低盐条件下SDS对罗非鱼肌球蛋白热聚集的抑制及其机理

周春霞，冯 瑞，李 婷，杨 萍，洪鹏志

低盐条件下SDS对罗非鱼肌球蛋白热聚集的抑制及其机理

周春霞1,2，冯 瑞1，李 婷1，杨 萍1,2，洪鹏志1,2

（1. 广东海洋大学食品科技学院 // 广东省水产品加工与安全重点实验室 // 广东省海洋食品工程技术研究中心，广东 湛江 524088；2. 南方海洋科学与工程广东省实验室（湛江），广东 湛江 524088）

【目的】探讨十二烷基硫酸钠（sodium dodecyl sulfate，SDS）对低盐条件下肌球蛋白热聚集的抑制效果及机理。【方法】提取罗非鱼（）肌球蛋白，比较精氨酸、蔗糖和SDS对肌球蛋白热聚集的抑制效果，确定添加3 mmol/L的SDS，进一步分析0 ~ 150 mmol/L KCl的低盐条件下，热处理（50 ℃，30 min）对肌球蛋白体系浊度、溶解度、分子结构及粒度分布的影响。【结果】在实验盐浓度范围内，肌球蛋白溶解性差，体系浑浊，经热处理后溶解度明显下降（< 0.05），表面疏水性增大，α-螺旋含量减小（< 0.05），肌球蛋白分子热变性聚集明显；添加SDS后，表面疏水性增大（< 0.05），微量SDS与肌球蛋白产生特异性结合，导致纤丝解离，分子间静电斥力增加，平均粒径减小（< 0.05），在1 ~ 100 mmol/L KCl范围内溶解度明显增大（< 0.05），SDS对肌球蛋白的增溶效果明显；SDS-肌球蛋白亲水复合体经热处理后分子进一步展开，表面疏水性明显增大（< 0.05），体系仍然澄清透明，分子间无明显的热聚集。【结论】SDS可抑制肌球蛋白的热聚集，其抑制机理与低离子强度下SDS与蛋白分子间通过静电和疏水相互作用结合导致肌球蛋白纤丝解离有关。

罗非鱼；肌球蛋白；SDS；低盐浓度；热聚集；静电相互作用；疏水相互作用

肌球蛋白是水产和陆地动物肉类蛋白质的重要成分，鱼肌球蛋白占鱼肌肉肌原纤维蛋白的55% ~ 60%[1]。肌球蛋白分子是长型不对称结构，由两条重链和两对轻链构成，两条重链的N-端区域与轻链结合形成球状头部，两条重链的C-端折叠形成α-螺旋的长杆状尾部[2]。在体外低离子强度（< 0.2 mol/L KCl）条件下，肌球蛋白分子聚集成纤丝，呈不溶状态[1, 3]，但与陆地动物肉类蛋白相比，鱼肌球蛋白热稳定性差，热处理极易导致聚集沉淀。通常，球蛋白热变性过程涉及分子的展开、内部疏水基团的暴露，分子间强的疏水相互作用导致蛋白质聚集[4]。因此，如何提高肌球蛋白在低盐条件下的溶解性，改善体系的热稳定性，是蛋白质化学领域关注的问题之一。目前，关于蛋白质溶解性和热稳定性改善的研究较多，最常用的是添加小分子稳定剂，如使用有机渗透剂[5]、氨基酸[6]、表面活性剂[7-15]等增加溶解性和抑制蛋白质的热变性聚集。

表面活性剂具有独特的两亲性，可能通过静电相互作用或疏水相互作用与蛋白质分子侧链氨基酸特异性结合，降低蛋白质分子间的结合作用，改善蛋白质的热稳定性[7-10]，但这种特异性结合作用与表面活性剂类型、浓度和环境条件等密切相关。通常，非离子型表面活性剂与蛋白质分子的相互作用较弱，而离子型表面活性剂与蛋白质分子的相互作用较强，对蛋白质热变性聚集的抑制更为有效[9,11]。SDS是典型的阴离子表面活性剂，在极低浓度下不会形成胶束，以单体形式在牛血清白蛋白（bovine serum albumin，BSA）分子特定的非极性基团和带正电基团之间形成桥键，在热处理（65 ℃，30 min）中保护蛋白质分子的二级结构[7]，且这种保护效应在热处理温度达到85℃时仍起作用[8]，而相同热处理条件下阳离子表面活性剂对BSA分子的二级结构无保护作用[7]。SDS亦可提高牛乳清蛋白和酪蛋白的热稳定性[9]。少量SDS可诱导酪蛋白胶束解离和分子部分展开，随着SDS浓度的增加，展开的多肽链重新折叠成新的小分子SDS-酪蛋白复合体，分子呈熔球态，由此抑制酪蛋白的热变性自组装[12]。此外，不同阴离子表面活性剂对蛋白质热变性的抑制效果不同，SDS、硬脂酰2-乳酸钠和双乙酰酒石酸单甘酯均可提高乳清蛋白的热变性温度，比较而言，SDS和硬脂酰2-乳酸钠的抑制效果更佳[13]。在大量传统表面活性剂研究的基础上，也逐渐引入新型功能表面活性剂和生物表面活性剂等。与单链阳离子表面活性剂相比，新型双子表面活性剂与BSA的结合更强[14]。但相关研究主要集中在BSA[7-8,10,14]、乳蛋白[9,12-13,16]、鸡蛋蛋白[11]和大豆蛋白[15]等，与水产蛋白相关的报道极少。因此，本研究在溶解性和热稳定性较差的低盐浓度（≤0.15 mmol/L KCl）条件下，分析SDS对罗非鱼肌球蛋白热变聚集的影响及机理，为鱼蛋白在低盐条件下的增溶和稳态化研究提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

鲜活罗非鱼（）体质量（900±100）g，购自湛江当地菜市场，迅速带回实验室，取背部白肉，分装，‒75 ℃储存备用；三羟基甲基氨基甲烷 [tris-(hydroxymethyl)-aminomethane，Tris]、蔗糖，广州化学试剂厂；磷酸氢二钠、磷酸二氢钠、脲、十二烷基硫酸钠（sodium dodecyl sulfate，SDS），广东光华科技股份有限公司；氯化钾、六水合氯化镁、硫酸铵，购于广州化学试剂厂；5-腺苷三磷酸二钠盐（adenosine-5′-disodium triphosphate hydrate，ATP）、二硫苏糖醇（dithiothreitol，DTT）、马来酸（maleic acid，MA），广州齐云生物科技有限公司；乙二醇-双-(2-氨基乙醚)四乙酸 [ethylene glycol-bis-(2-aminoethy lether)- N,N,N′,N′-tetraacetic acid，EGTA]，上海源叶生物科技有限公司；快速Lowry法蛋白含量测定试剂盒（2000T），上海荔达生物科技有限公司；精氨酸 [-(+)-arginine]，日本TCI公司；8-苯胺基-1-萘磺酸（8-anilino-1-naphthalenesulfonic acid，ANS），美国SIGMA公司。以上化学试剂均为分析纯。

1.2 仪器与设备

PHS-3C数显pH计，上海雷磁仪器厂；UV-2550型紫外分光光度计，日本岛津公司；Chirascan圆二色谱仪，英国应用光物理公司；Zetasizer Nano纳米粒度分析仪，英国马尔文仪器有限公司；RF-5301P荧光分光光度计，日本岛津公司。

1.3 方法

1.3.1 肌球蛋白的提取 参照Hwang等[16]的方法并进行了改进。提取过程中所有操作均在4 ℃条件下进行，所有溶液均预先配制并冷却到4℃。取搅碎的鱼肉500 g，加入2 500 mL磷酸盐缓冲液A（20 mmol/L Na2HPO4-NaH2PO4，pH 7.0，0.2 g/L NaN3），高速匀浆（20 000 r/min，30 s），浸提15 min后离心（5 500，10 min），取沉淀重复上述过程2次。最后所得沉淀中加入3倍体积的提取液B（0.45 mol/L KCl，5 mmol/L ATP，7.5 mmol/L MgCl2，0.15 mmol/L DTT，pH 6.4），搅打15 min，离心（10 000，10 min）。用四层纱布过滤上清液，取滤液用9倍蒸馏水稀释，静置10 min后离心（6 000，10 min）得到沉淀。沉淀中加入1/5倍体积的缓冲液C（0.12 mol/L Tris-MA，3 mol/L KCl，0.6 mmol/L DTT，pH 7.5），混匀后放置2 h，混合体系中添加1/10倍体积的溶液D（0.11 mol/L ATP，55 mmol/L MgCl2，5.5 mmol/L EGTA，pH 7.5），搅拌1 h。加入硫酸铵至其饱和度40%时离心（10 000，15 min）取上清液，在上清液中继续加硫酸铵至饱和度45%时离心（10 000，15 min）取沉淀。沉淀于透析液E（20 mmol/L PBS，0.6 mol/L KCl，0.1 mmol/L DTT，pH 7.0）中透析至无SO42-检出，最后高速离心（50 000，60 min），所得上清液即为肌球蛋白溶液。采用Lowry法试剂盒检测蛋白质含量，通过SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳和凝胶成像系统计算蛋白质纯度为93%。

1.3.2 肌球蛋白溶液的制备及热处理 将提取的肌球蛋白溶液分成5组，分别用含1、20、50、100、150 mmol/L KCl的缓冲液（20 mmol/L Tris-HCl，pH 7.0）透析24 h（4 ℃），采用Lowry法试剂盒检测其蛋白质含量，并用对应盐浓度的透析液稀释至2.0 mg/mL。在3种添加剂对热聚集抑制的比较实验中，选取含1、150 mmol/L KCl的肌球蛋白溶液，分别加入0 ~ 10 mmol/L的精氨酸、蔗糖和SDS，根据低盐条件下肌球蛋白的热变性温度选取50 ℃温和热处理，保温30 min后迅速取出在冰水中冷却至4 ℃备用。在SDS抑制效果及机理实验中，不同盐浓度的蛋白溶液分成4组，分别进行以下处理：1）对照组，未处理；2）热处理组，50 ℃热处理30 min；3）SDS组，添加3 mmol/L SDS；4）SDS-热处理组，添加3 mmol/L SDS，50 ℃热处理30 min。迅速取出在冰水中冷却至4 ℃备用。

1.3.3 浊度和溶解度的测定 经不同处理的蛋白溶液（2.0 mg/mL）室温下拍摄实物图。参照Hemung和Yongsawatdigul[17]的方法，另取适量蛋白样液用对应缓冲液稀释至0.5 mg/mL，以溶液在350 nm波长处的光密度（OD350nm）表示蛋白样品的浊度。

取不同处理的肌球蛋白溶液离心（50 000，15 min，4 ℃）取上清液，采用Lowry法检测其蛋白含量。溶解度按离心所得上清液蛋白浓度占未处理前溶液中总蛋白浓度的百分比计算。

1.3.4 表面疏水性的测定 用ANS荧光探针法[18]检测可溶性肌球蛋白的表面疏水性。将不同方法处理的可溶性肌球蛋白溶液逐步稀释（0.5、0.25、0.125、0.062 5 mg/mL），取不同浓度的溶液各4 mL，分别加入20 μL的ANS溶液（8.0 mmol/L ANS，0.01 mol/L Tris-HCl，pH 7.0），混匀后静置10 min（避光），测定样品的荧光强度（FI）。实验中所用的激发波长和发射波长分别为374 nm和485 nm，狭缝宽为5 nm。样品的FI值减去各样品溶液未加探针时的FI值即为蛋白质的相对荧光强度值（RFI）。以RFI值对蛋白质浓度作图，其初始段的斜率作为蛋白质的表面疏水性指标（ANS-0）。

1.3.5 二级结构的分析 将不同处理前后的肌球蛋白溶液用对应缓冲液稀释至100 μg/mL，进行圆二色谱测定。波长扫描范围为190 ~ 260 nm，样品池光径为1 mm，测量温度为4 ℃，测定分辨率为0.5 mm，扫描速度为100 nm/min，灵敏度为 20 mdeg，响应时间为0.25 s，以未添加肌球蛋白的缓冲液作空白，实验值为3次扫描的均值，α-螺旋含量（比例）计算[19]：

[]222= []obs× 1 000 ×w/(×)， （1）

α-螺旋比例(%) = []222× 100 / (‒40 000)，（2）

式中，[]obs为222 nm处的椭圆率，mdeg；[]222为222 nm处的摩尔椭圆率，(°)·cm2·dmol-1；w为肌球蛋白的平均残基分子质量，取115 g/mol；为肌球蛋白质量浓度，mg/mL；为比色皿光程长度，cm。

1.3.6 平均粒径测定 采用Zetasizer Nano纳米粒度分析仪，利用动态光散射技术（dynamic light scattering，DLS），采用He-Ne激光在633 nm下对不同处理的肌球蛋白（1.0 mg/mL）进行平均粒径测定，采用90°散射角对样品进行除尘。样品注入样品池中，稳定1 min后在室温下进行测试。

1.4 统计分析

所有实验从肌球蛋白提取开始重复3次，每个样品测量也重复3次以上。使用JMP 7.0软件进行方差分析（ANOVA），并用新复极差法（shortest significant ranges，SSR）进行多重比较；采用Origin 7.5软件对各指标变化趋势作图。

2 结果与讨论

2.1 3种添加剂对肌球蛋白热聚集的抑制效果比较

固定肌球蛋白浓度2.0 mg/mL，在两种代表性的盐浓度条件下，精氨酸、蔗糖和SDS的添加量（0 ~ 10 mmol/L）对热诱导（50 ℃，30 min）肌球蛋白溶解度的影响结果如图1。

由图1可知，在实验范围内，添加精氨酸和蔗糖的蛋白体系，随着添加量的增大，热处理后溶解度的增加不大，表明蔗糖和精氨酸对肌球蛋白热聚集抑制作用不明显，而添加SDS后溶解度明显增大（< 0.05）。在1 mmol/L KCl溶液中，肌球蛋白分子聚集呈纤丝状态[3]，体系的热稳定性差，热处理后可溶性蛋白含量低于10%，而添加SDS后，溶解度迅速增大（< 0.05），当添加量达3 mmol/L后变化趋于稳定，表明SDS可明显抑制低离子强度下肌球蛋白的热聚集。SDS是阴离子表面活性剂，在浓度极低（如1 mmol/L）时不能形成胶束，也不能在蛋白质分子表面形成聚集体[7-8,20]，而以单体形式在蛋白质分子特定作用位点间形成桥键，即十二烷基硫酸根离子的头部与蛋白质分子表面带正电基团通过静电作用结合，非极性尾部与蛋白质分子表面特定的非极性基团通过疏水作用结合，由此抑制分子间的聚集，在热变性[7-8,13]和脲变性[10,20]中保护蛋白质分子结构，但这种特异性结合作用与表面活性剂类型、浓度和环境条件等密切相关。一方面，随着浓度的增加，单体阴离子表面活性剂与蛋白质分子的特异性结合可能转变成表面聚集，甚至形成胶束，由此可能保护或破坏蛋白质分子的稳定性[13]；另一方面，随着离子强度的增加，离子型表面活性剂与蛋白质分子间的相互作用减弱[13]，SDS的电性和水化作用被破坏，反离子结合度增大，加剧了胶束的形成[21]。因此，本研究中，当KCl浓度为150 mmol/L时，SDS的添加量对热诱导肌球蛋白体系溶解度的影响与1 mmol/L KCl条件下的变化相似，但抑制效果明显减弱。为此，选择SDS添加量为3 mmol/L，进一步实验其对低盐条件（1～150 mmol/L KCl）下肌球蛋白热聚集的抑制及机理。

2.2 SDS对热处理前后肌球蛋白体系浊度和溶解度的影响

在不同盐浓度的肌球蛋白溶液中添加3 mmol/L SDS，试验温和热处理（50℃，30 min）对肌球蛋白体系浊度和溶解度的影响如图2所示。图2可见，随着盐浓度的增加，体系浊度下降，可检测的浊度值减小（< 0.05），但在实验KCl浓度范围内，肌球蛋白溶解度较低，体系浑浊；热处理后浊度明显增大，溶解度下降（<0.05），可溶性蛋白的含量低于10%，且伴随有不透明弱凝胶形成的趋势，表明在低离子强度下肌球蛋白分子发生了明显的热聚集；添加3 mmol/L SDS后，体系变得澄清，在1 ~ 100 mmol/L KCl范围内，浊度明显下降，溶解度增加（< 0.05），表明SDS对肌球蛋白增溶效果明显，少量阴离子表面活性剂与蛋白质分子通过静电作用和疏水作用产生特异性结合[7-8]，形成带负电荷的亲水复合体，分子间静电斥力增加，抑制肌球蛋白纤丝的形成[1, 22]；SDS-肌球蛋白复合体经热处理后，体系仍然澄清透明，可溶性蛋白含量甚至高于对照组（1 ~ 100 mmol/L KCl），表明低盐条件下SDS对肌球蛋白有增溶和抑制热聚集的效果，与SDS对BSA[7-8]、乳清蛋白[9,13]、大豆11S蛋白[15]等热稳定性的影响类似，微量阴离子表面活性剂可抑制蛋白分子间的热聚集[7,10,13]，但抑制效果随盐浓度的增加而减弱[13]。当KCl浓度增至150 mmol/L时，与热处理组比较，添加SDS的热处理组体系浊度明显下降（< 0.05），溶解度增加（< 0.05），但溶液发生明显的絮凝，且聚集的状态与直接热处理体系浑浊的状态不同（图2 a），由此表明，微量SDS可能导致肌球蛋白的热聚集机制发生变化。因此，微量SDS与蛋白质分子间的特异性结合对肌球蛋白体系有明显的增溶和热聚集抑制作用，这种增溶和保护效应随离子强度的增加而减弱。

图（a）中的1、2、3、4分别为对照组、热处理组、SDS组和SDS-热处理组；图（b）和（c）中不同大写字母表示同一盐浓度样品不同处理组间的比较，不同小写字母表示相同处理方式的不同盐浓度样品间的比较，凡含一个相同字母，则差异无统计学意义（P > 0.05）

2.3 SDS对热处理前后肌球蛋白疏水性的影响

8-苯胺基-1-萘磺酸（ANS）是一种带负电荷的疏水探针，可通过疏水作用和静电作用与蛋白质表面疏水基团结合，由此检测蛋白质分子表面疏水性的变化，探讨可溶性肌球蛋白球状头部三级结构的变化[18]。如图3所示，在实验范围内，各实验组可溶性肌球蛋白ANS0值均随离子强度的增加而增大，分析可能与中性盐的添加导致肌球蛋白表面疏水区域暴露[22-23]及不同离子强度下肌球蛋白分子的聚集状态有关。在1 mmol/L KCl溶液中，肌球蛋白分子聚集呈纤丝[3]，溶解性较低，热诱导不能充分展开的肌球蛋白纤丝直接聚集[24]，表面疏水性下降；而随着盐浓度的增加，蛋白质分子间静电相互作用被破坏，肌球蛋白纤丝部分解离[1,3]，疏水基团暴露，结合更多的ANS探针，当体系KCl浓度为150 mmol/L时，肌球蛋白的溶解性和表面疏水性明显增加（< 0.05），热诱导分子结构展开，分子间强的疏水相互作用导致其聚集，溶解度下降（图2 c），未沉淀的可溶性蛋白组分表面疏水性增加（< 0.05）。添加3 mmol/L的SDS后，可溶性肌球蛋白分子的表面疏水性较对照组明显增大（<0.05），可能与SDS诱导的肌球蛋白纤丝解离及疏水基团的暴露有关。SDS与蛋白质分子特异性的结合可能导致多肽链升展[12, 23, 25]，疏水基团暴露，肌球蛋白纤丝逐渐解离，溶解度增加（图2 c），SDS-肌球蛋白亲水复合体经热处理后，解离的肌球蛋白重链头部进一步展开，更多的疏水基团暴露于表面，导致可溶性蛋白（1 ~ 100 mmol/L KCl）的ANS-0值进一步增大（< 0.05）。因此，蛋白质三级结构对SDS的存在极为敏感，疏水基团暴露，阴离子表面活性剂与肌球蛋白分子的特异性结合导致纤丝解离，肌球蛋白的溶解性和热稳定性增强。

2.4 SDS对热处理前后肌球蛋白α-螺旋含量的影响

肌球蛋白分子包含棒状尾部和球状头部，棒状尾部由α-螺旋构成[1]。α-螺旋结构主要靠多肽链上羰基（—CO）和氨基（—NH）之间的氢键维持[26]，其含量变化可反映肌球蛋白分子棒状尾部的变化。由图4可知，在实验范围内，随着盐浓度的增大，肌球蛋白α-螺旋含量增加；热处理后，肌球蛋白分子尾部螺旋结构展开，α-螺旋含量减小（< 0.05）；添加SDS后，分子疏水基团暴露，肌球蛋白与SDS因疏水相互作用和静电相互作用形成表面带负电荷的亲水复合体，导致蛋白质分子内部氢键断裂[7,27]，二级结构被破坏，α-螺旋含量减少，且随着离子强度的增加，SDS导致的肌球蛋白α-螺旋结构损失更为明显。但在1 mmol/L KCl溶液中，添加SDS后α-螺旋含量增加（< 0.05），可能与SDS导致的肌球蛋白纤丝解离和溶解度增加有关，也有报道SDS可使BSA的α-螺旋结构含量增加[12,27]。在1～100 mmol/L KCl范围内，增溶后的SDS-肌球蛋白溶液经热处理后，α-螺旋含量下降，但与未添加SDS的热处理组比较，α-螺旋含量明显增加（< 0.05），表明热处理过程中SDS可较好地保护肌球蛋白的二级结构，与SDS对BSA[7-8]、乳清蛋白[9]、大豆11S蛋白[15]等热处理过程中二级结构的保护类似，SDS以单体形式在蛋白质分子特定作用位点间形成桥键[7-8,10]，抑制蛋白质分子聚集，而150 mmol/L KCl下，SDS的添加对热处理中肌球蛋白二级结构无保护作用。因此，SDS的添加可较好地保护低离子强度下肌球蛋白的二级结构，但这种保护效果随盐浓度的增加而减弱。

不同大写字母表示同一盐浓度样品经不同处理的差异显著（P < 0.05），不同小写字母表示相同处理方式的不同盐浓度样品差异显著（P < 0.05）。

不同大写字母表示同一盐浓度样品不同处理组间的比较，不同小写字母表示相同处理方式的不同盐浓度样品间的比较，凡含一个相同字母则差异无统计学意义（P > 0.05）

2.5 SDS对热处理前后肌球蛋白平均粒径的影响

热处理可诱导肌球蛋白分子聚集，因此可通过粒径分布表示肌球蛋白在溶液中的分散和溶解[4]。SDS对热处理前后肌球蛋白平均粒径大小的影响如图5所示。

不同大写字母表示同一盐浓度样品不同处理组间的比较，不同小写字母表示相同处理方式的不同盐浓度样品间的比较，凡含一个相同字母则差异无统计学意义（P > 0.05）

图5可见，在1 ~ 50 mmol/L KCl范围内，肌球蛋白分子聚集，呈纤丝[3]，粒径较大，肌球蛋白纤丝热处理过程中分子头部不能充分展开和相互作用[24]，分子表面疏水性增加不明显（图3），纤丝迅速聚集形成大的聚集体，平均粒径显著增大（< 0.05），体系明显浑浊（图1），且粒度分布曲线呈单峰（分布图未列出）。而在高盐条件（> 0.3 mol/L KCl）下，粒度分布曲线呈双峰，肌球蛋白单体和纤丝共存，其比例取决于环境条件[28]。随着离子强度的增加，盐离子的作用导致肌球蛋白纤丝部分解离[1,3]，体系逐渐分散和溶解，分子粒径及热聚集体的粒径也会相应减小（< 0.05）。添加3 mmol/L SDS后，肌球蛋白溶液澄清透明，蛋白质平均粒径与对照组和热处理组相比显著降低（<0.05），且经热处理后体系仍然澄清，平均粒径较热处理前变化不明显，但与未经热处理的对照组相比，平均粒径较对照组明显减小（<0.05），由此进一步表明SDS的添加导致了低离子强度下的肌球蛋白纤丝解离，SDS-肌球蛋白分子间静电斥力增加，明显抑制了分子间的热聚集。结合SDS对热诱导肌球蛋白分子二级和三级结构的变化分析，SDS的增溶及热稳定效应与SDS和蛋白分子间的静电作用与疏水作用导致纤丝解离及分子构象的变化有关。

3 结论

在低盐（≤150 mmol/L KCl）条件下，肌球蛋白分子热变性聚集明显，体系伴随有弱热凝胶形成的趋势，肌球蛋白的溶解性和热稳定性极差。SDS的添加能有效抑制肌球蛋白的热聚集，而蔗糖和精氨酸的添加对热聚集的抑制效果不明显。微量SDS以单体形式在蛋白分子特定作用位点间通过静电和疏水相互作用结合形成桥键，导致肌球蛋白纤丝解离成单体，肌球蛋白分子三级结构明显改变，表面疏水基团暴露，二级结构保留较好，表面带负电荷的SDS-肌球蛋白复合体形成，分子间静电斥力增加，对体系有明显的增溶和热聚集抑制作用，但由于离子型表面活性剂本身性质的影响，这种增溶和保护效应随离子强度的增加而减弱。研究结果为肌球蛋白的增溶和稳态化提供了理论参考。

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Inhibition and Mechanism of SDS onThermalAggregation of Tilapia Myosinat Low Salt Concentrations

HOU Chun-xia1,2, FENG Rui1, LI Ting1, YANG Ping1,2, HONG Peng-zhi1,2

（1.,////,524088,; 2.(),524088,）

【Objective】To study the inhibitory effect and mechanism of sodium dodecyl sulfate (SDS) on the thermal aggregation of myosin under low salt condition.【Methods】Myosin was extracted from tilapia () muscle, and sucrose,-arginine, and SDS were added to the myosin dispersion followed by heating at 50 °C for 30 min, and the inhibitory effect on the thermal aggregation of myosin was compared. Comparative experiments determined that 3 mmol/L SDS was added in further study, and the effect of SDS on heat-induced aggregation of myosin was investigated in terms of turbidity, solubility, molecular structure and particle size distribution at lowKCl concentrations from 1 to 150 mmol/L.【Results】 In low salt concentrations, there was poor solubility and turbid solution of myosin. After heating at 50 °C for 30 min, the myosin dispersion exhibited significant thermal denaturation and aggregation as showed by a significant decrease in the solubility (< 0.05), and this was accompanied by an increase of surface hydrophobicity and loss of α-helix content (< 0.05). However, addition of 3 mmol/L SDS promoted a specific role between SDS and protein molecules, and resulted in the depolymerization of myosin filament, surface hydrophobicity of myosin monomer increased significantly (< 0.05) and electrostatic repulsion between molecules was enhanced. As compared to unheated myosin, the average particle size of myosin significantly decreased (< 0.05) and the solubility increased significantly (< 0.05), which indicated solubilization effect of myosin by SDS in 1‒100 mmol/L KCl solution. Even after heat treatment, the hydrophilic SDS-myosin complex solution was still clear and transparent with further unfolding and increased surface hydrophobicity (<0.05), which indicated there was no significant thermal aggregation among the myosin molecules.【Conclusion】SDS can suppress the thermal aggregation of myosin at low salt concentrations, and the mechanism of the inhibitory is related to the depolymerization of myosin filament due to a specific role between SDS and protein molecules through electrostatic and hydrophobic interactions.

; myosin; SDS; low salt concentration; thermal aggregation; electrostatic interactions; hydrophobic interactions

Q51；TS254.1

A

1673-9159（2020）04-0082-08

10.3969/j.issn.1673-9159.2020.04.012

2020-03-05

广东省现代农业产业技术体系创新团队建设项目（2019KJ150）；南方海洋科学与工程广东省实验室（湛江）资助项目（ZJW-2019-07）

周春霞（1979―），女，副教授，研究方向为水产品高值化加工与利用。E-mail：zhoucx@gdou.edu.cn

洪鹏志（1966—），男，教授，研究方向为水产品高值化加工与利用。E-mail：hongpz@gdou.edu.cn

周春霞，冯瑞，李婷，等. 低盐条件下SDS对罗非鱼肌球蛋白热聚集的抑制及其机理[J]. 广东海洋大学学报，2020，40（4）：82-89.

（责任编辑：刘庆颖）