温度和水分对干热河谷耕地和草地土壤微生物的影响

彭思利，武仁杰，张 鑫，葛之葳，杨 楠

（南京林业大学南方现代林业协同创新中心 / 南京林业大学生物与环境学院, 江苏 南京 210037）

干热河谷是我国西南地区一种特有的生态现象，主要分布于金沙江、怒江、元江和南盘江等地[1]。元谋干热河谷地处滇中高原北部，云贵高原北缘金沙江一级支流龙川江下游的河谷地带，是西南干热河谷的典型代表区。该区属低纬度高原季风气候，年日照率约为60%，年降水量615.1 mm，90%以上集中在6 月 - 10 月的雨季，年蒸发量大，为降水量的5～6 倍[2]，自然植被以灌草丛植被为主[1]。特殊的气候、地理和植被类型导致该区生态环境十分脆弱。不过，由于光热资源丰富，河谷地区适宜种植多种粮食作物和经济作物，是全国少有的冬季蔬菜露天种植区，为区域经济发展提供了重要支撑[3]。

在全球气候变暖的背景下，干热河谷区近几十年来与该变化有相背离的趋势：年平均气温、最冷月均温、年日照时数及年均蒸发量都下降，年均降水量整体上具有增长之势[2-4]。从理论上讲，该区转凉变湿的气候变化趋势，能缓解该区突出的水热矛盾，一定程度上改善土壤环境。土壤微生物作为陆地生态系统重要功能组分，土壤环境变化将使土壤微生物及其生态功能发生变化，进而导致生态系统地球化学循环发生根本改变[5-6]。已有研究表明，水热条件是限制该区植物生长和分布的主要因素[7-8]，而温度和水分变化对土壤微生物特征的研究相对较少。因此，本研究以元谋干热河谷两种典型土地利用方式下的土壤（耕地和草地土壤)为研究对象，在不同的温度（15、25 和35 ℃)和水分（80%、60%和40%最大田间持水量)条件下进行纯培养试验，测定了不同温度和水分处理7、14 和28 d 后土壤微生物呼吸速率、累积呼吸量和微生物代谢熵，以及培养28 d 的土壤细菌群落结构，为预测全球气候变化背景下该区土壤微生物群落结构和生态功能变化提供理论基础。

1 材料与方法

1.1 研究区概况和样品采集

本研究中纯培养所用土壤采自中国科学院元谋干热河谷沟蚀崩塌观测研究站附近，选择干热河谷区两种典型土地利用方式下的土壤，即草地和耕地土壤。草地以耐干热的多年生草本植物为主，优势种为扭黄茅（Heteropogon contortus)和孔颖草（Bothriochloa pertusa)，零星分布小灌木车桑子（Dodonaea viscosa)；耕地种植模式为玉米（Zea mays)和蔬菜套种，蔬菜为菜豆（Phaseolus vulgaris)或番茄（Lycopersicon esculentum)。土壤样品采集于2013 年4 月，取样深度为0 - 20 cm。将野外采集的新鲜土壤过2 mm 筛后置于室内风干后，冷藏备用。供试土壤基本理化性质如表1所列。

表1 供试土壤基本理化性质Table 1 Properties of experimental soils

1.2 培养试验

称取约150 g 土壤放置于350 mL 的组培玻璃瓶中，分别在3 个温度条件（15、25 和35 ℃)和3 个水分条件[80% 、60%和40% 的田间最大持水量（WHC)]下进行避光培养。温度采用RGX 型人工气候培养箱进行控制，在培养过程中通过称重法适时补水以保证土壤水分稳定。试验设置温度、水分和土壤类型3 个因素，共18 个处理，每个处理9 个重复，共162 瓶。

1.3 样品采集与测定

分别在培养1、2、3、4、5、6、7、9、11、14、16、18、21、24 和28 d 时测定土壤微生物呼吸速率，土壤微生物呼吸速率乘以时间即可得到土壤微生物累积呼吸量，计算培养7、14 和28 d 时的土壤微生物累积呼吸量；并在培养7、14和28 d 时每种处理取3 个平行破坏性取样（3 个取样时间 × 3 个平行，共设置9 个重复)测定土壤微生物生物量碳（microbial biomass carbon, MBC)，将土壤微生物呼吸速率与MBC作比值得到微生物代谢熵（qCO2)；最后，在各处理进行后的28 d，将同种土壤同种温度和水分处理的3 个平行土样混匀后取样测定土壤细菌群落结构。

土壤微生物呼吸速率采用NaOH 吸收法测定：将装有10 mL 0.2 mol·L-1NaOH 溶液的杯子放入组培瓶中，用以吸收土壤呼吸释放出的CO2，密封培养2 h 后，通过HCl 反滴定NaOH 的方法计算出CO2的释放量，同时设置两个不加入土壤的培养瓶作为对照。MBC 采用氯仿熏蒸K2SO4提取-TOC 仪测定法。土壤细菌群落结构采用高通量测序的方法进行测定[9]，具体步骤：使用土壤DNA 试剂盒（OMEGA，E.Z.N.A)抽提DNA，1%琼脂糖凝胶电泳检测抽提的DNA 后进行PCR 扩增。细菌16S rRNA扩增采用通用引物27F 5′-AGAGTTTGATCCTGG CTCAG-3′和533R 5′-TTACCGCGGCTGCTGGCA C-3′（测序端)。PCR 仪为ABI GeneAmp® 9700 型，采用TransGen：TransStart Fastpfu DNA Polymerase，20 μL反应体系，参数如下：95 ℃预变性2 min；95 ℃变性30 s，55 ℃退火30 s，72 ℃延伸30 s，重复25 个循环；72 ℃延伸5 min。使用AXYGEN 公司的AxyPrepDNA凝胶回收试剂盒切胶回收PCR 产物，Tris-HCl 洗脱；2%琼脂糖电泳检测，2 μL 上样检测电泳图。将已构建好的PCR 产物文库参照电泳初步定量结果，使用蓝色荧光定量（Promega Corporation, CA, USA)，经 过emPCR 之 后（Roche, Mannheim, Germany)，采用Roche GS-FLX 454 （Roche, Mannheim, Germany)平台测序，测序送至上海美吉生物医药科技有限公司完成。

1.4 数据分析

利用SPSS 18.0 软件对土壤微生物呼吸速率、累积呼吸量和微生物代谢熵进行双因素（温度和水分处理)方差分析，并在同一水分水平下对各指标进行单因素（温度处理)方差分析（One-way ANOVA)，采用LSD 法（P＜ 0.05)对各指标在不同处理间的差异进行显著性分析。为了得到温度每增加10 ℃时土壤微生物呼吸速率增加的倍数，采用指数关系模型计算Q10，即R=a×ebT，Q10= e10b，式中：R为土壤微生物呼吸，T为温度，a和b为拟合参数。将测序后的数据剔除标签（Barcode)和引物（Primer)序列，Flash软件进行序列拼接，并将长度 ＜ 200 bp 或质量较低的序列从数据集中删除，再用UCHIME 软件去除嵌合体序列[10]，得到有效序列。所有有效序列使用软件Mothur 通过归类操作，将序列按照彼此的相似性（相似性水平≥ 97%)分归为不同的分类操作单元（OTUs)，根据SILVA 库中的参考序列对OTUs 进行种属鉴定，并计算细菌群落多样性（Shannon 指数)[11]。在门（Phylum)水平和属（Genus)水平统计各样本细菌群落优势类群（平均相对丰度≥ 0.2%)相对丰度，并进行双因素（温度和水分处理)方差分析。采用R 语言vegan 软件包对细菌群落结构（基于OTUs)进行非度量多维度分析（Non-metric multidimensional scaling，NMDS)，并采用ANOSIM 基于土壤类型、温度和水分处理进行差异显著性分析[12]。最后用Origin 2018 作图。

2 结果

2.1 土壤微生物呼吸速率和累积呼吸量

不同温度和水分处理下，草地土壤在各个培养期内土壤微生物呼吸速率均高于对应时期耕地土壤（表2)。温度处理对各个培养时期土壤微生物呼吸速率均产生显著影响（P＜ 0.05)：随着温度升高，土壤微生物呼吸速率有增加趋势。水分处理仅对培养28 d 后的耕地土壤微生物呼吸速率有显著影响，即供水水平60% WHC 下的土壤微生物呼吸速率显著高于80%供水下的值；而水分处理对培养7 d 和14 d 后的草地土壤微生物呼吸速率有显著影响，且60% WHC 和80% WHC 供水水平下的土壤微生物呼吸速率显著高于40% WHC 下的值（P＜ 0.05)。温度和水分交互效应对培养前期（7 d)土壤微生物呼吸速率产生显著影响（P＜ 0.05)。总的来说，随着培养时间的增加，土壤微生物呼吸速率逐渐减小，培养7 d 的土壤呼吸速率均高于培养28 d 时的值。

表2 不同温度和水分处理下土壤微生物呼吸速率的变化Table 2 Soil microbial respiration rate under different temperature and water treatments

土壤微生物呼吸速率乘以时间得到土壤微生物累积呼吸量（表3)。不同温度和水分处理下，草地土壤在各个培养期内土壤微生物累积呼吸量均高于对应时期耕地土壤（表3)。在3 个取样时间节点（7、14 和28 d)，温度处理均显著影响着累积呼吸量（P＜ 0.001)：随着温度的升高累积呼吸量显著增加。水分处理对培养14 和28 d 后的耕地土壤累积呼吸量有显著影响，且供水水平60% WHC 下的土壤微生物累积呼吸量显著高于80% WHC 条件下的值；而水分处理对所有培养时期草地土壤微生物累积呼吸量均有显著影响，且60% WHC 和80% WHC 供水水平下的土壤微生物累积呼吸量显著高于40% WHC 下的值（P＜ 0.05)。温度和水分交互效应对培养7 和14 d 后的土壤微生物累积呼吸量有显著影响（P＜ 0.05)。总的来说，随着培养时间的增加，土壤微生物累积呼吸量逐渐增加，耕地土壤平均微生物累积呼吸量从426.1 mg·kg-1（7 d)增加至1 360.7 mg·kg-1（28 d)；草地土壤平均微生物累积呼吸量从924.0 mg·kg-1（7 d)增加至2 560.1 mg·kg-1（28 d)，且3 个培养时期土壤微生物累积呼吸量间均有差异。

表3 不同温度和水分处理下土壤微生物累积呼吸量的变化Table 3 Cumulative soil microbial respiration under different temperature and water treatments

通过计算Q10来表示不同水分条件下的土壤微生物呼吸温度敏感性（图1)。Q10随着培养时间的增加呈现先增加后降低的趋势，即培养中期（14 d)的Q10明显高于培养前期（7 d)和后期（28 d)。同时，在不同培养时期，水分处理对不同土壤Q10值的影响不同。耕地土壤在培养前期，60% WHC ＞ 80% WHC ＞ 40%WHC；培养中期，80% WHC ＞ 40% WHC ＞ 60% WHC；培养后期则表现为40% WHC ＞ 80% WHC ＞ 60%WHC。而对草地土壤而言，在所有培养时期80%WHC 下的Q10值均为最大，培养前期40% WHC ＞60% WHC；而在培养中期和后期，则表现为60%WHC ＞ 40% WHC。

图1 不同培养时期不同水分处理下土壤微生物呼吸温度敏感系数Q10Figure 1 Soil microbial respiratory temperature sensitivity coefficient Q10 under different water treatments and incubation stages

2.2 土壤微生物代谢熵

培养7、14 和28 d 后，草地土壤微生物代谢熵（qCO2)含量均低于对应时期耕地土壤qCO2值（表4)。温度处理对草地和耕地qCO2均有显著影响（P＜0.05)；水分处理对各个培养时期草地土壤qCO2有显著影响，而仅对培养7 d时的耕地土壤qCO2有显著影响（P＜ 0.05)。耕地土壤不同培养时期下的土壤qCO2差异不明显，而草地土壤培养7 d 的土壤qCO2明显高于14 和28 d （P＜ 0.05)；同时，不同时期土壤qCO2值随着温度和水分的变化方式也有所不同。培养前期（7 d)，25 ℃下耕地土壤qCO2均显著高于15 ℃和35 ℃下的值（P＜ 0.05)；耕地土壤80%WHC 供水条件下qCO2显著低于60% WHC 和40%WHC 处理下的值，草地土壤各供水条件间的qCO2值差异均达到显著水平（P＜ 0.05)，表现为60%WHC ＞ 80% WHC ＞ 40% WHC。培养中期（14 d)，随着培养温度的增加，耕地和草地土壤qCO2均呈增加趋势，且大多在35 ℃下的值显著高于15 ℃和25 ℃ （P＜ 0.05)。培养后期（28 d)，耕地和草地土壤qCO2均表现为35 ℃ ＞ 15 ℃ ＞ 25 ℃，35 ℃下的值分别为5.61 和3.13 μg·（mg·h)-1；且草地土壤qCO2在3 种水分条件间的差异达到显著水平，表现为60% WHC ＞ 80% WHC ＞ 40% WHC。

表4 不同温度和水分处理下土壤微生物代谢熵(qCO2)的差异Table 4 Microbial metabolic quotient (qCO2) determined under different temperature and water treatments

2.3 土壤细菌群落结构组成和多样性

对纯培养28 d 后的土壤进行高通量测序，两种土壤温度和水分处理的18 个样品共得到182 838 条16s rRNA 有效序列，将这些有效序列去杂得到优化的135 653 条高效序列，每个样品平均7 536 条。对所有样本序列进行随机抽样作稀释曲线（图2)，所有样本的稀释曲线均基本趋于平缓，表明本研究中的测序深度能够反映土壤样本中的细菌群落结构。根据序列97%相似性的原则，共有122 295 条序列划分到不同的OTUs 中。不同温度和水分处理后，草地土壤细菌群落Shannon 指数明显高于对应处理下的耕地土壤（表5)，同时，25 ℃下的耕地土壤细菌群落多样性显著高于35 ℃；而温度和水分处理对草地土壤细菌群落Shannon 指数无显著影响。

表5 不同温度和水分处理下土壤细菌群落多样性(Shannon 指数)的差异Table 5 The changes in soil bacterial community diversity (Shannon index) under different temperature and water treatments

图2 土壤细菌群落丰度稀释曲线Figure 2 Rarefaction curves for bacterial community of each soil sample

将所有处理土壤细菌群落结构组成（基于OTUs)进行NMDS 排序分析（图3)。ANOSIM 相似性检验结果表明，耕地土壤和草地土壤经不同温度和水分处理后细菌群落结构组成显著差异（r= 0.715，P＜0.01)。同种土壤不同温度和水分处理后细菌群落结构差异均不显著，但相较于耕地土壤（温度r= 0.119，P= 0.196；水分r= 0.136，P= 0.185)，温度和水分处理对草地土壤（温度r= 0.226，P= 0.056；水分r=0.202，P= 0.095)细菌群落结构的影响更大。

图3 不同温度和水分处理下细菌群落结构(基于OTUs)NMDS 排序图Figure 3 Non-metric multidimensional scaling of soil bacterial community compositions (based on OTUs)under different temperature and water treatments after 28 d incubation

为了得到每个OTUs 对应的物种分类信息，根据SILVA 库中的参考序列对97%相似水平的OTUs代表序列进行分类学分析，在土壤中存在门水平和属水平的主要细菌优势类群（平均相对丰度 ≥0.2%)相对丰度变化如图4 和图5 所示。两种土壤中检测到的主要细菌群落有：厚壁菌门（Firmicutes)、绿弯菌门（Chloroflexi)、变形菌门（Proteobacteria)、酸杆菌门（Acidobacteria)、放线菌门（Actinobacteria)、拟杆菌（Bacteroidetes)、浮霉菌门（Planctomycetes)、芽单胞杆菌门（Gemmatimonadetes)、Candidate_division_TM7、Unclassified bacteria、硝化螺旋菌门（Nitrospirae)和蓝菌门（Cyanobacteria)，其相对丰度之和达到99%以上。其中，厚壁菌门（Firmicutes)细菌99%以上属于Bacillus和Lactococcus属；绿弯菌门（Chloroflexi)中的优势类群为KD4-96_norank 属；变形菌门（Proteobacteria)的优势类群有Thermomonas、Sphingomonas、GR-WP33-30_norank 和Defluviicoccus属；酸杆菌门（Acidobacteria)则有约66%为Subgroup_6_norank、Subgroup_25_norank和Blastocatella属；放线菌门（Actinobacteria)约58%为Marmoricola、 MB-A2-108_norank、 OCS155_marine_group_norank 和 uncultured_norank 属； 拟 杆 菌 门（Bacteroidetes)主 要 是Flexibacter属； 浮 霉 菌 门（Planctomycetes)中 有 25%为 WD2101_soil_group_norank 属；芽单胞杆菌门（Gemmatimonadetes)中的优势种主要为S0134_terrestrial_group_norank 属，约占芽单胞杆菌门的25%；硝化螺旋菌门（Nitrospirae)有约50%属于Nitrospira属。

图4 不同温度和水分处理下土壤主要细菌群落在门水平相对丰度的变化Figure 4 The changes in relative abundance of the dominant bacterial groups at the phylum levels under different temperature and water treatments after 28 d incubation

图5 不同温度和水分处理下土壤主要细菌群落在属水平相对丰度的变化Figure 5 The changes in relative abundance of the dominant bacterial groups at the genus levels under different temperature and water treatments after 28 d incubation

草地土壤中厚壁菌门（Firmicutes)、Bacillus属、Lactococcus属 和OCS155_marine_group_norank 属 相对丰度显著低于耕地土壤；而绿弯菌门（Chloroflexi)、变形菌门（Proteobacteria)、酸杆菌门（Acidobacteria)、放 线 菌 门 （Actinobacteria)、 芽 单 胞 杆 菌 门（Gemmatimonadetes)、Sphingomonas属、GR-WP33-30_norank 属、Defluviicoccus属、Subgroup_6_norank 属、Subgroup_25_norank 属、Blastocatella属、Marmoricola属、MB-A2-108_norank 属和Flexibacter属相对丰度则明显高于耕地土壤。

不同土壤中优势类群相对丰度随温度和水分变化方式有着明显不同。总的来说，草地土壤40% WHC下的Actinobacteria 门、Sphingomonas属、Marmoricola属和MB-A2-108_norank 属细菌相对丰度明显高于60% WHC 和80% WHC；40% WHC 和60% WHC 水分条件下的Cyanobacteria 门细菌相对丰度明显低于80% WHC。随着处理温度的增加，草地土壤KD4-96_norank 属和Blastocatella属细菌相对丰度逐渐减少，15 ℃下的值明显高于25 ℃和35 ℃；对于耕地土壤而言，25 ℃下Firmicutes 门和Bacillus属细菌相对丰度明显低于15 ℃和35 ℃；而25 ℃下Nitrospirae 门和Nitrospira属细菌相对丰度则明显高于15 ℃。

3 讨论和结论

土壤是陆地生态系统中最大的碳库，其碳储量相当于大气碳库的3.3 倍和植物碳库的4.5 倍[13]。土壤碳库大小主要受动植物残体输入量以及土壤有机质分解速率影响。土壤有机质的分解是由微生物介导的复杂过程，与土壤温度和湿度密切相关[14]。土壤微生物呼吸是土壤呼吸的重要组成部分，在不同生态系统中对总呼吸的贡献量可达30%～90%[15]。本研究中纯培养所使用的耕地土壤和草地土壤，是元谋干热河谷两种典型土地利用类型下的土壤。干热河谷不论是自然还是人工生态系统，土地生产力在雨季都非常高，有机碳通过植物凋落物向土壤输入量不低[16]。草地土壤全碳含量显著高于耕地土壤（分别为4.35%和1.49%) （表1)，即草地土壤中可供微生物呼吸利用的底物碳较多，导致草地土壤微生物呼吸速率和累积呼吸量明显高于耕地土壤（表2、表3)。同时，草地土壤微生物代谢熵（qCO2)含量均低于对应时期耕地土壤qCO2值（表4)，表明草地土壤微生物利用底物的效率较高，构造微生物生物量碳比例相对较大，单位生物量中通过呼吸损失的碳较少[17]。

随着温度的升高，各培养期土壤微生物呼吸速率和累积呼吸量均显著增加（表2、表3)。在一定的温度范围内，土壤呼吸与温度呈正相关关系[18-19]。Q10是反映土壤呼吸温度敏感性的指标，本研究中，Q10随着培养时间的增加呈现先增加后降低的趋势（图1)，即在培养中期（14 d)，无论是草地土壤还是耕地土壤，有机碳的微生物降解对温度最敏感。土壤微生物呼吸的温度敏感性主要受底物供应水平和微生物活性的影响[20]。Conant 等[21]的培养试验结果表明，有机碳含量高的土壤养分利用效率越高，微生物活性越强，土壤呼吸作用增强，Q10值也越大。除有机碳含量外，有机质质量（如抵抗分解的能力)也是影响Q10值的重要因素[22]。不同的试验方法、测定方法和计算方法会影响Q10值的大小，其变化范围大致为1～12[23]。本研究中，耕地土壤和草地土壤Q10变化范围为1.05～1.44，总体上属于较低的水平，这可能与本研究所用培养方法只考虑了土壤微生物呼吸作用有关。此外，本研究中，温度处理显著影响着两种土壤qCO2，培养14 和28 d 时35 ℃下qCO2值明显增加，这与温度增加后土壤微生物呼吸速率增加有关，qCO2值的增加也表明土壤有机碳降解会随之增加[24]。

土壤水分一方面可以直接控制微生物生命活动，另一方面可以通过控制可溶性有机质的有效性和可移动性，影响土壤微生物用于呼吸的底物和能量物质，进而影响土壤呼吸作用[25-26]。土壤水分状况与土壤呼吸之间的关系模型有很多，包括线性、对数、二次式和抛物线等多种函数关系[27]。本研究中，水分处理对不同培养时期的土壤微生物呼吸速率产生显著影响，且60% WHC 条件下土壤微生物累积呼吸量呈现增加的趋势。由于干热河谷区大部分时间处于干燥的环境中，蒸发量大于降水量，野外土壤水分含量常处于重度胁迫状态，在该区转暖变湿的情况下，耕地和草地土壤微生物累积呼吸量可能会随着土壤水分胁迫状态的改善而增加，在60% WHC 时达到最大值。

草地和耕地土壤经温度和水分处理后细菌群落结构组成有着明显的差异（r= 0.715，P＜ 0.01) （图3)，这与前人的研究结果类似[28-29]，采自不同环境的土壤经过相同的温度和水分处理后，微生物群落结构仍表现出较大差异。本研究中，草地土壤中厚壁菌门（Firmicutes， 含Bacillus属 和Lactococcus属)和OCS155_marine_group_norank 属相对丰度显著低于耕地土壤；而其绿弯菌门（Chloroflexi)、变形菌门（Proteobacteria， 含Sphingomonas属、 GR-WP33-30_norank 属和Defluviicoccus属)、酸杆菌门（Acidobacteria，含Subgroup_6_norank 属、Subgroup_25_norank 属和Blastocatella属)、 放 线 菌 门 （Actinobacteria， 含Marmoricola属和MB-A2-108_norank 属)和芽单胞杆菌门（Gemmatimonadetes)和Flexibacter属相对丰度显著高于耕地土壤。同种土壤不同温度和水分处理后细菌群落结构差异均不显著，相对于耕地土壤，温度和水分处理对草地土壤细菌群落结构的影响更大（图3)。这可能是由两种土地类型在历史环境中所经历的条件不同导致的：草地土壤受到的扰动较小，土壤温度和水分变化主要受气候条件的影响；而耕地土壤在人为灌溉、翻耕等的影响下其土壤温度和水分常常发生变化。同样，采自北极不同海拔的土壤经历两周的冻融交替处理后，相对于高海拔上的群落变化，气候变暖使得低海拔土壤正在经历着冻融交替，细菌群落结构在低海拔上的变化相对较稳定[30]。在不同温度和水分处理下，各门水平的土壤细菌群落显示出不同的应对策略：相对丰度大的少数细菌群落变化幅度大；而其余相对丰度小的大多数变化幅度也较小。不同土壤细菌群落可能存在适宜其生长的水分和温度生态位[31]。草地土壤40% WHC 下的放线菌门（Actinobacteria)以及其下的Marmoricola属和MB-A2-108_norank 属细菌相对丰度显著高于60% WHC 和80% WHC （图3)。Barnard等[32]也发现在干旱环境时放线菌门细菌丰度增加，而酸杆菌门细菌在湿润时相对丰度较大。不过，本研究中酸杆菌门细菌相对丰度随水分的变化方式不固定。由于土壤本身是个非常复杂的环境，在面对温度水分变化时，一方面会直接对各细菌群落相对丰度产生影响；另一方面一种群落相对丰度的变化可能会导致另一群落丰度的变化。总的来说，从门水平上看，两种土壤中主要的细菌群落变化不大，如厚壁菌门、变形菌门、酸杆菌门、放线菌门、绿弯菌门和芽单胞杆菌门，这些主要的细菌门在各温度和水分处理下的耕地和草地土壤中均存在。

综上，在各个培养时期，草地土壤微生物呼吸速率和累积呼吸量显著高于耕地土壤，而草地土壤qCO2显著低于耕地土壤。随着温度的升高，各培养期土壤微生物呼吸速率和累积呼吸量均显著增加；水分处理对土壤微生物呼吸有显著影响，但不同土壤影响方式有差异，60% WHC 条件下两种土壤微生物累积呼吸量呈现增加的趋势。土壤类型对细菌群落结构的影响较大（R= 0.715，P＜ 0.01)，草地土壤中厚壁菌门相对丰度显著低于耕地土壤；而绿弯菌门、变形菌门、酸杆菌门、放线菌门和芽单胞杆菌门相对丰度显著高于耕地土壤。相对于耕地土壤，温度和水分处理对草地土壤细菌群落结构组成的影响更大：草地土壤放线菌门（含Marmoricola属和MB-A2-108_norank 属)、蓝 菌 门 和Sphingomonas属细菌相对丰度随水分条件的变化发生显著改变；随着温度条件的变化，草地土壤KD4-96_norank 属和Blastocatella属，以及耕地土壤厚壁菌门（含Bacillus属)和硝化螺旋菌门（含Nitrospira属)细菌相对丰度发生显著改变。