素诱导蛋白(IP)-10水平显著降低，血清血管细胞黏附分子(VCAM)-1、粒细胞集落刺激因子(G-CSF)和黏膜相关上皮趋化因子(MEC)在第一次和第二次FMT后均显著降低，血清IL-1Ra、VCAM-1水平与CRP、ESR均呈显著正相关。说明IL-1Ra、IP-10、VCAM-1和G-CSF等可能是评价FMT对UC影响的生物标志物。

总之，FMT有可能通过增加抗炎细胞因子和减少促炎细胞因子来缓解IBD，其中一些重要且变化显著的细胞因子可能可作为评价FMT治疗IBD的生物标志物。

3. 体液免疫应答：sIgA是肠道黏液中最丰富的免疫球蛋白，对肠道屏障功能起有重要作用。一项针对FMT治疗CDI后IgA靶向菌群变化的研究[26]表明，接受FMT治疗后受者的IgA靶向模式与供者的IgA靶向模式非常相似，提示FMT植入的菌群可能诱发了某些体液免疫应答。有研究[27]显示抗菌药物诱导的菌群失调可能导致肠内sIgA水平降低，而FMT能有效恢复sIgA的分泌。Hevia等[28]在CD和UC患者中均观察到黏膜浆细胞浸润增加，肠黏膜IgG水平增加，但目前FMT对肠黏膜IgG影响的报道较少。

三、FMT治疗IBD的免疫学机制

FMT可能通过调整肠道菌群来调节微生物代谢、促进肠黏膜屏障修复、与真菌和病毒相互作用等途径改善IBD的急慢性炎症[22,29-30]。

1. 调节微生物代谢：Ricciuto等[31]发现FMT应答者的肠道微生物群不断向产生丁酸盐的微生物(如梭菌簇Ⅳ和ⅪVa)转移。也有证据表明FMT通过增加短链脂肪酸(short chain fatty acid, SCFA)尤其是丁酸的产生来降低肠道通透性，从而缓解UC的严重程度，反过来有助于维持上皮屏障的完整性，并抑制Th1细胞分化、T细胞活性、白细胞黏附和炎症因子恢复免疫失调[32]。Alam等[33]对小鼠模型的研究发现，Akkermansiamuciniphila(属于疣微菌门)是一种有助于肠道黏膜修复的益生菌，且与IL-10、SCFA的产生有关。一项研究[34]结果表明难治性UC患者在接受FMT治疗后Akkermansiamuciniphila的相对丰度显著升高。一项针对仔猪的实验结果显示，给予FMT后菌群衍生的色氨酸分解代谢物吲哚-3-乙酸显著增加，并伴随AhR活化增强和IL-22上调[35]。综上所述，推测FMT植入的某些特定菌群可通过改善微生物代谢促进黏膜愈合并产生重要的抗炎细胞因子。

2. 影响肠黏膜屏障的功能：Burrello等[13]发现FMT处理组结肠中紧密连接蛋白ZO-1表达不受影响，而在急性肠炎中起抗炎作用的两种抗菌肽Camp和S100A8、两种黏蛋白Muc1和Muc4表达均在接受FMT治疗后上调。由此推测健康供体引入的肠道菌群能维持患者肠上皮的完整性，限制肠道通透性，重建肠黏膜屏障功能。肠道氧化应激在IBD发病中也具有重要意义，活性氧超载会破坏细胞骨架蛋白，导致肠上皮细胞的紧密连接和上皮通透性的改变，最终导致屏障破坏[36]。Zhang等[37]发现给予FMT干预后，过氧化氢酶、超氧化物歧化酶、总抗氧化力等氧化应激参数水平显著改善，提示FMT可能改善氧化应激。

3. 与真菌和病毒介导的免疫反应有关：Zuo等[38]认为噬菌体转移与FMT治疗CDI的疗效有关。Conceição-Neto等[39]认为FMT成功治疗UC患者的原因与低真核病毒丰富度相关。一项关于FMT的开创性研究[40]探索了噬菌体在改变黏膜免疫反应中的作用，结果发现CD4+T细胞产生的IFN-γ与肠道病毒的相对丰度呈正相关，特别是噬菌体Caudiovirales，其在对FMT无效的患者中显著富集。因此，FMT对宿主的作用可能与肠道病毒介导的免疫有关，在接受FMT前对UC患者进行病毒体筛查可能是一种有价值的预测疗效的手段。白念珠菌在肠道中可能诱发强烈的促炎免疫反应，Leonardi等[41]通过检测血清白念珠菌IgG水平来评估FMT对诱导抗白念珠菌免疫应答的影响，发现8周后安慰剂组抗白念珠菌IgG反应显著增加，而同期FMT受体中抗白念珠菌IgG滴度稳定。由此表明FMT可能通过减少白念珠菌丰度和影响肠道真菌诱导的促炎免疫反应来发挥作用。一项评估FMT诱导UC缓解的随机双盲安慰剂对照临床试验发现，在FMT疗效为阴性的患者中，萨特菌属丰富度较高[42]。而有研究指出，萨特菌属中的一些细菌有IgA蛋白酶的基因，可降解IgA，降低肠道中IgA水平，从而损害肠道免疫反应[43]。说明行FMT时选择萨特菌属丰度低的患者可能提高疗效。

四、小结与展望

目前对FMT的作用机制研究较少，IBD患者在接受FMT治疗时，是否存在涉及微生物正常生长、变化、与免疫系统相互作用的调节轴，从而阐明菌群-免疫互作的机制。同时随着大量IBD新疗法的出现，如何根据患者的血清学标志、免疫学特征开展FMT个体化治疗是亟待解决的问题。因此，迫切需要针对作用通路的精准干预疗法以及能预测FMT疗效的生物标志物，以便减少不必要的低效治疗和不良事件，为IBD患者带来福音。