茶树Gro/Tup1基因家族鉴定及外源激素和非生物胁迫下表达分析

詹冬梅 朱晨，2 周承哲，2 黄雪婷 赖钟雄，2 郭玉琼，2

（1. 福建农林大学园艺学院/茶学福建省高校重点实验室/茶产业研究院，福州 350002；2. 福建农林大学园艺植物生物工程研究所，福州 350002）

植物中存在大量辅转录调控因子，其包含辅抑制因子和辅激活因子，能够辅助控制植物基因表达、调控植物生长发育以及抵御不利环境影响［1-3］。Groucho/Thymidine uptake 1（Gro/Tup1）家族是其中一类重要的辅转录调控因子，Gro/Tup1蛋白缺乏独立与DNA结合能力，只能通过被转录因子招募来辅助调节靶基因的表达［4］。Gro/Tup1包含两个亚家族，分 别 为 TPL/TPR（TOPLESS/TOPLESS-related） 和LUG/LUH（LEUNIG/LEUNIG HOMOLOG）。两个亚家族成员都具有N端富含谷氨酰胺的lissencephaly homology（LisH） 结 构 域（PF08513） 和 C端 的WD40结构域（PF00400），区别在于两个家族成员的蛋白质互作区域结构不同，TPL/TPR具有CTLH结构域（PF10607），而LUG/LUH结构中央具有更多的谷氨酰胺（Q）富集区域（Q-rich）［5-7］。

目前，在拟南芥［8］、番茄［9］、玉米［10］等植物中已对Gro/Tup1家族基因进行鉴定分析，结果表明，在外源MeJA喷施处理下，玉米嫩枝ZmTPL3表达水平上调，ZmLUG2，ZmLUG5，ZmLUG6表达水平下调。在蛋白水平上同样验证了Gro/Tup1家族参与多种激素信号转导途径，如TPL蛋白亚型可与大多数Aux/IAA蛋白相互作用，在缺乏生长素的情况下，AUX/IAA蛋白通过招募TPL来抑制生长素应答基因表达［11］。TPL通过与AFP蛋白相互作用参与ABA信号通路，而ABA与JA信号通路在干旱时协同抑制植物生长和产量［12］。TPL蛋白还可以与JAZ以及NINJA蛋白形成JAZ-NINJA-TPL蛋白复合物抑制JA信号转导通路中的MYC2转录因子的表达［13］，而LUH正向调控依赖于MYC2的JA应答基因的转录［14］。大量研究表明Gro/Tup1参与植物应激反应，如拟南芥TPL相互作用组的研究表明，TPR3和TIR-NB-LRR SNC1蛋白之间相互作用，且TPL/TPR家族参与非生物胁迫响应［15］。拟南芥lug突变体的全基因组转录组比较研究发现，一些非生物胁迫基因的表达水平发生显著变化［16］。HOS15、LUH和TPR1的相关研究也证明植物Gro/Tup1参与应答盐胁迫、渗透调节及冻害防御过程［17-19］。

由此可见，在基因水平和蛋白水平上都证明Gro/Tup1家族成员在植物激素转导及抵御外界不良环境影响过程中都具有重要作用。茶树（Camellia sinensis）是我国重要的经济作物，对我国的农业和国民经济发展具有重要作用［20］，随着茶树栽培面积的扩大，由干旱、寒冷等环境胁迫引起的茶芽萌发迟、长势差，营养积累困难等问题增加，导致茶叶产量减少和品质下降［21-22］。目前在茶树中尚未见Gro/Tup1家族相关报道，而茶树基因组测序数据的发布有利于从全基因组水平对茶树Gro/Tup1家族成员进行鉴定分析［23-27］，基于茶树基因组所进行的基因家族鉴定的研究已有许多［28-29］。本研究利用茶树基因组数据［30］，鉴定茶树中所有的Gro/Tup1基因，明确在茶树中的结构特点与进化特征，通过实时荧光定量（RT-qPCR）分析其在多种外源植物激素（MeJA，GA3和ABA）和非生物胁迫（干旱和低温）处理下的表达模式，以期探究该基因家族成员在茶树中的作用机制，同时为进一步研究Gro/Tup1家族基因在茶树激素信号传导途径中的作用奠定基础。

1 材料与方法

1.1 材料

2019年11月，以8年生盆栽铁观音茶树为供试材料，置于温度（25±2）℃、相对湿度70%、光暗周期为14 h/10 h的人工气候箱中培养。随后参考Zhou等［31］的方法，对茶树进行外源激素、低温和干旱处理。在对照未处理、外源激素处理和低温处理后的0、3、6、12、24 h分别收集茶树第二叶位为试验材料。上述取样进行3次重复，所有处理样品采集后迅速用液氮固样，然后转移至-80℃冰箱保存待用。具体处理如下：

（1）激素处理：将若干盆茶树分为4组，其中3组分别对茶树叶片喷洒1 mmol/L MeJA、1 mmol/L GA3和100 μmol/L ABA新鲜制备的工作溶液，剩余一组不做处理，对照组。

（2）低温处理：其他条件保持不变，将盆栽茶树移入保持在4℃的人工气候室中。

（3）干旱处理：若干盆栽茶树分成4组，分别在正常供水（土壤水分含量为19.50%；CK）、轻度干旱胁迫（土壤水分=15.20%；T1）、中度干旱胁迫（土壤水分= 10.17%；T2）和重度干旱胁迫（土壤水分= 5.54%；T3）下培养10 d后，收集叶片。

1.2 方法

1.2.1 茶树Gro/Tup1基因家族成员鉴定 在拟南芥基因组数据库 TAIR（https：//www.arabidopsis.org/）下载拟南芥Gro/Tup1氨基酸序列，从TPIA（http：//tpia.teaplant.org/）数据库下载茶树基因组数据。用已鉴定出的拟南芥Gro/Tup1氨基酸序列为种子序列，利用本地BLASTP对茶树基因组进行对比搜索（E-value≤ 10-5），得到候选茶树Gro/Tup1成员氨基酸序列。利用HMMER 3.0软件对Gro/Tup1在Pfam数据库中的功能域（PF08513）隐马可夫模型进行鉴定。最后通 过 CDD（https：//www.ncbi.nlm.nih.gov/St-ructure/cdd/wrpsb.cgi?tdsourcetag=s_pctim_aiomsg）和SMART（http：//smart.embl-heidelberg.de/） 验 证 候 选 蛋 白结构域，以确定其含有LisH（PF08513）和WD40（PF00400）保守结构域。利用Proparam（https：//www.expasy.org/）工具对茶树Gro/Tup1蛋白进行理化性质分析；通过WoLF PSORT Web网站（https：//wolfpsort.hgc.jp/）对其编码蛋白的亚细胞定位进行预测。

1.2.2 茶树Gro/Tup1基因家族进化分析 从phytozome数据库下载拟南芥（Arabidopsis thalian）、番 茄（Solanum lycopersicum）、 水 稻（Oryza sativa）的Gro/Tup1氨基酸序列，从茶树基因组数据库（TPIA）下载茶树Gro/Tup1氨基酸序列。利用ClustalW对上述物种和茶树Gro/Tup1蛋白序列进行多序列比对，通过MEGA X软件构建上述物种系统进化树，进化树构建方法为邻近法（neighbor-joining，NJ），校验参数为Bootstrap=1 000，并在iTOL网站（https：//itol.embl.de/）进行可视化处理。

1.2.3 茶树Gro/Tup1基因家族结构分析 利用MEGA X软件构建茶树和拟南芥Gro/Tup1系统进化树，参数同1.2.2；利用MEME网站（http：//meme-suite.org/tools/meme）分析茶树Gro/Tup1家族成员的保守基序，基序数量设置为10；从TPIA数据库中下载茶树基因结构注释文件（GFF3）；最后通过TBtools软件对Gro/Tup1系统进化树、基序分布以及内含子-外显子分布进行可视化处理。

1.2.4 茶树Gro/Tup1基因家族顺式作用元件分析 通过Tbtools软件提取茶树Gro/Tup1家族成员起始密码子上游2 000 bp的基因序列，利用启动子在线预测软件PlantCARE（http：//bioinformatics.psb.ugent.be/webtoo-ls/plantcare/html/）对其顺式元件进行预测分析。

1.2.5 茶树Gro/Tup1基因家族表达分析 使用RNAprep Pure Plant Kit（天根生化科技（北京）有限公司）提取样品总RNA；使用EasyScript One-Step gDNA Removal and cDNA Synthesis SuperMix Kit（上海翊圣生物科技有限公司）试剂盒逆转录合成cDNA；使用Primer Premier v6.0软件设计Gro/Tup1的特异性引物，并使用DNAMAN 9软件进行验证，引物序列见表1。以CsSAND作为干旱处理组样品的内参基因，Csβ-actin作为低温和激素处理组的内参基因。利用LightCycler 480（Roche应用科学公司）仪器进行RT-qPCR反应，反应体系使用Hieff qPCR SYBR Green Master Mix（上海翊圣生物科技有限公司）试剂盒的方法，设置3次生物学重复。用2-△△Ct算法计算Gro/Tup1基因相对表达量。用EXCEL 2013、GraphPad Prism v6.01和SPSS v22.0软件进行统计分析。

表1 RT-qPCR所用引物序列Table 1 Primer sequences used in RT-qPCR

2 结果

2.1 茶树Gro/Tup1基因家族鉴定

根据拟南芥Gro/Tup1蛋白的序列信息，在茶树基因组中检索并分析，最终获得13个茶树Gro/Tup1基因。通过CCD和Tbtools软件对所获得的蛋白序列进行分析（图1），所有的候选蛋白的N端都含有LisH结构域，C末端含有WD40或WD40 superfamily结构域，而CsTPL1-9在LisH结构域后还含有CTLH。根据蛋白结构的分布以及前人研究，将茶树Gro/Tup1分为TPL/TPR和LUG/LUH两个亚家族。

图1 茶树Gro/Tup1蛋白保守结构域分布Fig. 1 Conserved domains of CsGro/Tup1 proteins in C. sinensis

根据scaffold 编号顺序和结构域组成，将其以CsLUG1-4、CsTPL1-9的方式进行命名（表2）。分析表明，CsGro/Tup1氨基酸长度在540-1 319aa，分子量在60.182-145.850 kD，等电点在6.08-8.17。其中CsTPL1、3、4、6和9共5种蛋白质不稳定指数小于40，属于稳定蛋白质，其余8种蛋白质指数均大于40，属于不稳定蛋白质。CsGro/Tup1家族蛋白均为亲水性蛋白。亚细胞定位预测结果显示，CsLUG1位于质体，CsTPL6位于内质网，CsTPL4和CsTPL8位于叶绿体中，其余的9种蛋白质均位于细胞核，推测Gro/Tup1家族蛋白主要分布于茶树细胞核中。

表2 茶树Gro/Tup1蛋白质序列特征Table 2 Feature of CsGro/Tup1 protein in C. sinensis

2.2 茶树Gro/Tup1家族进化及结构分析

为了解Gro/Tup1蛋白在不同物种间的进化关系，采用MEGA X软件对茶树（13）、拟南芥（12）、番茄（17）以及水稻（11）中共53个Gro/Tup1氨基酸序列进行系统进化分析（图2）。结果表明53个Gro/Tup1成员被分成两组：TPL/TPR和LUG/LUH两个亚家族。双子叶植物茶树、拟南芥及番茄的大部分Gro/Tup1成员聚在同一分支上，单子叶植物水稻的Gro/Tup1大部分成员单独聚为一个小分支。其中单子叶植物中未鉴定到TPL/TPR成员，仅有11个LUG/LUH成员；双子叶植物中TPL/TPR成员数量多于LUG/LUH，如拟南芥具有9个TPL/TPR，3个 LUG/LUH， 番 茄 具 有 10个 TPL/TPR，7个LUG/LUH，茶树具有9个TPL/TPR，3个LUG/LUH。与玉米Gro/Tup1基因家族研究一致，双子叶植物的TPL/TPR成员数量多于LUG/LUH，单子叶植物反之［10］。

图2 茶树、拟南芥、番茄和水稻Gro/Tup1蛋白的进化关系与分类Fig. 2 Phylogenetic relationships and classification of Gro/Tup1 proteins from C. sinensis，A. thaliana，S. lycopersicum，and O. sativa

为进一步分析Gro/Tup1家族成员进化关系，利用MEGA X软件构建13条茶树Gro/Tup1蛋白和12条拟南芥Gro/Tup1蛋白的进化树（图3-A），结果显示，茶树与拟南芥的Gro/Tup1蛋白都存在3个分支，茶树中CsLUG1-4为一支，CsTPL4和5为一支，剩余CsTPL成员为一支。通过在线软件MEME分析茶树Gro/Tup1蛋白序列的10个基序（图3-B）发现，motif 8和10是其中较为典型的保守基序，存在于大部分Gro/Tup1家族成员和全部LUG/LUH亚家族中。在TPL/TPR亚家族中，motif 1-10均较为保守，但CsTPL4和CsTPL5的保守基序与其他CsTPL成员差异大。CsTPL4和CsTPL5的氨基酸长度更短，CsTPL4只具有motif 1、5、8和10，CsTPL5只具有motif 8。综上，推测LUG/LUH和TPL/TPR两个亚家族的作用功能可能不同，CsTPL4和CsTPL5蛋白可能功能不同于其它CsTPL/TPR蛋白。

基因结构与植物的进化关系密切，为进一步了解Gro/Tup1基因特征，对其外显子及内含子长度和数量进行分析。外显子-内含子结构（图3-C）结果表明，拟南芥Gro/Tup1基因长度在5 000 bp左右，与拟南芥相比，茶树Gro/Tup1长度更长，其基因长度最短的为CsTPL2，除比AtTPL5略短些，都长于剩余拟南芥Gro/Tup1。茶树Gro/Tup1家族成员的外显子和内含子数量差异很大，外显子数量从6个到30个不等。与茶树TPL/TPR亚家族相比，LUG/LUH亚家族成员间外显子数量差异较小，在16-19个之间，说明LUG/LUH亚家族在基因结构上比TPL/TPR亚家族更保守。

图3 茶树和拟南芥的Gro/Tup1Fig. 3 Gro/Tup1 in C. sinensis and A. thaliana

利用在线软件STRING v10.5将所有茶树Gro/Tup1蛋白与拟南芥的同源序列进行比对，建立Gro/Tup1蛋白间的相互作用网络（图4）。结果表明，拟南芥中CsLUG1、2与LUH同源；CsLUG3、4与LUG同源；CsTPL1、2、9与WSIP2同源；CsTPL3与TPL同源；CsTPL6、7、8与T21F11.18同源。其中，WSIP2与LUG、LUH，TPL与LUH、LUG之间存在较强的互作，它们可能共同表达或形成蛋白复合体以辅助抑制或激活靶基因的表达。

图4 Gro/Tup1蛋白间的相互作用网络Fig. 4 Interaction network of Gro/Tup1 proteins

2.3 茶树Gro/Tup1启动子顺式作用元件分析

为进一步分析茶树Gro/Tup1家族成员潜在的应答机制，使用在线软件 PlantCARE预测茶树Gro/Tup1基因起始密码子上游2 000 bp启动子区域的顺式作用元件，结果表明，其启动子区域富集大量与植物激素响应、植物生长发育、次生代谢、胁迫响应相关的顺式作用元件（图5）。茶树Gro/Tup1基因中具有10种植物激素响应元件（CGTCA-motif、ABRE、TGACG-motif、P-box、TATC-box、TCA-element、GARE-motif、TGA-element、TGA-box和AuxRR-core），其数量和种类最多；5种胁迫响应元件（LTR、ARE、GC-motif、MBS 和 WUN-motif）；3种植物生长发育相关元件（Circadian、MSA-like和CAT-box）；2种次生代谢相关元件（MBSI和CCAAT-box）。其中 CGTCA-motif 和 TGACG-motif元件与JA响应有关，P-box、TATC-box和GARE-motif元件与GA响应有关，ABRE元件与ABA响应有关，MBS元件与干旱胁迫响应有关，LTR元件与低温响应相关。所有Gro/Tup1基因都响应激素或胁迫中的一个或多个，推测可能在激素响应和胁迫应对方面的作用更为突出。

图5 茶树Gro/Tup1启动子顺式作用元件预测Fig. 5 Prediction of the cis-acting regulatory elements in the promoters of CsGro/Tup1

2.4 茶树Gro/Tup1在不同组织中表达模式

为进一步了解茶树Gro/Tup1家族成员在茶树不同组织的表达模式，对‘铁观音’不同组织部位（根、茎、花、果、顶芽、幼叶、成熟叶和老叶）的茶树Gro/Tup1成员表达模式进行分析。结果（图6）表明，大部分Gro/Tup1家族成员在叶组织上表达量较高，不同成熟度叶组织成员表达水平有所差异；在根组织上表达水平较低。具体如下：除CsLUG1、CsTPL6和CsTPL9外，其余基因均在成熟叶与老叶高表达；CsLUG4、CsTPL2、CsTPL3、CsTPL4、CsTPL5 和CsTPL7在幼叶表达量较高；CsLUG2和CsLUG3在顶芽较高表达；CsLUG2、CsTPL2、CsTPL6和CsTPL9在 果 上 较 高 表 达 ；CsLUG1、CsLUG2、CsLUG3、CsTPL3、CsTPL4和CsTPL8在花上表达水平较高；CsLUG1、CsTPL1和CsTPL6在茎部位上较高表达。

图6 Gro/Tup1家族成员在‘铁观音’组织部位的表达谱Fig.6 Expression profiles of CsGro/Tup1 family genes in the tissues of ‘Tieguanyin’ cultivar

2.5 茶树Gro/Tup1在外源激素处理和非生物胁迫下表达模式

基于顺式作用元件预测分析，通过实时荧光定量分析茶树Gro/Tup1在干旱、低温、GA3、ABA和MeJA处理下相对表达量（图7），结果表明茶树Gro/Tup1在不同处理下呈多种表达模式。

图7 干旱、低温、GA3、ABA和MeJA处理下茶树Gro/Tup1相对表达量Fig. 7 Expression pattens of CsGro/Tup1 in C. sinensis under drought，cold，GA3，ABA，MeJA treatment

干旱处理下，CsLUG3和CsLUG4表达水平在重度干旱时（T3）上调，而CsTPL2表达水平在干旱时受到抑制，CsTPL8和CsTPL9相对表达量稳定，不受干旱调控。在低温（4℃）处理下，CsTPL1的表达水平稳定，不受低温调控，CsTPL8和CsTPL9基因表达量呈上调趋势，并在24 h达到峰值。

外源GA3处理下，CsLUG1基因表达量最高，与CsLUG3、CsTPL1、CsTPL2、CsTPL8基因都呈上调趋势，并在24 h达到峰值。外源ABA处理下，CsLUG1基因表达水平最高，与CsTPL1、CsTPL8、CsTPL9均呈现先上调后下调趋势。外源MeJA处理下，CsLUG1、CsLUG3、CsLUG4、CsTPL1、CsTPL3、CsTPL5、CsTPL8和CsTPL9基因表达均受到极显著抑制。

3 讨论

3.1 茶树Gro/Tup1家族的进化特征

Gro/Tup1是茉莉酸信号转导途径中一类重要的辅转录调控因子，调控植物生长发育的许多重要环节，从而响应逆境胁迫。本研究在茶树基因组中鉴定出13个Gro/Tup1基因家族成员，在系统进化分类中，茶树Gro/Tup1家族成员被划分为两个亚家族，与拟南芥［8］和番茄［9］的研究结果一致，与玉米研究结果有所不同，它将LUG/LUH亚家族细分为LUG/LUH和LUG/LUH-like，并认为LUG/LUH-like可能具有与LUG/LUH蛋白行使不同功能［10］。值得注意的是，茶树的CsTPL4和CsTPL5在系统进化树上与TPL/TPR成员分离，聚在另一个小分支，其保守基序和基因结构也与其余Gro/Tup1成员存在显著差异。CsTPL4缺少motif 3和motif 6，外显子数目最少且布局分散，CsTPL5缺少motif 1、motif 3、motif 5和 motif 6，外显子布局分散。蛋白互作预测结果表明，茶树中CsTPL4和CsTPL5分别与AT5G43920和SMU1同源，这两个蛋白与其他蛋白不存在互作关系，推测CsTPL4和CsTPL5蛋白质在茶树中的作用可能与其余Gro/Tup1成员作用不同。前人研究表明基因功能发生分化和产生新功能基因的主要原因是基因复制，包括全基因复制、片段复制、串联复制以及转座复制［32］，CsTPL4和CsTPL5是否具有不同功能以及功能分化的原因是否与其基因复制相关还有待进一步研究。CsTPL8和CsTPL9的外显子数量都为26个，CsTPL8和CsTPL9的氨基酸长度相近，基序构成及分布都极其相似，氨基酸序列相似度为72.98%，其启动子区域顺式元件预测结果表明两者响应元件类型与数量相近，最后发现CsTPL8和CsTPL9在干旱处理、脱落酸和茉莉酸甲酯分别处理下的表达模式类似，据此推测两者可能存在功能冗余。

结构域是蛋白质结构单位，也是功能单位，即功能区域。在本研究中，所有的Gro/Tup1都与拟南芥中的一致，具有保守的N端LisH结构域，高度保守的C端WD40重复结构域以及相对保守性差的中间结构域。每个WD40域是由40个氨基酸残基组成，序列一定间隔会特征性出现一个色氨酸（W）和天冬氨酸（D）残基，该重复序列能够介导Gro/Tup1与转录因子的相互作用［33］。LisH主要是促进蛋白质之间相互作用，能够介导蛋白质二聚化［34］。LUG是植物中第一个被发现的Gro/Tup1成员，除上述特点外，它有一个LUFS结构域，其内含LisH基序。LUFS结构域是LUG/LUH蛋白与接头蛋白SEUSS相互作用被招募到转录因子的必需结构域，此外它还能够与转录因子YABBY直接作用［35］。TPL/TPR是Gro/Tup1的另一个亚家族，具有TPD结构域，其包含了LisH和CTLH位点，该结构域是其与转录因子WUS相互作用位点，是通过组蛋白脱乙酰化实现的［7］。此外，TPL的TPD结构域能够与接头蛋白NINJA的EAR基序相互作用，与JAZ转录因子共同作用抑制JA靶标基因表达［13，36-37］。

通常，真核蛋白编码基因序列都具有内含子-外显子结构，其中内含子是基因内部不编码区域，不出现在成熟mRNA中［38］。过去内含子常常被认为是 “垃圾序列”，近年来的研究发现内含子是分子进化过程中不可或缺的推动者，是基因表达中的调控者［39］。研究表明在整个基因组水平上，内含子数量和内含子长度均与基因表达水平呈负相关，在内含子数目极少（不超过5个）和内含子长度较短的情况下，二者与基因表达水平呈正相关，内含子过多、过长会造成转录能量浪费，只有在内含子数量和长度适中时才最有利于基因表达［40］。在进化过程中，外显子是较为稳定，而内含子的序列和长度是迅速随机突变的，对于种群量相当大的物种来说，其内含子数量是在进化过程中经过优化，其基因内含子数目变化大。Gro/Tup1家族广泛存在于真菌、动物和植物中，是一个古老的基因家族，其基因的结构差异大。外显子-内含子结构预测结果表明，茶树Gro/Tup1的结构呈现多样性，主要表现在内含子数量差异很大，从5个到29个不等。LUG/LUH亚家族成员平均内含子数目为16.25，数量最少的为15（CsLUG3）， 最 多 的 为 18（CsLUG3）；TPL/TPR亚家族成员平均内含子数目为20.34，数量最少为5（CsTPL4），数量最多为29（CsTPL3）。表明茶树Gro/Tup1家族成员基因结构多样化，能够使茶树在遭受不利环境影响时做出高效有利的反应，使其存活下来。

3.2 茶树Gro/Tup1家族成员响应外源激素及非生物胁迫

基因转录往往受到精细的调控，转录因子和顺式作用元件上的结合位点作用而调控基因转录的精确起始和转录效率。启动子区域顺式作用元件预测结果表明，茶树Gro/Tup1家族成员的表达受多种激素及逆境胁迫调控，其在MeJA、ABA、GA3响应及干旱和低温下的表达模式，证实茶树中Gro/Tup1参与激素响应，与茶树的逆境响应密切相关。在MeJA处理下茶树Gro/Tup1基因表达水平均显著被抑制，与玉米研究中嫩梢的ZmLUG2、ZmLUG5和ZmLUG6表达在JA处理后下调［10］结果类似。前人研究表明，Gro/Tup1蛋白的两个亚家族分别在茉莉酸信号转导通路中的不同阶段起到不同的作用。在静息阶段，JAZ蛋白招募辅抑制因子TPL，继而和NINJA共同形成三元复合物抑制JA信号转导通路中转录因子myelocytomatosis2（MYC2）靶基因的表达；在激活阶段，LUH通过Q-rich域与MED25蛋白相互作用，从而将LUH和HAC1招募到MYC2靶基因启动子上，该过程中LUH能够促进MED25和HAC1相互作用以及MED25和MYC2相互作用，最后激活MYC2靶基因表达，即 JA 应答基因表达［13-14，41］。GA3处理的Gro/Tup1基因表达水平均在12 h和24 h显著上调，ABA处理的Gro/Tup1基因表达水平均在3 h和6 h显著上调，MeJA处理的Gro/Tup1基因表达水平均显著被抑制，表明Gro/Tup1基因能够应答GA3、ABA和MeJA，对ABA和JA应答更快。

非生物胁迫是植物生长发育和作物产量稳定的主要威胁，许多植物研究表明Gro/Tup1家族成员参与了许多非生物胁迫应激反应，例如拟南芥的LUH和HOS15已被证明分别参与盐、冻害防御［17-18］，玉米中TPL和LUG都对干旱和低温进行应答［10］。在本研究中，茶树Gro/Tup1家族成员在干旱和低温处理下的表达量均表现出动态变化。CsLUG3和CsLUG4基因表达量均在重度干旱（T3）时显著上调，TPL2表达水平则显著被抑制，表明LUG和TPL基因对干旱刺激的应答模式不同。在低温处理下，CsTPL2和CsTPL3基因表达量显著上调，推测TPL基因是应答低温刺激的主要基因，且与应答干旱时的表达模式相反。这意味着这些基因的蛋白在茶树抗旱及抵御低温方面发挥重要作用。

4 结论

Gro/Tup1基因家族在进化上是保守的，其中个别基因如CsTPL4和CsTPL5可能在进化过程中发展出不同的功能，CsTPL8和CsTPL9的功能冗余，其具体功能有待进一步研究。同其他植物一样，茶树Gro/Tup1家族成员能够响应非生物胁迫及外源激素，其基因应答呈现不同表达谱，表明不同胁迫下Gro/Tup1基因应答方式不同，其具体生物学功能有待一进步研究。