金属有机框架材料在毛细管电色谱中的应用

潘聪洁，陈兴国

(兰州大学 化学化工学院，甘肃 兰州 730000)

金属有机框架材料(MOFs)是一类由金属离子或金属簇与含氮、氧等的多齿有机配体通过自组装形成的具有重复网络结构的有机-无机杂化晶态多孔材料[1-3]. 由于其具有比表面积大、孔径大小可调、结构及功能多样、热稳定性和化学稳定性优异等特点，MOFs已广泛应用于气体储存[4-6]、催化[7-9]、药物载体[10-12]、传感[13-15]、生物成像[16-18]和分离[19-22]等领域，尤其是近年来MOFs在色谱分离方面显示出巨大的应用潜力. MOFs作为固定相已成功应用于气相色谱(GC)[23-24]、高效液相色谱(HPLC)[25-26]和毛细管电色谱(CEC)[27-54]中.

CEC是毛细管电泳(CE)的重要分离模式之一，兼具了HPLC和CE的双重分离机理. 与GC和HPLC相比，CEC具有操作简单、样品和溶剂消耗量低、分析速度快以及分离模式多样等特点. 近年来，基于MOFs的毛细管柱的制备和应用已成为CEC最富特色的研究领域之一.

目前，MOFs在CEC的应用研究主要包括分离能力强、性质稳定的毛细管柱制备技术的开发与应用研究两个方面. 与填充柱和整体柱相比，开管柱的制备过程较为简单，应用更为广泛. 目前已报道的文献主要集中在MOFs涂层毛细管开管柱的制备. 制备方法主要有物理涂覆[33-37]、化学键合[38-40]和原位生长[41-50]三类. 以上述方法所制备的基于MOFs的毛细管柱为分离通道，科研工作者们相继建立了一系列用于分离中性芳香族化合物、非甾类药物和手性化合物等的CEC新方法并将其应用于实际样品分析. 本文对近年来基于MOFs的毛细管柱的制备方法、分离应用以及实际样品分析方面的研究进展进行了综述和展望.

1 基于MOFs的毛细管柱的制备

1. 1 MOFs整体柱

有机聚合物整体柱具有可原位制备、通透性高和易于进一步功能化等优点，近年来在毛细管电色谱分离领域得到了较为广泛的应用. 然而，传统的有机聚合物整体柱仍存在孔隙率低、比表面积小等缺点. 将具有高比表面积的多孔功能材料掺杂在有机聚合物整体柱中可克服上述缺点. MOFs作为一类新型晶态多孔材料具有比表面积大、功能基团多样等优点，将MOFs和聚合物整体柱相结合, 制备基于MOFs的毛细管整体柱，可融合MOFs和有机聚合物整体柱的双重优势，提高其分离能力. 基于MOFs的毛细管整体柱的制备是通过将MOFs分散液引入制备有机聚合物整体柱的混合溶液(单体、交联剂、引发剂和致孔剂等的混合溶液)中，经原位聚合反应制得. 2013年，Huang等[27]首次将MOF MIL-101(Cr)应用于毛细管整体柱的制备. 以乙二醇二甲基丙烯酸酯(EDMA)和甲基丙烯酸丁酯(BMA)为单体，通过微波辅助制备了MIL-101(Cr)-poly (BMA-co-EDMA)整体柱，以该MOF-有机聚合物整体柱为分离通道建立了分离对映异构体邻、间、对二甲苯、氯甲苯和甲基异丙基苯的CEC新方法. 随后，Zhang等[28]将MOF NKU-1引入聚合物整体柱内制备了NKU-1-poly (BMA-co-EDMA)整体柱，并将其应用于烷基苯、多环芳烃等芳香化合物的分离. 与MIL-101(Cr)-poly(BMA-co-EDMA)整体柱相比，NKU-1-poly (BMA-co-EDMA)整体柱表现出更为优异的分离性能. Carrasco-Correa等[29]在800 ℃、N2氛围下对ZIF-8进行碳化得到碳化的ZIF-8(cZIF). 以甲基丙烯酸酯为单体，通过毛细管内原位聚合反应制备了cZIF@甲基丙烯酸酯聚合物整体柱，以其为分离通道实现了多环芳烃类化合物以及非甾类抗炎药物的分离. Mao等[30]发展了一种通过一步共聚合反应制备ZIF-8-离子液体-聚合物毛细管整体柱(ZIF-8-poly(IL-co-EDMA))的方法，并以所制备的毛细管整体柱为分离通道建立了分离烷基苯类、苯胺类和苯酚类化合物的CEC方法. 基于ZIF-8有机配体和离子液体中共有的咪唑环结构的协同作用，ZIF-8的引入显著增强了离子液体-聚合物毛细管整体柱对4种烷基苯类化合物的分离能力. 以聚合物整体柱(poly(GMA-co-EDMA))为载体，Ding等[31]通过层层自组装的方法制备了ZIF-8-聚合物整体柱(ZIF-8-poly(GMA-co-EDMA)). 随后，将手性选择剂胃蛋白酶键合在ZIF-8-聚合物整体柱的表面，制备了胃蛋白酶-ZIF-8-聚合物整体柱(pepsin-ZIF-8-poly(GMA-co-EDMA)). 该聚合物整体柱已成功应用于6种碱性药物对映体的分离. 与单独的胃蛋白酶-聚合物整体柱(pepsin-poly(GMA-co-EDMA))相比，ZIF-8的引入增强了聚合物整体柱对手性药物的分离能力. 上述研究结果表明，MOFs的引入可提升聚合物整体柱的性能，为制备分离性能优异的聚合物整体柱提供了一种新的途径.

1. 2 MOFs填充柱

毛细管填充柱的固定相一般为固体多孔功能材料，以匀浆等方式将其填入毛细管内，再对毛细管两端进行烧结制备柱塞，将多孔材料封装在毛细管内作为固定相. 制备毛细管填充柱需要首先制备柱塞. 但柱塞的制备对操作者的要求较高，重现性难以保证，且柱塞容易导致柱内产生气泡，因此毛细管填充柱的应用受到了一定程度的限制. 鉴于这种原因，目前MOFs作为固定相在毛细管填充柱中应用还很少. Fei等[32]首次以手性MOF CPM-14 ([In3O(obb)3(HCO2)(H2O)]·solvent)为填充材料，制备了手性MOF填充柱并将其应用于氢化偶苯姻、1-苯基-1,2-乙二醇以及克仑特罗对映体的分离. 虽然在选定的分离条件下三对对映体未实现基线分离，但初步证实了手性MOF作为填充材料可应用于CEC手性分离.

1. 3 MOFs开管柱

毛细管开管柱是通过涂覆或键合等方式将固定相固定于毛细管内壁的一种分离柱. 与填充柱和整体柱相比，毛细管开管柱避免了颗粒填充和柱塞制作，制备过程更为简单. 但是由于毛细管开管柱内壁固定相(即涂层材料)较少，其柱效和柱容量往往相对较低. 目前，毛细管开管柱的制备关键在于增大其相比和柱容量，因此，涂层材料的选择是关键. MOFs由于具有比表面积大、热稳定性和化学稳定性高以及表面易于修饰等特点，近年来已成为制备毛细管开管柱的一类理想涂层材料. 目前，MOFs涂层毛细管开管柱的制备方法主要有物理涂覆、化学键合和原位生长三种.

1. 3. 1 物理涂覆法

物理涂覆法主要是通过MOFs涂层材料和毛细管内壁之间的范德华力、静电或氢键等相互作用将MOFs固定在毛细管内壁. 虽然物理涂覆法是制备MOFs涂层毛细管开管柱最简便的方法之一， 但其稳定性一般低于化学键合法所制备的毛细管开管柱. 为了提高所制备的毛细管开管柱的稳定性和重现性，科研工作者们相继发展了聚合物辅助、热固化等制柱方法.

研究表明，多巴胺(DA)在碱性以及溶解氧存在条件下可自聚合生成易吸附在各种材料表面的生物黏合剂聚多巴胺(PDA)[55-56]. 基于PDA良好的黏附性质，MOFs可附着在PDA修饰的毛细管内壁. Li等[33]基于PDA的黏附作用制备了PDA@ZIF-8涂层毛细管开管柱. 首先将碱性多巴胺溶液通入毛细管内，由于多巴胺在碱性条件下的自聚合反应，其在毛细管内壁形成PDA涂层. 随后将ZIF-8的分散溶液通入毛细管内，由于PDA的黏合作用，ZIF-8涂覆在毛细管内表面. 该PDA@ZIF-8涂层毛细管开管柱已成功应用于苯二酚同分异构体的分离. 该工作表明，基于PDA的黏附作用可将ZIF-8涂覆在毛细管内壁，为MOFs涂层毛细管开管柱的制备提供了新方法. Li等[34]也报道了利用PDA的黏附作用将以手性选择剂γ-CD为配体制备的手性MOF (Cu-SD) ，涂覆于毛细管内壁用于CEC丹磺酰化氨基酸对映体的分离.

直接热固化法也是制备MOFs涂层毛细管开管柱的有效方法之一. Fei等[35]首次报道了将手性MOFs作为固定相应用于CEC手性分离的研究. 通过动态涂层方法将手性MOFs [Zn2(D-Cam)2(4,4’-bpy)]n涂覆在经硅酸钠处理过的毛细管内壁制备了手性MOFs涂层毛细管开管柱，并将其应用于黄烷酮和吡喹酮对映体的分离. 手性MOFs的空间立体选择性以及分析物和手性MOFs之间的疏水、π-π和氢键相互作用是高效分离上述手性化合物的关键. 分析物迁移时间的日内、日间和柱间相对标准偏差(RSDs)均小于5%，表明该方法所制备的MOFs涂层毛细管开管柱具有良好的稳定性和重现性. 我们课题组[36]也通过热固化法首次将具有类 DNA 双螺旋结构的手性MOF JLU-Liu23 涂覆在毛细管内壁成功制备了JLU-Liu23 涂层毛细管开管柱并以其为分离通道建立了分离肾上腺素、异丙肾上腺素、脱氧肾上腺素和特布他林对映体的CEC方法. 由于JLU-Liu23 独特的类 DNA 双螺旋结构，肾上腺素、异丙肾上腺素、脱氧肾上腺素和特布他林对映体均实现了良好的分离效果. 分析物迁移时间的日内、日间和柱间RSDs分别为0.3%～0.6%、0.8%～2.2%和3.5%～6.5%，该毛细管开管柱连续运行 80 次后仍具有良好的分离能力. 我们课题组还通过直接热固化方法制备了ZIF-8修饰的毛细管开管柱并将其做为分离通道，建立了在无需切换缓冲溶液的条件下同时分离两类不同种类目标化合物的一维开管毛细管电色谱(OT-CEC)新方法[37]. 在最佳条件下，以 ZIF-8修饰的毛细管开管柱为分离通道，6种阳离子分析物(单胺类神经递质及其类似物)和4种中性分析物(黄酮类化合物)在一次运行中实现了基线分离. 阳离子分析物荷质比的差异以及其和涂层材料ZIF-8之间形成氢键的强弱，中性分析物和涂层材料ZIF-8之间的疏水相互作用不同是实现分离的主要因素. 10种目标分析物迁移时间的日内、日间和柱间RSDs分别在0.11%～0.87%、0.54%～2.04%和2.00%～6.89%之间. 10种分析物峰面积的日内、日间和柱间RSDs分别在 0.70%～4.45%、1.33%～6.20%和 2.27%～11.88%之间，表明该ZIF-8修饰的毛细管开管柱具有良好的稳定性和重现性.

1. 3. 2 化学键合法

化学键合法主要是基于硅烷偶联剂通过化学键将MOFs键合在毛细管内壁来制备MOFs涂层毛细管开管柱. 与物理涂覆法相比，化学键合法虽然制备过程较为复杂，但所制备的毛细管开管柱具有更加优异的稳定性以及更长的使用寿命. 目前，应用于MOFs涂层毛细管开管柱制备的硅烷偶联剂主要为氨丙基三乙氧基硅烷(APTES)，基于APTES的氨基与MOFs有机配体上的醛基和羧基等官能团之间的反应将MOFs键合在毛细管内壁. Yu等[38]首次采用化学键合法在室温条件下制备了ZIF-90涂层毛细管开管柱. 制备过程如下：首先，通过氨基和醛基的反应制备了APTES修饰的ZIF-90. 随后，将APTES修饰的ZIF-90分散溶液通入预处理过的毛细管内，在室温条件下反应即得ZIF-90涂层毛细管开管柱. 基于待分离化合物与ZIF-90之间不同程度的疏水-疏水相互作用，该毛细管开管柱成功应用于邻、间、对二甲苯、二氯苯和氯甲苯、非甾类抗炎药物以及苯胺类化合物的分离. 化学键合法制备的ZIF-90涂层毛细管开管柱具有优异的稳定性，同一根毛细管连续运行230次后分离性能未见明显下降. 基于氨基和醛基的反应制备MOFs涂层毛细管开管柱制备条件温和，毛细管开管柱也具有良好的分离性能和稳定性，但目前已报道的含有醛基的MOFs还很少. 随后，Ma等[39]基于氨基和羧基的反应通过化学键合法成功制备了手性MOF [Cu(mal)(bpy)]·H2O涂层毛细管开管柱，并以其分离通道建立了麻黄碱和伪麻黄碱、D,L-青霉胺以及D,L-苯丙氨酸对映体分离的CEC方法. Ye等[40]也通过化学键合法将手性MOF [Zn2(D-Cam)2(4,4′-bpy)]n涂覆在毛细管内壁，制备了手性MOF [Zn2(D-Cam)2(4,4′-bpy)]n涂层毛细管开管柱，并以其为分离通道实现了苯丙氨酸和酪氨酸对映体的分离.

1. 3. 3 原位生长法

原位生长法是近年来发展起来的一类新型毛细管开管柱制备方法. 通过该方法可直接在毛细管内壁原位生长MOFs，无需预先离线制备涂层材料，可有效避免MOFs在引入毛细管内时由于溶剂分散性较差引起的涂层不均一等问题. 原位生长法制备方式可控且制备过程简单，是制备MOFs涂层毛细管开管柱的有效方法之一. 近年来科研工作者们相继发展了层层自组装、液相外延和异相成核等原位生长方法用于基于MOFs的毛细管开管柱的制备.

我们课题组首次报道了利用层层自组装方法制备MOFs涂层毛细管开管柱的方法(如图1所示). 2013年，我们课题组通过层层自组装的原位生长方法成功制备了MIL-100(Fe) 涂层毛细管开管柱[41]. 制备过程如下：首先将双羧基硅烷偶联剂通入毛细管内，在95 ℃条件下反应12 h制得双羧基修饰的毛细管. 随后在70 ℃条件下将FeCl3溶液持续通入毛细管内15 min，经乙醇冲洗后将均苯三甲酸(BTC)溶液持续通入毛细管内30 min，得到具有一层涂层的MIL-100(Fe)涂层毛细管开管柱. 重复此步骤，即可制得不同层数的MIL-100(Fe)涂层毛细管开管柱. 以10层涂层毛细管开管柱为分离通道建立的CEC方法可实现烷基苯类、苯胺类以及硝基酚类化合物的基线分离. 该MIL-100(Fe)涂层毛细管开管柱连续运行150次后分离效率无明显下降，表明以原位生长、层层自组装方法制备的MIL-100(Fe)涂层毛细管开管柱具有良好的稳定性. 随后，我们又通过上述层层自组装方法制备了不同层数的MOF HKUST-1涂层毛细管开管柱[42]. 结果表明，以10、15和20层HKUST-1涂层毛细管开管柱为分离通道均可实现多环芳烃和苯酚类化合物的基线分离. 此外，我们首次在室温条件下通过层层自组装方法成功制备了手性 MOF AlaZnCl 涂层毛细管开管柱[43]. 该毛细管开管柱的制备过程具有原位生长、过程可控和制备条件温和的优点. 基于AlaZnCl的孔径、手性微环境以及其与手性化合物之间的疏水-疏水相互作用、π-π相互作用以及氢键等，以AlaZnCl 涂层毛细管开管柱为分离通道，建立了4种单胺类神经递质对映体以及两种胺类药物对映体分离的OT-CEC新体系. 该AlaZnCl 涂层毛细管开管柱具有良好的稳定性和重现性，分析物迁移时间的日内、日间和柱间RSDs均小于5%. 此外，该涂层毛细管连续运行100次后分离效率未见明显下降. 以上结果表明层层自组装的原位生长方法具有制备过程可控等优点，可通过控制自组装的次数来改变涂层的厚度，制得分离能力不同的MOFs涂层毛细管开管柱. 该方法有望应用于一系列MOFs涂层毛细管开管柱的制备.

图1 层层自组装法制备MOFs涂层毛细管开管柱示意图Fig. 1 Schematic diagram for preparation of MOFs coated capillary column by layer-by-layer self-assembly approach

2015年，Bao[44]课题组通过液相外延法首次制备了MOF HKUST-1涂层毛细管开管柱，具体过程如下：首先，在毛细管内壁涂覆硅烷偶联剂APTES，然后基于醛基和氨基的反应将戊二醛键合到毛细管内壁，再通过高锰酸钾的氧化作用将醛基氧化为羧基制得羧基修饰的毛细管. 随后将HKUST-1前驱体溶液(三水合硝酸铜、均苯三甲酸)通入羧基修饰的毛细管内，借助在毛细管内壁原位反应即可制得HKUST-1涂层毛细管开管柱并以其为分离通道建立了分离中性芳香化合物的OT-CEC方法. 该课题组又通过上述液相外延法分别制备了MOF-5[45]和MOF-180[46]涂层毛细管开管柱，两种MOFs涂层毛细管开管柱均成功应用于某些中性、酸性和碱性芳香化合物的分离. 以上结果表明液相外延法是制备羧基MOFs涂层毛细管开管柱的有效方法. 2018年，该课题组又基于双羧基硅烷偶联剂GLYMO-IDA-silane通过液相外延法制备了UiO-66-NH2涂层毛细管开管柱[47]，并以其为分离通道建立了氯苯和苯酚类化合物分离的OT-CEC新方法. Sun等[48]也通过液相外延法制备了HKUST-1涂层毛细管开管柱，以该涂层毛细管为分离通道、羧甲基-β-环糊精为手性选择剂建立了分离手性药物普萘洛尔、艾司洛尔、苯磺酸氨氯地平、美托洛尔和索他洛尔的OT-CEC体系. 与裸毛细管相比，HKUST-1的引入显著提高了该体系的手性分离能力. HKUST-1的多孔结构以及其与手性药物之间的π-π、疏水相互作用是提高该体系手性分离能力的关键.

近年来，基于异相成核法制备MOFs的研究引起了广泛的关注. 与传统的溶剂热法相比，在MOFs制备过程中引入成核试剂可以促进MOFs的快速生长，为制备高结晶度的MOFs提供了一种方便快捷的方法. 基于此，我们课题组首次以ZnO纳米颗粒为成核试剂发展了一种在毛细管内原位、快速生长手性Zn-MOF [Zn(s-nip)2]n涂层的新方法[49](如图2所示). 该方法制备过程简单、耗时短，在95 ℃条件下反应1 h即可制得手性MOF [Zn(s-nip)2]n涂层毛细管开管柱. 以所制备的毛细管开管柱为分离通道建立了肾上腺素、异丙肾上腺素和脱氧肾上腺素对映体分离的OT-CEC方法. 此外，非对映异构体麻黄碱和伪麻黄碱、硝基酚同分异构体以及双酚 A 结构类似物也可使用该毛细管开管柱实现良好分离. 该[Zn(s-nip)2]n涂层毛细管开管柱连续运行260次后分离效率未见明显下降，表明该方法所制备的MOFs涂层毛细管开管柱具有优异的稳定性. [Zn(s-nip)2]n涂层毛细管开管柱稳定性优异的可能原因是在以ZnO纳米颗粒为成核试剂制备手性MOF [Zn(s-nip)2]n过程中，ZnO 纳米颗粒不仅可促进有机配体发生去质子化，而且ZnO可与用于制备MOF的前驱体溶液中的H+反应形成锌离子. 因此，ZnO 纳米颗粒与毛细管内壁的结合力主要来源于锌离子和硅羟基之间的静电以及配位作用. 因此，通过该方法制备的MOFs涂层毛细管开管柱具有优异的稳定性. 该工作为发展制备新型MOFs涂层毛细管开管柱方法提供了新的思路，有望用于其他Zn-MOFs涂层毛细管开管柱的制备.

Li等[50]发展了一种通过原位溶剂热反应制备Bio-MOF-1涂层毛细管开管柱的原位生长方法. 制备过程如下：首先将硅烷偶联剂APTES引入毛细管内，制备APTES修饰的毛细管开管柱，随后将Bio-MOF-1的前驱体溶液(二水合醋酸锌、腺嘌呤、4 4'-联苯二甲酸)通入APTES修饰的毛细管开管柱内，在130 ℃下反应24 h，制备Bio-MOF-1涂层毛细管开管柱. 以所制备的毛细管开管柱为分离通道，建立了用于烷基苯、非甾类抗炎药物、磺胺类药物、氨基酸以及多肽分离的OT-CEC方法. 该方法制备的Bio-MOF-1涂层毛细管开管柱具有良好的稳定性，连续使用100次分离效果未见明显下降. 他们还通过将MOF CAU-1分散液与聚合物单体混合后通入毛细管内，通过经毛细管内的原位聚合反应成功制备了MOF CAU-1@聚甲基丙烯酸甲酯复合物(CAU-1@PMMA)涂层毛细管开管柱[51]，并将其应用于芳香酸以及非甾类抗炎药物的分离. 与单独的PMMA毛细管开管柱相比，CAU-1的引入增大了聚合物涂层的比表面积以及电渗流，因而CAU-1@PMMA复合物涂层开管毛细管开管柱具有分离时间短、柱效高和分离效果好等优点.

2 基于MOFs的毛细管柱的应用

2. 1 分离对象

基于MOFs的毛细管柱(包括MOFs整体柱、填充柱和开管柱)的应用如表1所列. 由于MOFs的孔径以及其与芳香化合物之间存在的疏水-疏水相互作用和π-π相互作用等，基于MOFs的毛细管柱在中性芳香化合物分离方面展现出独特的优势. 因此，基于MOFs的毛细管柱的应用主要集中在中性芳香化合物分离方面. 目前已报道的基于MOFs的毛细管柱主要应用于烷基苯类和多环芳烃类化合物的分离. 此外，基于MOFs的毛细管柱还成功应用于酸性化合物(芳香酸类、苯酚类)、碱性化合物(苯胺类)、药物(非甾类抗炎药物和磺胺类药物)以及生物小分子(氨基酸和多肽)等的分离.

表1 MOFs在CEC中的应用Table 1 Application of MOFs in CEC

续表1

MOFs在CEC分离手性化合物方面也有一些报道. 以基于手性MOFs的毛细管柱为分离通道，近年来科研工作者分别建立了分离黄酮类[35]、神经递质类[36,43,49]等手性药物以及氨基酸[39-40]对映体的CEC方法.

2. 2 实际样品分析

迄今为止，基于MOFs的新型毛细管柱的制备以及分离体系的建立已经取得了良好效果，但所建立的体系在通过CEC测定实际样品中微量分析物的研究尚处于初始阶段. Wang等[52]通过化学键合法成功制备了MOF [Cu(mal)(bpy)]涂层毛细管开管柱并以其为分离通道实现了环境水样中三种头孢菌素(头孢匹林、头孢噻呋和头孢克污)的同时分离和检测. 该方法对头孢菌素的检测限为0.1 μg/mL，线性范围为1～100 μg/mL. 随后，Wang等[53]以MOF [Mn(cam)(bpy)]涂层毛细管开管柱为分离通道建立了分离测定磺胺类药物的OT-CEC方法. 10种磺胺类药物可在[Mn(cam)(bpy)]涂层毛细管开管柱上实现基线分离. 检测限均在24.9 ～78.1 μg/L之间，线性范围为1～100 μg/mL或5～100 μg/mL. 该方法已成功应用于自来水和牛奶样品中磺胺类药物的检测. 我们课题组以 ZIF-8涂层毛细管开管柱为分离通道建立了同时分离不同种类化合物的一维OT-CEC方法[37]. 在无需切换缓冲溶液的条件下，6种阳离子分析物(单胺类神经递质及其类似物)和4种中性分析物(黄酮类化合物)在一次运行中即可实现同时基线分离. 该方法已成功应用于尿液中10种目标分析物的分离和测定. 检测限均在0.26～0.52 μg/mL之间，线性范围为1.56～100 μg/mL或0.78～50 μg/mL. 该方法具有良好的分离能力，样品中的内源性干扰物不影响目标分析物的分离和测定. 对10倍稀释尿液样品进行加标回收试验，加标回收率在 92.0%～108.8%之间. Wang等[54]基于牛血清白蛋白(BSA)的静电吸附作用，通过一步法制备了BSA@ZIF-8涂层毛细管开管柱，并结合移动化学反应界面的电泳富集技术. 以该毛细管开管柱为分离通道建立了分离、测定麻黄碱和伪麻黄碱的高灵敏OT-CEC方法，检测限为1.5～2.0 ng/mL. 该方法已成功应用于蜜麻黄样品提取物中麻黄碱和伪麻黄碱的分离和测定.

3 结论和展望

由上述可知，迄今为止的研究表明MOFs 在CEC中具有良好的应用前景并已取得了一定进展. 但相对于数目庞大的MOFs 而言，目前应用于CEC的 MOFs 种类相对较少，这主要受限于毛细管制备过程繁琐、批次之间重现性有待提高、分离机理尚不明确、MOFs自身的紫外吸收产生背景干扰和灵敏度较低难以满足实际样品分析等因素. 为了进一步推动MOFs 在CEC中的应用，我们认为今后的研究应重点围绕以下几展开：(1)针对待分离物质的结构和性质，设计合成可用于制备用于CEC的基于MOFs的毛细管柱的新型MOFs. (2)发展制备过程简单、条件温和的方法用于制备性质稳定、使用寿命长的基于MOFs毛细管柱的制柱技术. (3)深入研究基于MOFs的毛细管柱的分离机理，为合成用于CEC的新型MOFs、制备性能优异的基于MOFs的毛细管柱提供理论指导. (4)建立基于MOFs的分离能力强、灵敏度高的CEC新体系并开展其应用研究特别是在手性物质分离和生命分析化学中的应用研究.